Ацилгомосеринлактоны как регуляторы урожайности и стрессоустойчивости сельскохозяйственных культур (обзор)

Ацилгомосеринлактоны как регуляторы урожайности и стрессоустойчивости сельскохозяйственных культур (обзор)

Автор: Бабенко Л.М., Романенко Е.А., Юнгин О.С., Косаковская И.В.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Обзоры, проблемы

Статья в выпуске: 1 т.56, 2021 года.

Бесплатный доступ

Ацилгомосеринлактоны (АГЛ) - класс молекул медиаторов, координирующих активность клеток в популяции грамотрицательных бактерий. АГЛ синхронизируют индивидуальные клеточные геномы, благодаря чему бактериальная популяция функционирует как многоклеточный организм. Они обеспечивают дистанционный сигналинг между бактериями - колонизаторами фитосферы, что позволяет популяции реагировать на внешний сигналинг и устанавливать симбиотические либо антагонистические отношения с растением-хозяином (A.R. Stacy с соавт., 2018; А. Shrestha с соавт., 2020). Ауторецепция количественных параметров бактериальной популяции называется «quorum sensing» (QS) (R.G. Abisado с соавт., 2018). QS-системы образуют сигнальные молекулы аутоиндукторы, легко проникающие из клеток в окружающую среду и обратно в клетку (M.B. Miller с соавт., 2001; B. Bassler, 2002). Системам QS принадлежит ключевая роль в регуляции метаболических и физиологических процессов, происходящих в бактериальной клетке (M. Frederix с соавт., 2011; M. Whiteley с соавт., 2017). Бактериальный сигналинг воспринимается эукариотами, которые образуют симбиоз с микробными сообществами (S.T. Schenk с соавт., 2015; Л.М. Бабенко с соавт., 2016, 2017). Рост и развитие растения, ассимиляция питательных веществ, стрессоустойчивость во многом определяются характером такого взаимодействия (H.P. Bais с соавт., 2006; R. Ortíz-Castro с соавт., 2009; S. Basu с соавт., 2017). Управлять бактериальным сигналингом растению позволяет система «quorum quenching» (QQ) (N. Calatrava-Morales с соавт., 2018), механизм действия которой состоит в подавлении растительными метаболитами синтеза АГЛ, конкуренции с АГЛ за связывание с рецепторными белками, репрессии QS-контролируемых генов (H. Zhu с соавт., 2008; R. Sarkar с соавт., 2015). Однако в настоящее время молекулярные механизмы, с помощью которых растения реагируют на бактериальный сигналинг, до конца не выяснены. Часть метаболитов АГЛ-сигналинга охарактеризованы, однако их роль в химическом взаимодействии партнеров в большинстве случаев требует дальнейшего изучения. Показано, что явление QS и его участники причастны к регуляции взаимодействий между про- и эукариотами, в том числе к формированию биопленок, синтезу фитогормонов, трансферу плазмид, продукции факторов вирулентности, биолюминесценции, споруляции, образованию клубеньков (Л.М. Бабенко с соавт., 2017). Различия в строении молекул обеспечивают распознавание бактериями собственных АГЛ и отделение чужеродных. Перенос АГЛ от бактерии к растению-хозяину осуществляется при помощи мембранных везикул (M. Toyofuku, 2019). В последние годы активно изучаются генетика, геномика, биохимия и сигнальное разнообразие молекул QS. Регулирование функций ризосферы - наиболее динамичного сайта взаимодействия растения и ассоциированной с ним микрофлоры с участием АГЛ приобретает особое значение при разработке новых биотехнологических подходов, направленных на повышение урожайности и стрессоустойчивости аграрных культур. Одна из эффективных технологий повышения устойчивости к биотическим и абиотическим стрессам - предпосевная обработка (праймирование) семян (А. Shrestha с соавт., 2020). Установлены прямые (направленные на растения) и косвенные (через ризосферную микрофлору) эффекты АГЛ-праймирования (O.V. Moshynets с соавт., 2019). Праймирование АГЛ индуцирует усиление роста растений, повышение содержания фотосинтетических пигментов, вызывает изменения в балансе эндогенных фитогормонов в органах и тканях, влияет на формирование механизмов защиты (A. Schikora с соавт., 2016; А. Shrestha с соавт., 2020). АГЛ, отвечающие требованиям интенсивного органического земледелия, позиционируются как перспективные экологические фитостимуляторы и фитомодуляторы, способные повысить количество и качество сельскохозяйственной продукции.

