Целлюлолитические бактерии и ассоциация эффективных микроорганизмов для биоконтроля корневых гнилей сахарной свеклы (Beta vulgaris L.)

Автор: Смирнова И.Э., Саданов А.К.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Биопрепараты и биозащита

Статья в выпуске: 5 т.54, 2019 года.

Бесплатный доступ

В настоящее время многие хозяйства, производящие сахарную свеклу ( Beta vulgaris L.), сокращают применение удобрений и не используют севообороты, что приводит к истощению почв, оскудению их микробоценоза и накоплению фитопатогенов, в частности грибов Fusarium Lk.:Fr. и Alternaria (Fr.) Keissi. Использование химических фунгицидов приводит к развитию устойчивости к ним у грибов, требующей увеличения дозы препаратов. В этой связи поиск микроорганизмов и разработка на их основе биопрепаратов для борьбы с патогенами растений становится все более актуальным. В представленной работе мы изучили антифунгальные свойства нового штамма целлюлолитических бактерий Bacillus sр. С-82/3 и создали с этим штаммом эффективную ассоциацию азотфиксирующих и фосфатмобилизующих бактерий, которая оказывает положительное действие на развитие и продуктивность растений сахарной свеклы. Нашей целью было выявление антифунгальных свойств целлюлолитических бактерий штамма Bacillus sр. С-82/3, его включение в состав ассоциации эффективных микроорганизмов (ЭМ-ассоциация) - Azotobacter chroococcum и Bacillus megaterium , оценка ростостимулирующей активности этой ЭМ-ассоциации и возможности ее применения для биоконтроля корневых гнилей и повышения продуктивности сахарной свеклы в полевых условиях. Штамм целлюлолитических бактерий Bacillus sр. С-82/3 был выделен из ризосферы здоровых растений сахарной свеклы на юго-востоке Казахстана (Жамбылская обл.). Антифунгальные свойства штамма С-82/3 изучали методом агаровых блоков в отношении основных возбудителей корневых гнилей сахарной свеклы: Alternaria alternata (Fr.) Keissl, Fusarium solani (Mart.) Sacc. и Fusarium oxysporum Schlecht. Штамм выращивали на среде Гетчинсона (К2НРО4 - 1,0 г/л, CaCl2 - 0,1 г/л, MgS04 - 0,3 г/л, NaNO3 - 2,5 г/л, NaCl - 1,0 г/л, FеСl3 - 0,01 г/л, пшеничная солома - 20,0 г/л, дрожжевой экстракт - 5,0 г/л, агар -20,0 г/л, pH 7,0) в течение 5 сут при температуре 28 °С, затем вырезали агаровые блоки, переносили на чашки Петри, предварительно засеянные культурами грибов, и инкубировали при 28 °С в течение 3 сут. Об антифунгальной активности судили по диаметру зоны подавления роста грибов. Для изучения стимуляции роста растений семена сахарной свеклы сорта Айсултан обрабатывали суспензией бактерий (штамм С-82/3 или ЭМ-ассоциация, содержащая этот штамм) с титром 1×107 кл/мл при температуре 23 °С в течение 2 ч. Через 30 сут выращивания в климатической камере (Constant Сlimate Сhamber HPP750, «Memmert GmbH + Co. KG», Германия) у проростков измеряли длину стеблей и корней и сравнивали их с контролем (вода). Полевые опыты проводили в фермерском хозяйстве «Кайынды» (Жамбылская обл., Республика Казахстан) в 2017-2018 годах. Антифунгальная активность нового штамма С-82/3 в отношении грибов F. ox-ysporum составляла 28,9±0,2 мм, F. solani - 38,2±0,3 мм, A. alternata - 46,6±0,9 мм. Показана его биосовместимость со штаммами азотфиксирующих и фосфатмобилизующих бактерий, что позволило создать новую ЭМ-ассоциацию, обладающую антифунгальной активностью и положительно влияющую на продуктивность сахарной свеклы. Как штамм С-82/3, так и ЭМ-ассоциация, состоящая из трех штаммов бактерий ( Bacillus megaterium, Azotobacter chroococcum и Bacillus sр. С-82/3), обладали высокой ростостимулирующей активностью: при выращивании в климатической камере всхожесть семян увеличивалась на 7-16 %, длина стеблей - в 1,2-1,5 раза, корней - в 1,1-2,0 раза по сравнению с контролем (р ≤ 0,05). В полевых опытах при обработке семян тестируемой бактериальной суспензией пораженность всходов сахарной свеклы коревыми гнилями снижалась в 2,3 раза, корнеплодов - в 3,0 раза, урожайность возрастала на 34,0±2,3 ц/га по сравнению с контролем (р ≤ 0,05). Таким образом, нами установлена высокая антифунгальная активность нового штамма Bacillus sр. С-82/3 и впервые показана возможность использования ЭМ-ассоциации с этим штаммом для биоконтроля возбудителей корневых гнилей сахарной свеклы и повышения ее урожайности в полевых условиях.

