Аллельная вариабельность гена ингибитора амилаз AI у сортов и линий картофеля

Аллельная вариабельность гена ингибитора амилаз AI у сортов и линий картофеля

Автор: Дьяченко Е.А., Кулакова А.В., Мелешин А.А., Кочиева Е.З.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Картофелеводство: наука и технологии

Статья в выпуске: 5 т.54, 2019 года.

Бесплатный доступ

Экономическая эффективность сорта картофеля обусловлена не только урожайностью, но и сохранностью вкусовых качеств в процессе хранения. Хранение клубней картофеля при низких температурах приводит к деградации крахмала и накоплению редуцирующих сахаров, которые при термической обработке ухудшают вкусовые качества, а также участвуют в реакции образования канцерогена акриламида. Крахмал разрушается до более простых соединений гидролитически и фосфолитически. Гидролитическое расщепление крахмала осуществляют гидролазы, в том числе a- и b-амилазы, которые могут проявлять различную активность в зависимости от ткани, типа органа, клеточной локализации, а также вида растения. Активность амилаз регулируется посттрансляционно ингибитором амилаз (AI), который, связываясь с амилазой, блокирует активный сайт фермента либо изменяет его конформацию, тем самым снижая каталитическую активность. Однако, несмотря на важность роли AI, данные о первичной последовательности как гена, так и кодируемого им белка у представителей рода Solanum крайне ограничены. В представляемой работе нами были получены и проанализированы последовательности гена ингибитора амилаз AI у 36 сортов и линий картофеля отечественной и зарубежной селекции. При этом было выявлено два типа кодирующей последовательности длиной 621 и 630 п.н. в зависимости от наличия 9-нуклеотидной вставки GGTGCAWTT в 3´-области. Анализируемый ген характеризовался крайне высоким уровнем полиморфизма: экзонные последовательности содержали 134 SNPs (singe nucleotide polymorphisms) (21,3 %), которые приводили к 69 замещениям аминокислотных остатков в кодируемом белке (33,0 %). Инсерция GAI/F202 в С-терминальной области AI соответствовала 3´-вставке в последовательности гена. Из выявленных 69 замещений аминокислотных остатков только 11 считаются радикальными и могут приводить к изменению конформации белка. Все анализируемые сорта картофеля были гетерозиготными по указанному гену, и поэтому им соответствовало несколько аллельных вариантов гена. Всего мы выявили 70 аллельных вариантов нуклеотидной последовательности и 69 вариантов - аминокислотной. Наибольшее число нуклеотидных замен между аллельными вариантами гена обнаружено у сортов Люкс (18 замен), Ирбитский (17 замен) и Гала (16 замен). При этом наибольшее число замещений аминокислотных остатков в белках, кодируемых аллельными вариантами гена, было найдено у сортов Гала (9 замен) и Горняк (8 замен).

Еще

Сорта картофеля, ингибитор амилаз, ген ai, аллельные варианты

Короткий адрес: https://sciup.org/142226265

IDR: 142226265   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2019.5.970rus

Список литературы Аллельная вариабельность гена ингибитора амилаз AI у сортов и линий картофеля