Еще

Ацилгомосеринлактоны, quorum sensing (qs), quorum quenching (qq), растительно-микробный сигналинг, агл-праймирование, агл-мимикрия, фитостимуляторы, фитомодуляторы, стрессоустойчивость

Короткий адрес: https://sciup.org/142229465

IDR: 142229465   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2021.1.3rus

Список литературы Ацилгомосеринлактоны как регуляторы урожайности и стрессоустойчивости сельскохозяйственных культур (обзор)

  • Thuiller W., Lavorel S., Araüjo M., Sykes M., Prentice I.C. Climate change threats to plant diversity in Europe. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2005, 102(23): 8245-8250 (doi: 10.1073/pnas.0409902102).
  • Hsu J.S., Powell J., Adler P.B. Sensitivity of mean annual primary production to precipitation. Global Change Biology, 2012, 18(7): 2246-2255 (doi: 10.1111/j.1365-2486.2012.02687.x).
  • Моргун В.В., Кiрiзiй Д.А. Перспективи та сучасш стратеги полшшення фiзiологiчних ознак пшенищ для пщвищення ii продуктивность Физиология и биохимия культурных растений, 2012, 44(6): 463-483.
  • Sharma A., Kumar V., Shahzad B., Tanveer M., Sidhu G.P.S., Handa N., Kohli S.K., Yadav P., Bali A.S., Parihar R.D., Dar O.I., Singh K., Jasrotia S., Bakshi P., Ramakrishnan M., Kumar S., Bhardwaj R., Thukral A.K. Worldwide pesticide usage and its impacts on ecosystem. SN Applied Sciences, 2019, 1: 1446 (doi: 10.1007/s42452-019-1485-1).
  • Stamenkovic S., Beskoski V., Karabegovic I., Lazic M., Nikolic N. Microbial fertilizers: a comprehensive review of current findings and future perspectives. Spanish Journal of Agricultural Research, 2018, 16(1): e09R01 (doi: 10.5424/sjar/2018161-12117). '
  • Floryszak-Wieczorek J., Arasimowicz-Jelonek M., Abramowski D. BABA-primed defense responses to Phytophthora infestans in the next vegetative progeny of potato. Frontiers in Plant Science, 2015, 6: 844 (doi: 10.3389/fpls.2015.00844).
  • Schenk S.T., Schikora A. AHL-priming function via oxylipin and salicylic acid. Frontiers in Plant Science, 2015, 5: 784 (doi: 10.3389/fpls.2014.00784).
  • Moshynets O.V., Babenko L.M., Rogalsky S.P., Iungin O.S., Foster J., Kosakivska I.V., Potters G., Spiers A.J. Priming winter wheat seeds with the bacterial quorum sensing signal N-hex-anoyl-L-homoserine lactone (C6-HSL) shows potential to improve plant growth and seed yield. PLoS ONE, 2019, 14(2): e0209460 (doi: 10.1371/journal.pone.0209460).
  • Paradikovic N., Vinkovic T., Vrcek I.V., Tkalec M. Natural biostimulants reduce the incidence of BER in sweet yellow pepper plants (Capsicum annuum L.). Agricultural and Food Science, 2013, 22(2): 307-317 (doi: 10.23986/afsci.7354).
  • Maksimov I.V., Yarullina L.G., Surina O.B. The effect of exogenous phytohormones on resistance of wheat calluses to Tilletia caries (D.C.) Tul. & C. Tul. American Journal of Plant Sciences, 2014, 5(12): 1745-1754 (doi: 10.4236/ajps.2014.512189).
  • Tsygankova V., Shysha E., Andrusevich Y., Galkin A., Iutynska G., Yemets A., Blume Y. Using of new microbial biostimulants for obtaining in vitro new lines of Triticum aestivum L. cells resistant to nematode H. avenae. European Journal of Biotechnology and Bioscience, 2016, 4(4): 41-53.
  • Abisado R.G., Benomar S., Klaus J.R., Dandekar A.A., Chandler J.R. Bacterial quorum sensing and microbial community interactions. mBio, 2018, 9(3): e02331-17 (doi: 10.1128/mBio.02331-17).
  • Chagas F.O., Pessotti R.C., Caraballo-Rodriguez A.M., Pupo M.T. Chemical signaling involved in plant-microbe interactions. Chemical Society Reviews, 2018, 47(5): 1652-1704 (doi: 10.1039/C7CS00343A).
  • Bassler B. Small talk. Cell-to-cell communication in bacteria. Cell, 2002, 109(4): 421-424 (doi: 10.1016/S0092-8674(02)00749-3).