Еще

Сахарная свекла, биологический контроль, целлюлолитические бактерии, эм-ассоциация, антифунгальная активность, ростостимулирующая активность, фитопатогенные грибы, корневая гниль

Короткий адрес: https://sciup.org/142226254

IDR: 142226254   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2019.5.1041rus

Список литературы Целлюлолитические бактерии и ассоциация эффективных микроорганизмов для биоконтроля корневых гнилей сахарной свеклы (Beta vulgaris L.)

  • Solomon S., Quirk R.G., Shukla S.K. Green management for sustainable sugar industry. Sugar Tech., 2019, 21(2): 183-185 ( ). DOI: 10.1007/s12355-019-00711-2
  • Терещенкова И.А. Тенденции развития мирового рынка сахара. Вестник Белорусской государственной сельскохозяйственной академии, 2015, 4: 11-14.
  • Кириллов Н.А., Волков А.И., Прохорова Л.H. Приемы повышения урожайности корнеплодов на дерново-подзолистых почвах Чувашии. Сахарная свекла, 2013, 1: 23-27.
  • Paramasivan M., Chandrasekaran A., Mohan S., Muthukrishnan N. Ecological management of tropical sugar beet (TSB) root rot by rhizosphere Trichoderma species. Archives of Phytopathology and Plant Protection, 2014, 47(13): 1629-1644 ( ). DOI: 10.1080/03235408.2013.853460
  • Mahmoud A.F. Suppression of sugar beet damping-off caused by Rhizoctonia solani using bacterial and fungal antagonists. Archives of Phytopathology and Plant Protection, 2016, 49(19-20): 575-585 ( ). DOI: 10.1080/03235408.2016.1245052
  • Мауи А.А. Влияние предшественников на снижение вредоносности фузариозной гнили сахарной свеклы. Новости науки Казахстана, 2014, 2(120): 63-70.
  • Мерзалиев К., Кулькеев Е.Е., Альдеков Н.А., Аманова К.С. Эффективность использования иностранных гибридов и сортов сахарной свеклы в луговых и сероземных почвах юга Казахстана. Вестник сельскохозяйственных наук Казахстана, 2016, 1-2: 21-25.
  • Abd-El-Khair H., Abd-El-Fattah A.I., El-Nagdi W.M.A. Evaluation of five sugar beet varieties for root-knot nematode and root-rot fungal infection. Arch. Phytopath. Plant Prot., 2013, 46(18): 2163-2173 ( ).
  • DOI: 10.1080/03235408.2013.785660
  • Mahmoud A.F. Occurrence of Fusarium wilt on summer squash caused by Fusarium oxysporum in Assiut, Egypt. Journal of Phytopathology and Pest Management, 2016, 3(1): 34-45.
  • Mahmoud A.F. Evaluation of certain antagonistic fungal species for biological control of faba bean wilt disease incited by Fusarium oxysporum. Journal of Phytopathology and Pest Management, 2016, 3(2): 1-14.
  • Мауи А.А., Исмухамбетов Ж.Д. Комплексная система защиты посевов сахарной свеклы от вредителей, болезней и сорняков для условий юга и юго-востока Казахстана. Алматы, 2012.
  • Селиванова Г.А. Болезни сахарной свеклы при интенсификации технологии выращивания культуры. Земледелие, 2013, 4: 31-37.
  • Стогниенко О.И., Шамин А.А. Влияние агротехники на почвенную и ризосферную биоту и распространенность микозов сахарной свеклы. Защита и карантин растений, 2014, 8: 12-15.
  • Шамин А.А., Стогниенко О.И., Боротов О.К. Влияние элементов агротехники на формирование фитопатогенного комплекса возбудителей и развитие микозов корневой системы сахарной свеклы. Земледелие, 2013, 4: 35-38.
  • Strausbaugh C.A., Gillen A.M. Sugar beet root rot at harvest in the US Intermountain West. Canadian Journal of Plant Pathology, 2009, 31(2): 232-240 ( ).
  • DOI: 10.1080/07060660909507596
  • Karimi E., Sadeghi A., Dahaji P.A., Dalvand Y., Omidvari M., Nezhad М.К. Biocontrol activity of salt tolerant Streptomyces isolates against phytopathogens causing root rot of sugar beet. Biocontrol Science and Technology, 2012, 22(3): 333-349 ( ).
  • DOI: 10.1080/09583157.2012.658552
  • Webb K.M., Brenner T., Jacobsen B.J. Temperature effects on the interactions of sugar beet with Fusarium yellows caused by Fusarium oxysporum f. sp. betae. Canadian Journal of Plant Pathology, 2015, 37(3): 353-362 ( ).