  • Devaux A., Kromann P., Ortiz O. Potatoes for sustainable global food security. Potato Research, 2014, 57(3-4): 185-199 ( ). DOI: 10.1007/s11540-014-9265-1
  • Chandrasekara A., Kumar T.J. Roots and tuber crops as functional foods: a review on phytochemical constituents and their potential health benefits. International Journal of Food Science, 2016, 2016: Article ID 3631647 ( ). DOI: 10.1155/2016/3631647
  • Camire M.E., Kubow S., Donnelly D.J. Potatoes and human health. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2009, 49(10): 823-840 ( ). DOI: 10.1080/10408390903041996
  • Симаков Е.А. Современные тенденции развития селекции на улучшение питательной ценности картофеля. Успехи современной науки, 2017, 2(10): 44-50.
  • Robertson T.R., Alzaabi A.Z., Robertson M.D., Fielding B.A. Starchy carbohydrates in a healthy diet: the role of the humble potato. Nutrients, 2018, 10(11): 1764 ( ). DOI: 10.3390/nu10111764
  • Streb S., Delatte T., Umhang M., Eicke S., Schorderet M., Reinhardt D., Zeeman S.C. Starch granule biosynthesis in Arabidopsis is abolished by removal of all debranching enzymes but restored by the subsequent removal of an endoamylase. The Plant Cell, 2008, 20(12): 3448-3466 ( ).
  • DOI: 10.1105/tpc.108.063487
  • Mukerjea R., Sheets R.L., Gray A.N., Robyt J.F. In vitro synthesis of ten starches by potato starch-synthase and starch-branching-enzyme giving different ratios of amylopectin and amylose. Organic Chemistry Current Research, 2015, 4(3): 142 ( ).
  • DOI: 10.4172/2161-0401.1000142
  • Pfister B., Zeeman S.C. Formation of starch in plant cells. Cellular and Molecular Life Sciences, 2016, 73: 2781-2807 ( ).
  • DOI: 10.1007/s00018-016-2250-x
  • Tang H., Mitsunaga T., Kawamura Y. Molecular arrangement in blocklets and starch granule architecture. Carbohydate Polymers, 2006, 63(4): 555-560 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.carbpol.2005.10.016
  • Sonnewald U., Kossmann J. Starches-from current models to genetic engineering. Plant Biotechnology Journal, 2013, 11: 223-32 ( ).
  • DOI: 10.1111/pbi.12029
  • Lloyd J.R., Kossmann J. Transitory and storage starch metabolism: two sides of the same coin? Current Opinion in Biotechnolgy, 2015, 32: 143-148 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.copbio.2014.11.026
  • Orzechowski S. Starch metabolism in leaves. Acta Biochimica Polonica, 2008, 55(3): 435-445.
  • Malinova I., Qasim H.M., Brust H., Fettke J. Parameters of starch granule genesis in chloroplasts of Arabidopsis thaliana. Frontiers in Plant Science, 2018, 9: 761 ( ).
  • DOI: 10.3389/fpls.2018.00761
  • Сорта картофеля российской селекции. Каталог /Под ред. Е.А. Симакова. М., 2018.
  • Sowokinos J.R. Biochemical and molecular control of cold-induced sweetening in potatoes. American Journal of Potato Research, 2001, 78: 221-236 ( ).
  • DOI: 10.1007/BF02883548
  • Shepherd L.V.T., Bradshaw J.E., Dale M.F.B., McNicol J.W., Pont S.D.A., Mottram D.S., Davies H.V. Variation in acrylamide producing potential in potato: segregation of the trait in a breeding population. Food Chemistry, 2010, 123: 568-573 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.foodchem.2010.04.070
  • Chen X., Song B., Liu J., Yang J., He T., Lin Y., Zhang H., Xie C. Modulation of gene expression in cold-induced sweetening resistant potato species Solanum berthaultii exposed to low temperature. Molecular Genetics and Genomics, 2012, 287: 411-421 ( ).
  • DOI: 10.1007/s00438-012-0688-6
  • Neilson J., Lagüe M., Thomson S., Aurousseau F., Murphy A.M., Bizimungu B., Deveaux V., Bègue Y., Jacobs J.M.E., Tai H.H. Gene expression profiles predictive of cold-induced sweetening in potato. Functional & Integrative Genomics, 2017, 17(4): 459-476 ( ).
  • DOI: 10.1007/s10142-017-0549-9
  • Tareke E., Rydberg P., Karlsson P., Eriksson S., Törnqvist M. Analysis of acrylamide, a carcinogen formed in heated foodstuffs. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2002, 50(17): 4998-5006 ( ).
  • DOI: 10.1021/jf020302f
  • Kumar D., Singh B., Kumar P. An overview of the factors affecting sugar content of potatoes. Annals of Applied Biology, 2004, 145: 247-256 ( ).
  • DOI: 10.1111/j.1744-7348.2004.tb00380.x
  • Halford N., Curtis T., Muttucumaru N., Postles J., Elmore J., Mottram D. The acrylamide problem: a plant and agronomic science issue. Journal of Experimental Botany, 2012, 63(8): 2841-2851 ( ).
  • DOI: 10.1093/jxb/ers011