  • Miller M.B., Bassler B.L. Quorum sensing in bacteria. Annual Review of Microbiology, 2001, 55: 165-199 (doi: 10.1146/annurev.micro.55.1.165).
  • Frederix M., Downie A.J. Quorum sensing: regulating the regulators. Advances in Microbial Physiology, 2011, 58: 23-80 (doi: 10.1016/B978-0-12-381043-4.00002-7).
  • Whiteley M., Diggle S.P., Greenberg E.P. Progress in and promise of bacterial quorum sensing research. Nature, 2017, 551(7680): 313-320 (doi: 10.1038/nature24624).
  • Schikora A., Schenk S.T., Stein E., Molitor A., Zuccaro A., Kogel K.-H. N-acyl-homoserine lactone confers resistance toward biotrophic and hemibiotrophic pathogens via altered activation of AtMPK6. Plant Physiology, 2011, 157(3): 1407-1418 (doi: 10.1104/pp.111.180604).
  • Schikora A., Schenk S.T., Hartmann A. Beneficial effects of bacteria-plant communication based on quorum sensing molecules of the N-acyl homoserine lactone group. Plant Molecular Biology, 2016, 90(6): 605-612 (doi: 10.1007/s11103-016-0457-8).
  • Бабенко Л.М., Щербатюк, М.М., Мошинець О.В., Косаювська I.В. Ацилгомосеринлак-тони бактериального походження в бютехнологп праймування рослин: досягнення i пер-спективи використання в аграрному виробництвг Физиология растений и генетика, 2016, 48(6): 63-74.
  • Бабенко Л.М., Мошинец Е.В., Рогальский С.П., Щербатюк Н.Н., Суслова О.С., Косаков-ская И.В. Влияние предпосевного праймирования ^гексаноил^-гомосеринлактоном на формирование ризосферной микрофлоры и структуру урожайности Triticum aestivum L. Вкник Харювського нацюнального аграрного утверситету, 2017, 1: 106-118.
  • Bais H.P., Weir T.L., Perry L.G., Gilroy S., Vivanco J.M. The role of root exudates in rhizosphere interactions with plants and other organisms. Annual Review of Plant Biology, 2006, 57(1): 233266 (doi: 10.1146/annurev.arplant.57.032905.105159).
  • Basu S., Rabara R., Negi S. Towards a better greener future — an alternative strategy using biofertilizers. I: Plant growth promoting bacteria. Plant Gene, 2017, 12: 43-49 (doi: 10.1016/j.plgene.2017.07.004).
  • Ortiz-Castro R., Contreras-Cornejo H.A., Macias-Rodriguez L., Lopez-Bucio J. The role of microbial signals in plant growth and development. Plant Signaling and Behavior, 2009, 4(8): 701712 (doi: 10.4161/psb.4.8.9047).
  • Churchill M.E.A., Chen L. Structural basis of acyl-homoserine lactone-dependent signaling. Chemical Reviews, 2011, 111(1): 68-85 (doi: 10.1021/cr1000817).
  • Gupta G., Kumar A., Verma N. Bacterial homoserine lactones as nanocomposite fertilizer and defense regulator for chickpeas. Environmental Science: Nano, 2019, 6(4): 1-20 (doi: 10.1039/C9EN00199A).
  • Belimov A.A., Dodd I.C., Hontzeas N., Theobald J.C., Safronova V.I., Davies W.J. Rhizosphere bacteria containing 1-aminocyclopropane-1-carboxylate deaminase increase yield of plants grown in drying soil via both local and systemic hormone signalling. New Phytologist, 2009, 181(2): 413-423 (doi: 10.1111/j.1469-8137.2008.02657.x).
  • Shi S., Richardson A.E., O'Callaghan M., DeAngelis K.M., Jones E.E., Stewart A., Firestone M.K., Condron L.M. Effects of selected root exudates components on soil bacterial communities. FEMS Microbiology Ecology, 2011, 77(3): 600-610 (doi: 10.1111/j.1574-6941.2011.01150.x).
  • Weller D.M., Raaijmakers J., Gardener B., Thomashow L. Microbial populations responsible for specific soil suppressiveness to plant pathogens. Annual Review of Phytopathology, 2002, 40: 309348 (doi: 10.1146/annurev.phyto.40.030402.110010).
  • Mendes R., Kruijt M., de Bruijn I., Dekkers E., van der Voort M., Schneider J., Piceno Y.M., DeSantis T.Z., Andersen G.L., Bakker P.A.H.M., Raaijmakers J.M. Deciphering the rhizosphere microbiome for disease-suppressive bacteria. Science, 2011, 332(6033): 1097-1100 (doi: 10.1126/science.1203980).