  • DOI: 10.1080/07060661.2015.1071283
  • Gossen B.D., Carisse O., Kawchuk L.M., van der Heyden H., McDonald M.R. Recent changes in fungicide use and the fungicide insensitivity of plant pathogens in Canada. Canadian Journal of Plant Pathology, 2014, 36(3): 327-340 ( ).
  • DOI: 10.1080/07060661.2014.925506
  • Prior R., Mittelbach M., Begerow D. Impact of three different fungicides on fungal epi- and endophytic communities of common bean (Phaseolus vulgaris) and broad bean (Vicia faba). Journal of Environmental Science and Health, Part B, 2017, 52(6): 376-386 ( ).
  • DOI: 10.1080/03601234.2017.1292093
  • Wedge D.E., Сurry J.K., Kreiser B., Curry A., Abril M., Smith B.J. Fungicide resistance profiles for 13 Botrytis cinerea isolates from strawberry in Southeastern Louisiana. International Journal of Fruit Science, 2013, 13(4): 413-429 ( ).
  • DOI: 10.1080/15538362.2013.789253
  • Шабаев В.П. Отзывчивость растений сахарной свеклы на инокуляцию не фиксирующими азот и азотфиксирующими бактериями рода Pseudomonas на черноземе выщелоченном. Сельскохозяйственная биология, 2005, 3: 55-61.
  • Треножникова Л.П., Балгимбаева А.С., Ултанбекова Г.Д., Галимбаева Р.Ш. Антифунгальная активность против патогенов зерновых культур и изучение антибиотика штамма Streptomyces sp. К-541, выделенного из экстремальных экосистем Казахстана. Сельскохозяйственная биология, 2018, 53(1): 96-102 ( ).
  • DOI: 10.15389/agrobiology.2018.1.96rus
  • Abeer H., Asma A.H., Allah A., Qarawi A., Shalawi A., Dilfuza E. Impact of plant growth-promoting Bacillus subtilis on growth and physiological parameters of Bassia indica (Indian Bassia) grown under salt stress. Pakistan Journal of Botany, 2015, 47(5): 1735-1741.
  • Bjelić D., Marinković J., Tintor B., Mrkovački N. Antifungal and plant growth promoting activities of indigenous rhizobacteria isolated from maize (Zea mays L.) rhizosphere. Communications in Soil Science and Plant Analysis, 2018, 49(1): 88-98 ( ).
  • DOI: 10.1080/00103624.2017.1421650
  • Talaat N.B. Effective microorganisms improve growth performance and modulate the ROS-scavenging system in common bean (Phaseolus vulgaris L.) plants exposed to salinity stress. J. Plant Growth Regul., 2015, 34(1): 35-46 ( ).
  • DOI: 10.1007/s00344-014-9440-2
  • Bzdyk R.M., Olchowik J., Studnicki M., Oszako T., Sikora K., Szmidla H., Hilszczańska D. The impact of effective microorganisms (EM) and organic and mineral fertilizers on the growth and mycorrhizal colonization of Fagus sylvatica and Quercus robur seedlings in a bare-root nursery experiment. Forests, 2018, 9: 597-610 ( ).
  • DOI: 10.3390/f9100597
  • Hu C., Qi Y. Long-term effective microorganisms application promote growth and increase yields and nutrition of wheat in China. European Journal of Agronomy, 2013, 46: 63-67 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.eja.2012.12.003
  • Ndona R.K., Friede J.K., Spornberger A., Jezik K. Effective microorganisms (EM): an effective plant strengthening agent for tomatoes in protected cultivation. Biological Agriculture & Horticulture, 2011, 27(2): 189-204 ( ).
  • DOI: 10.1080/01448765.2011.9756647
  • Mayer J., Scheid S., Widmer F., Fliebach A., Oberholzer H.-R. How effective are effective microorganisms (EM). Results from a field study in temperate climate. Applied Soil Ecology, 2010, 46(2): 230-239 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.apsoil.2010.08.007
  • Kleiber T., Starzyk J., Bosiacki M. Effect of nutrient solution, effective microorganisms (EM-A), and assimilation illumination of plants on the induction of the growth of lettuce (Lactuca sativa L.) in hydroponic cultivation. Acta Agrobot., 2013, 66(1): 27-38 ( ).
  • DOI: 10.5586/aa.2013.004
  • Chudasama K.S., Thaker V.S. Screening of potential antimicrobial compounds against Xanthomonas campestris from 100 essential oils of aromatic plants used in India: an ecofriendly approach. Archives of Phytopathology and Plant Protection, 2012, 45(7): 783-795 ( ).