  • Zommick D., Knowles L., Pavek M., Knowles N. In-season heat stress compromises postharvest quality and low-temperature sweetening resistance in potato (Solanum tuberosum L.). Planta, 2014, 239: 1243-1263 ( ).
  • DOI: 10.1007/s00425-014-2048-8
  • Preiss J. Regulation of the biosynthesis and degradation of starch. Annual Review of Plant Biology, 1982, 33(1): 431-454 ( ).
  • DOI: 10.1146/annurev.pp.33.060182.002243
  • Solomos T., Mattoo A.K. Starch-sugar metabolism in potato (Solanum tuberosum L.) tubers in response to temperature variations. In: Genetic improvement of Solanaceous crops /M.K. Razdan, A.K. Mattoo (eds.). Science Publishers, Plymouth, 2005.
  • Wu A.C., Ral J-P., Morell M.K., Gilbert R.G. New perspectives on the role of a-and b-amylases in transient starch synthesis. PLoS ONE, 2014, 9(6): e100498 ( ).
  • DOI: 10.1371/journal.pone.0100498
  • Hou J., Zhang H., Liu J., Reid S.D., Liu T., Xu S., Tian Z., Sonnewald U., Song B., Xie C. Amylases StAmy23, StBAM1 and StBAM9 regulate cold-induced sweetening of potato tubers in distinct ways. Journal of Experimental Botany, 2017, 68(9): 2317-2331 ( ).
  • DOI: 10.1093/jxb/erx076
  • Kitajima A., Asatsuma S., Okada H., Hamada Y., Kaneko K., Nanjo Y., Kawagoe Y., Toyooka K., Matsuoka K., Takeuchi M., Nakano A., Mitsui T. The rice alpha-amylase glycoprotein is targeted from the Golgi apparatus through the secretory pathway to the plastids. The Plant Cell, 2009, 21(9): 2844-2858 ( ).
  • DOI: 10.1105/tpc.109.068288
  • Van Harsselaar J.K., Lorenz J., Senning M., Sonnewald U., Sonnewald S. Genome-wide analysis of starch metabolism genes in potato (Solanum tuberosum L.). BMC Genomics, 2017, 18(1): 37 ( ).
  • DOI: 10.1186/s12864-016-3381-z
  • Zhang H., Hou J., Liu J., Xie C., Song B. Amylase analysis in potato starch degradation during cold storage and sprouting. Potato Research, 2014, 57(1): 47-58 ( ).
  • DOI: 10.1007/s11540-014-9252-6
  • Barbosa A.E., Albuquerque E.V., Silva M.C.M., Souza D.S., Silva M.C., Oliveira-Neto O.B., Valencia A., Rocha T.L., Grossi-de-Sa M.F. Alpha-Amylase inhibitor-1 gene from Phaseolus vulgaris expressed in Coffea arabica plants inhibits alpha-amylases from the coffee berry borer pes. BMC Biotechnology, 2010, 10: 44-51 ( ).
  • DOI: 10.1186/1472-6750-10-44
  • Mckenzie M.J., Chen R.K., Harris J.C., Ashworth M.J., Brummell D.A. Post-translational regulation of acid invertase activity by vacuolar invertase inhibitor affects resistance to cold-induced sweetening of potato tubers. Plant Cell and Environment, 2013, 36: 176-185 ( ).
  • DOI: 10.1111/j.1365-3040.2012.02565.x
  • Zhang H., Liu J., Hou J., Yao Y., Lin Y., Ou Y., Song B., Xie C. The potato amylase inhibitor gene SbAI regulates cold-induced sweetening in potato tubers by modulating amylase activity. Plant Biotechnology Journal, 2014, 12(7): 984-993 ( ).
  • DOI: 10.1111/pbi.12221
  • Zhang H., Liu X., Liu J., Ou Y., Lin Y., Li M., Song B., Xie C. A novel RING finger gene, SbRFP1, increases resistance to cold-induced sweetening of potato tubers. FEBS Letters, 2013, 587: 749-755 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.febslet.2013.01.066
  • Дьяченко Е.А., Слугина М.А. Внутривидовой полиморфизм гена сахарозосинтазы Sus1у образцов Pisum sativum L. Вавиловский журнал генетики и селекции, 2018, 22(1): 108-114 ( ).
  • DOI: 10.18699/VJ18.338
  • Kumar S., Stecher G., Tamura K. MEGA7: Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 7.0 for bigger datasets. Molecular Biology and Evolution, 2016, 33(7): 1870-1874 ( ).
  • DOI: 10.1093/molbev/msw054
  • Choi Y., Sims G.E., Murphy S., Miller J.R., Chan A.P. Predicting the functional effect of amino acid substitutions and indels. PLoS ONE, 2012, 7(10): e46688 ( ).
  • DOI: 10.1371/journal.pone.0046688
  • Draffehn А., Meller S., Li L., Gebhardt C. Natural diversity of potato (Solanum tuberosum) invertases. BMC Plant Biology, 2010, 10: 271 ( ).
  • DOI: 10.1186/1471-2229-10-271
  • Слугина М.А., Шмелькова Е.О., Мелешин А.А., Кочиева Е.З. Аллельный полиморфизм фрагмента гена кислой вакуолярной инвертазы Pain-1 у сортов и линий картофеля Solanum tuberosum L. Сельскохозяйственная биология, 2018, 53(1): 132-139 ( ).
  • DOI: 10.15389/agrobiology.2018.1.132rus
  • Carpenter M.A., Joyce N.I., Genet R.A., Cooper R.D., Murray S.R., Noble A.D., Butler R.C., Timmerman-Vaughan G.M. Starch phosphorylation in potato tubers is influenced by allelic variation in the genes encoding glucan water dikinase, starch branching enzymes I and II, and starch synthase III. Frontiers in Plant Science, 2015, 6: 143 ( ).
  • DOI: 10.3389/fpls.2015.00143
Еще
Статья научная
SciUp 2024 © 2024 ©