  • Finkel O.M., Castrillo G., Herrera Paredes S., Salas González I., Dangl J.L. Understanding and exploiting plant beneficial microbes. Current Opinion in Plant Biology, 2017, 38: 155-163 (doi: 10.1016/j.pbi.2017.04.018).
  • Kan J., Fang R., Jia Y. Interkingdom signaling in plant-microbe interactions. Science China Life Sciences, 2017, 60(8): 785-796 (doi: 10.1007/s11427-017-9092-3).
  • Lugtenberg B. Life of microbes in the rhizosphere. In: Principles of plant-microbe interactions /B. Lugtenberg (eds.). Springer, Cham, 2015: 7-15 (doi: 10.1007/978-3-319-08575-3_3).
  • Yadav B.K., Akhtar M.S., Panwar J. Rhizospheric plant microbe interactions: key factors to soil fertility and plant nutrition. In: Plant microbes symbiosis: applied facets /N. Arora (eds.). Springer, New Delhi, 2015: 127-145 (doi: 10.1007/978-81-322-2068-8_6).
  • Nadeem S.M., Naveed M., Ahmad M., Zahir Z.A. Rhizosphere bacteria for crop production and improvement of stress tolerance: Mechanisms of action, applications, and future prospects. In: Plant microbes symbiosis: applied facets /N. Arora (eds.). Springer, New Delhi, 2015: 1-36 (doi: 10.1007/978-81-322-2068-8_1).
  • Abhilash P.C., Dubey R.K., Tripathi V., Gupta V.K., Singh H.B. Plant growth-promoting microorganisms for environmental sustainability. Trends in Biotechnology, 2016, 34(11): 847-850 (doi: 10.1016/j.tibtech.2016.05.005).
  • Ma Y., Oliveira R.S., Freitas H., Zhang C. Biochemical and molecular mechanisms of plant-microbe-metal interactions: relevance for phytoremediation. Frontiers in Plant Science, 2016, 7: 918 (doi: 10.3389/fpls.2016.00918).
  • Ma Y., Rajkumar M., Zhang C., Freitas H. Beneficial role of bacterial endophytes in heavy metal phytoremediation. Journal of Environmental Management, 2016, 174: 14-25 (doi: 10.1016/j.jen-vman.2016.02.047).
  • OcTannyK M.O., nomrnyK I.C., Ma3yp O.B., nrnaMapnyK B.fl. MÍKpo6úmorwm ochobh arpo-TexHonoriH. CiAbCbKe господарстeо ma Aiсieницmeо, 2016, 3: 32-43.
  • Flemming H.C., Wingender J., Szewzyk U., Steinberg P., Rice S.A., Kjelleberg S. Biofilms: an emergent form of bacterial life. Nature Reviews Microbiology, 2016, 14(9): 563-575 (doi: 10.1038/nrmicro.2016.94).
  • Hall-Stoodley L., Costerton J.W., Stoodley P. Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases. Nature Reviews Microbiology, 2004, 2(2): 95-108 (doi: 10.1038/nrmicro821).
  • Schuster M., Sexton D.J., Diggle S.P., Greenberg E.P. Acyl-homoserine lactone quorum sensing: from evolution to application. Annual Review of Microbiology, 2013, 67: 43-63 (doi: 10.1146/an-nurev-micro-092412-155635).
  • Stacy A.R., Diggle S.P., Whiteley M. Rules of engagement: defining bacterial communication. Current Opinion in Microbiology, 2012, 15(2): 155-161 (doi: 10.1016/j.mib.2011.11.007).
  • Schaefer A.L., Greenberg E.P., Colin M.O., Oda Y., Huang J.J., Bittan-Banin G., Peres C.M., Schmidt S., Juhaszova K., Sufrin J.R., Harwood C.S. A new class of homoserine lactone quorum-sensing signals. Nature, 2008, 454: 595-599 (doi: 10.1038/nature07088).
  • Yajima A. Recent progress in the chemistry and chemical biology of microbial signaling molecules: quorum-sensing pheromones and microbial hormones. Tetrahedron Letters, 2014, 55(17): 27732780 (doi: 10.1016/j.tetlet.2014.03.051).
  • Papenfort K., Bassler B.L. Quorum sensing signal-response systems in Gram-negative bacteria. Nature Reviews Microbiology, 2016, 14(9): 576-588 (doi: 10.1038/nrmicro.2016.89).
  • Schertzer J.W., Boulette M.L., Whiteley M. More than a signal: non-signalling properties of quorum sensing molecules. Trends in Microbiology, 2009, 17(5): 189-195 (doi: 10.1016/j.tim.2009.02.001).
  • Nealson K.H., Platt T., Hastings J.W. Cellular control of the synthesis and activity of the bacterial luminescent system. Journal of Bacteriology, 1970, 104(1): 313-322 (doi: 10.1128/JB.104.1.313-322.1970).
  • Schenk S.T., Hernández-Reyes C., Samans B., Stein E., Neumann C., Schikora M., Reichelt M., Mithöfer A., Becker A., Kogel K.H., Schikora A. N-acyl-homoserine lactone primes plants for cell wall reinforcement and induces resistance to bacterial pathogens via the salicylic acid/oxylipin pathway. Plant Cell, 2014, 26(6): 2708-2723 (doi: 10.1105/tpc.114.126763).
  • Fuqua W.C., Wlnans S.C., Greenherg E.P. Quorum sensing in bacteria: the LuxR-Luxl family of cell density-responsive transcriptional regulators. Journal of Bacteriology, 1994, 176(2): 269-275 (doi: 10.1128/jb.176.2.269-275.1994).
  • Toyofuku M. Bacterial communication through membrane vesicles. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 2019, 83(9): 1599-1605 (doi: 10.1080/09168451.2019.1608809).
  • Lopez J.G., Piletska E.V., Whitcombe M.J., Czulak J., Piletsky S.A. Application of molecularly imprinted polymer nanoparticles for degradation of the bacterial autoinducer N-hexanoyl ho-moserine lactone. Chemical Communications (Cambridge, England), 2019, 55(18): 2664-2667 (doi: 10.1039/c8cc07685e).
  • McBride S.G., Strickland M.S. Quorum sensing modulates microbial efficiency by regulating bacterial investment in nutrient acquisition enzymes. Soil Biology and Biochemistry, 2019, 136: 107514 (doi: 10.1016/j.soilbio.2019.06.010).
  • Tan C.H., Oh H.S., Sheraton V.M., Mancini E., Loo S.C.J., Kjelleberg S., Sloot P.M.A., Rice S.A. Convection and the extracellular matrix dictate inter-and intra-biofilm quorum sensing communication in environmental systems. Environmental Science & Technology, 2020, 54(11): 6730-6740 (doi: 10.1021/acs.est.0c00716).
  • Rowe S.L., Norman J.S., Friesen M.L. Coercion in the evolution of plant-microbe communication: a perspective. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2018, 31(8): 789-794 (doi: 10.1094/MPMI-11-17-0276-CR).
  • Calatrava-Morales N., Mcintosh M., Soto M. Regulation mediated by N-acyl homoserine lactone quorum sensing signals in the Rhizobium-legume symbiosis. Genes, 2018, 9(5): 263 (doi: 10.3390/genes9050263).
  • Zhu H., Sun S.J. Inhibition of bacterial quorum sensing regulated behaviors bу Tremellafucifonnis extract. Current Microbiology, 2008, 57(5): 418-422 (doi: 10.1007/s00284-008-9215-8).
  • Sarkar R., Mondal C., Bera R., Chakraborty S., Barik R., Roy P., Kumar A., Yadav K.K., Choudhury J., Chaudhary S.K., Samanta S.K., Karmakar S., Das S., Mukheq'ee P.K., Mukher-jee J., Sen T. Antimicrobial properties of Kalanchoe biossfeldiana: a focus on drug resistance with particular reference to quorum sensing-mediated bacterial biofilm formation. Journal of Pharmacy and Pharmacology, 2015, 67(7): 951-962 (doi: 10.1111/jphp.12397).
  • Foumier-Larente J., Morin M.P., Grenier D. Green tea catechins potentiate the effect of antibiotics and modulate adherence and gene expression in Porphyromonas gingivalis. Archives of Oral Biology, 2016, 65: 35-43 (doi: 10.1016/j.archoralbio.2016.01.014).
  • Ouyang L.J., Li L.M. Effects of an inducible aiiA gene on disease resistance in Eucalyptus urophylla x Eucalyptus grandis. Transgenic Research, 2016, 25(4): 441-452 (doi: 10.1007/s11248-016-9940-x).
  • Teplitski M., Robinson J.B., Bauer W.D. Plants secrete substances that mimic bacterial N-acyl homoserine lactone signal activities and affect population density-dependent behaviors in associated bacteria. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2000, 13(6): 637-648 (doi: 10.1094/MPMI.2000.13.6.637).
  • Gao M., Teplitski M., Robinson J.B., Bauer W.D. Production of substances by Medicago trun-catula that affect bacterial quorum sensing. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2003, 16(9): 827-834 (doi: 10.1094/MPMI.2003.16.9.827).
  • Degrassi G., Devescovi G., Solis R., Steindler L., Venturi V. Oryza sativa rice plants contain molecules that activate different quorum-sensing N-acyl homoserine lactone biosensors and are sensitive to the specific AiiA lactonase. FEMS Microbiology Letters, 2007, 269(2): 213-220 (doi: 10.1111/j.1574-6968.2006.00624.x).
  • Venturi V., Keel C. Signaling in the rhizosphere. Trends in Plant Science, 2016, 21(3): 187-198 (doi: 10.1016/j.tplants.2016.01.005).
  • Pérez-Montaño F., Jiménez-Guerrero I., Contreras Sánchez-Matamoros R., López-Baena F.J., Ollero F.J., Rodríguez-Carvajal M.A., Bellogín R.A., Espuny M.R. Rice and bean AHL-mimic quorum-sensing signals specifically interfere with the capacity to form biofilms by plant-associated bacteria. Research in Microbiology, 2013, 164: 749-760 (doi: 10.1016/j.resmic.2013.04.001).
  • Corral-Lugo A., Daddaoua A., Ortega A., Espinosa-Urgel M., Krell T. Rosmarinic acid is a homoserine lactone mimic produced by plants that activates a bacterial quorum-sensing regulator. Science Signaling, 2016, 9(409): ra1 (doi: 10.1126/scisignal.aaa8271).
  • Rajamani S., Bauer W.D., Robinson J.B., Farrow J.M. 3rd, Pesci E.C., Teplitski M., Gao M., Sayre R.T., Phillips D.A. The vitamin riboflavin and its derivative lumichrome activate the LasR bacterial quorum-sensing receptor. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2008, 21(9): 1184-1192 (doi: 10.1094/MPMI-21-9-1184).
  • Ahumedo M., Díaz A., Vivas-Reyes R. Theoretical and structural analysis of the active site of the transcriptional regulators LasR and TraR, using molecular docking methodology for identifying potential analogues of acyl homoserine lactones (AHLs) with anti-quorum sensing activity. European Journal of Medicinal Chemistry, 2010, 45(2): 608-615 (doi: 10.1016/j.ejmech.2009.11.004).
  • Keshavan N.D., Chowdhary P.K., Haines D.C., González J.E. L-Canavanine made by Medicago sativa interferes with quorum sensing in Sinorhizobium meliloti. Journal of Bacteriology, 2005, 187(24): 8427-8436 (doi: 10.1128/JB.187.24.8427-8436.2005).
  • Vikram A., Jayaprakasha G.K., Jesudhasan P.R., Pillai S.D., Patil B.S. Suppression of bacterial cell-cell signalling, biofilm formation and type III secretion system by citrus flavonoids. Journal of Applied Microbiology, 2010, 109(2): 515-527 (doi: 10.1111/j.1365-2672.2010.04677.x).
  • Vandeputte O.M., Kiendrebeogo M., Rasamiravaka T., Stévigny C., Dutez P., Rojaonson S., Diallo B., Mol A., Baucher M., El Jaziri M. The flavanone naringenin reduces the production of quorum sensing-controlled virulence factors in Pseudomonas aeruginosa PAO1. Microbiology, 2011, 157(7): 2120-2132 (doi: 10.1099/mic.0.049338-0).
  • Nievas F., Vilchez L., Giordano W., Bogino P. Arachis hypogaea L. produces mimic and inhibitory quorum sensing like molecules. Antonie Van Leeuwenhoek, 2017, 110(7): 891-902 (doi: 10.1007/s10482-017-0862-2).
  • Zarkani A.A., Stein E., Röhrich C.R., Schikora M., Evguenieva-Hackenberg E., Degenkolb T., Vilcinskas A., Klug G., Kogel K.H., Schikora A. Homoserine lactones influence the reaction of plants to rhizobia. International Journal of Molecular Sciences, 2013, 14(8): 17122-17146 (doi: 10.3390/ijms140817122).
  • Delalande L., Faure D., Raffoux A., Uroz S., D'Angelo Picard C., Elasri M., Carlier A., Berruyer R., Petit A., Williams P., Dessaux Y. N-hexanoyl-L-homoserine lactone, a mediator of bacterial quorum-sensing regulation, exhibits plant-dependent stability and may be inactivated by germinating Lotus corniculatus seedlings. FEMS Microbiology Ecology, 2005, 52(1): 13-20 (doi: 10.1016/j.femsec.2004.10.005).
  • Ortiz-Castro R., Martines-Trujillo M., Löpez-Bucio J. N-acyl-L homoserine lactones: a class of bacterial quorum-sensing signals alter post-embryonic root development in Arobidopsis thaliana. Plant, Cell & Environment, 2008, 31(10): 1497-1509 (doi: 10.1111/j.1365-3040.2008.01863.x).
  • Götz C., Fekete A., Gebefuegi I., Forczek T., Fuksova K., Li X., Englmann M., Gryndler M., Hartmann A., Matucha M., Schmitt-Kopplin P., Schröder P. Uptake, degradation and chiral discrimination of N-acyl-D/L-homoserine lactones by barley (Hordeum vulgaro) and yam bean (Pachyrhizus erosus) plants. Analytical and Bioanalytical Chemistry, 2007, 389(5): 1447-1457 (doi: 10.1007/s00216-007-1579-2).
  • Schuhegger R., Ihring A., Gantner S., Bahnweg G., Knappe C., Vogg G., Hutzler P., Schmid M., Breusegem F., Eberl L., Hartmann A., Langebartels C. Induction of systemic resistance in tomato by N-acyl-L-homoserine lactone-producing rhizosphere bacteria. Plant, Cell & Environment, 2006, 29(5): 909-918 (doi: 10.1111/j.1365-3040.2005.01471.x).
  • Khan M., Bhargava P., Goel R. Quorum sensing molecules of Rhizobacteria: a trigger for developing systemic resistance in plants. In: Plant growth promoting rhizobacteria for sustainable stress management. Microorganisms for sustainability, vol. 12 /R. Sayyed, N. Arora, M. Reddy (eds.). Springer, Singapore, 2019: 117-138 (doi: 10.1007/978-981-13-6536-2_7).
  • Beckers G.J.M., Jaskiewicz M., Liu Y., Underwood W.R., He S.Y., Zhang S., Conrath U. Mi-togen-activated protein kinases 3 and 6 are required for full priming of stress responses in Ara-bidopsis thaliana. Plant Cell, 2009, 21(3): 944-953 (doi: 10.1105/tpc.108.062158).
  • Breen S., Williams S.J., Winterberg B., Kobe B., Solomon P.S. Wheat PR-1 proteins are targeted by necrotrophic pathogen effectors proteins. Plant Journal, 2016, 88(1): 13-25 (doi: 10.1111/tpj.13228).
  • Breen S., Williams S.J., Outram M., Kobe B., Solomon P.S. Emerging insights into the functions of pathogenesis-related protein 1. Trends in Plant Science, 2017, 22(10): 871-879 (doi: 10.1016/j.tplants.2017.06.013).
  • Prodhan M.Y., Munemasa S., Nahar M.N., Nakamura Y., Murata Y. Guard cell salicylic acid signaling is integrated into abscisic acid signaling via the Ca2+/CPK-dependent pathway. Plant Physiology, 2018, 178(1): 441-450 (doi: 10.1104/pp.18.00321).
  • Montillet J.L., Leonhardt N., Mondy S., Tranchimand S., Rumeau D., Boudsocq M., Garcia A.V., Douki T., Bigeard J., Laurinre C., Chevalier A., Castresana C., Hirt H. An abscisic acid-independent oxylipin pathway controls stomatal closure and immune defense in Arabidopsis. PLOS Biology, 2013, 11(3): e1001513 (doi: 10.1371/journal.pbio.1001513).
  • Blatt M. Ca(2+) signalling and control of guard-cell volume in stomata movements. Current Opinion in Plant Biology, 2000, 3(3): 196-204.
  • Negi J., Matsuda O., Nagasawa T., Oba Y., Takahashi H., Kawai-Yamada M., Uchimiya H., Hashimoto M., Iba K. CO2 regulator SLAC1 and its homologues are essential for anion homeostasis in plant cells. Nature, 2008, 452(7186): 483-486 (doi: 10.1038/nature06720).
  • Khokon M.A.R., Salam M.A., Jammes F., Ye W., Hossain M.A., Okuma E., Nakamura Y., Mori I.C., Kwak J.M., Murata Y. MPK9 and MPK12 function in SA-induced stomatal closure in Arabidopsis thaliana. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 2017, 81(7): 1394-1400 (doi: 10.1080/09168451.2017.1308244).
  • Song S., Jia Z., Xu J., Zhang Z., Bian Z. N-butyryl-homoserine lactone, a bacterial quorum-sensing signaling molecule, induces intracellular calcium elevation in Arabidopsis root cells. Biochemical and Biophysical Research Communications, 2011, 414(2): 355-360 (doi: 10.1016/j.bbrc.2011.09.076).
  • Acharya B.R., Jeon B.W., Zhang W., Assmann S.M. Open Stomata 1 (OST1) is limiting in abscisic acid responses of Arabidopsis guard cells. New Phytologist, 2013, 200(4): 1049-1063 (doi: 10.1111/nph.12469).
  • Joseph C.M., Phillips D.A. Metabolites from soil bacteria affect plant water relations. Plant Physiology and Biochemistry, 2003, 41(2): 189-192 (doi: 10.1016/S0981-9428(02)00021-9).
  • Liu F., Bian Z., Jia Z., Zhao Q., Song S. The GCR1 and GPA1 participate in promotion of Arabidopsis primary root elongation induced by N-acyl-homoserine lactones, the bacterial quorum-sensing signals. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2012, 25(5): 677-683 (doi: 10.1094/MPMI-10-11-0274).
  • Zhao Q., Zhang C., Jia Z., Huang Y., Li H., Song S. Involvement of calmodulin in regulation of primary root elongation by N-3-oxo-hexanoyl homoserine lactone in Arabidopsis thaliana. Frontiers in Plant Science, 2014, 5: 807 (doi: 10.3389/fpls.2014.00807).
  • Jin G., Liu F., Ma H., Hao S., Zhao Q., Bian Z., Jia Z., Song S. Two G-protein-coupled-receptor candidates, Cand2 and Cand7, are involved in Arabidopsis root growth mediated by the bacterial quorum-sensing signals N-acyl-homoserine lactones. Biochemical and Biophysical Research Communications, 2012, 417(3): 991-995 (doi: 10.1016/j.bbrc.2011.12.066).
  • Mathesius U., Mulders S., Gao M., Teplitski M., Caetano-Anolles G., Rolfe B.G., Bauer W.D. Extensive and specific responses of a eukaryote to bacterial quorum-sensing signals. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2003, 100(3): 1444-1449 (doi: 10.1073/pnas.262672599).
  • Lugtenberg B., Kamilova F. Plant-growth-promoting rhizobacteria. Annual Review of Microbiology, 2009, 63(1): 541-556 (doi: 10.1146/annurev.micro.62.081307.162918).
  • Kumar S. Epigenomics of plant's responses to environmental stress. Epigenomes, 2018, 2(1): 6 (doi: 10.3390/epigenomes2010006).
  • Elshakh A.S.A., Anjum S.I., Qiu W., Almoneafy A.A., Li W., Yang Z., Cui Z.-Q., Li B., Sun G.-C., Xie G.-L. Controlling and defence-related mechanisms of Bacillus strains against bacterial leaf blight of rice. Journal of Phytopathology, 2016, 164(7-8): 534-546 (doi: 10.1111/jph.12479).
  • Lareen A., Burton F., Schäfer P. Plant root-microbe communication in shaping root microbi-omes. Plant Molecular Biology, 2016, 90(6): 575-587 (doi: 10.1007/s11103-015-0417-8).
  • von Rad U., Klein I., Dobrev P.I., Kottova J., Zazimalova E., Fekete A., Hartmann A., Schmitt-Kopplin P., Durner J. Response of Arabidopsis thaliana to N-hexanoyl-DL-homoserine-lactone, a bacterial quorum sensing molecule produced in the rhizosphere. Planta, 2008, 229(1): 73-85 (doi: 10.1007/s00425-008-0811-4).
  • Zhao Q., Li M., Jia Z., Liu F., Ma H., Huang Y., Song S. AtMYB44 positively regulates the enhanced elongation of primary roots induced by N-3-oxo-hexanoyl-homoserine lactone in Arabidopsis thaliana. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2016, 29(10): 774-785 (doi: 10.1094/MPMI-03- 16-0063-R).
  • Pang Y., Liu X., Ma Y., Chernin L., Berg G., Gao K. Induction of systemic resistance, root colonisation and biocontrol activities of the rhizospheric strain of Serratia plymuthica are dependent on N-acyl homoserine lactones. European Journal of Plant Pathology, 2008, 124(2): 261-268 (doi: 10.1007/s10658-008-9411-1).
  • Shrestha А., Schikora А. AHL-priming for enhanced resistance as a tool in sustainable agriculture. FEMS Microbiology Ecology, 2020, 96(12): fiaa226 (doi: 10.1093/femsec/fiaa226).
Еще
Статья обзорная
SciUp 2024 © 2024 ©