  • DOI: 10.1080/03235408.2011.595967
  • Zameer M., Zahid H., Tabassum B., Ali Q., Nasir I.A., Saleem M., Butt S.J. PGPR potentially improve growth of tomato plants in salt-stressed environment. Turkish Journal of Agriculture - Food Science and Technology, 2016, 4(6): 455-463 ( ).
  • DOI: 10.24925/turjaf.v4i6.455-463.614
  • Saini J.K., Saini R., Tewari L. Simultaneous isolation and screening of cellulolytic bacteria: selection of efficient medium. Journal of Pure and Applied Microbiology, 2012, 6(3): 1339-1344.
  • Zhao Y.-N., Zhang Y.-Q., Du H.-X., Wang Y.-H., Zhang L.-M., Shi X.-J. Carbon sequestration and soil microbes in purple paddy soil as affected by long-term fertilization. Toxicological & Environmental Chemistry, 2015, 97(3-4): 464-476 ( ).
  • DOI: 10.1080/02772248.2015.1050200
  • Шмидт К.Н., Худайгулов Г.Г. Выделение новых штаммов-деструкторов целлюлозы, их роль в снижении антропогенной нагрузки на экосистему. Вестник ЮУрГУ. Серия Пищевые и биотехнологии, 2016, 4(4): 54-63.
  • Наплекова Н.Н. Метаболиты аэробных целлюлозолитических микроорганизмов и их роль в почвах. Новосибирск, 2010.
  • Ang S.K., Yahya A., Aziz S.A., Salleh M.M. Isolation, screening, and identification of potential cellulolytic and xylanolytic producers for biodegradation of untreated oil palm trunk and its application in saccharification of lemongrass leaves. Preparative Biochemistry and Biotechnology, 2015, 45(3): 279-305 ( ).
  • DOI: 10.1080/10826068.2014.923443
  • Смирнова И.Э. Целлюлолитические бактерии в защите сельскохозяйственных растений от фитопатогенных грибов. Микология и фитопатология, 2004, 38(2): 89-93.
  • Smirnova I.E., Sadanov A.K., Galimbaeva R.Sh. Biological method for improving germinating and productivity of melilot. In: Recent trends in PGPR research for sustainable crop productivity /M.S. Reddy, R.I. Ilao, P.S. Faylon (eds). Jodhpur-Delhi-Germany, 2016: 21-28.
  • Егоров Н.С. Основы учения об антибиотиках. М., 2004.
  • Семенов А.В., Сгибнев А.В., Черкасов С.В., Бухарин О.В. Бактериальная регуляция антагонистической активности бактерий. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины, 2007, 144: 702-705.
  • Vessey J.K. Plant growth promoting rhizobacteria as biofertilizers. Plant Soil, 2003, 255(2): 571-586 (doi: 10.1023/A:1026037216893).
  • Боровиков В.П. Популярное введение в современный анализ данных в системе STATISTICA. М., 2013.
  • Felske A.D.M. Ecology of Bacillus species in soil. In: Bacterial spore formers: probiotics and emerging applications /E. Ricca, A.O. Henriques, S.M. Cutting (eds.). Horizon Bioscience, Norfolk, 2004: 35-44.
  • Fira D., Dimkić I., Berić T., Lozo J., Stanković S. Biological control of plant pathogens by Bacillus species. Journal of Biotechnology, 2018, 285: 44-55 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.jbiotec.2018.07.044
  • Cao Y., Xu Z., Ling N., Yuan Y., Yang X., Chen L., Shen B., Shen Q. Isolation and identification of lipopeptides produced by B. subtilis SQR 9 for suppressing Fusarium wilt of cucumber. Scientia Horticulturae, 2012, 135: 32-39 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.scienta.2011.12.002
  • Guo Q., Dong W., Li S., Lu X., Wang P., Zhang X., Wang Y., Ma P. Fengycin produced by Bacillus subtilis NCD-2 plays a major role in biocontrol of cotton seedling damping-off disease. Microbiological Research, 2014, 169(7-8): 533-540 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.micres.2013.12.001
  • Pérez-García A., Romero D., de Vicente A. Plant protection and growth stimulation by microorganisms: biotechnological applications of Bacilli in agriculture. Current Opinion in Biotechnology, 2011, 22(2): 187-193 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.copbio.2010.12.003
  • Hinarejos E., Castellano M., Rodrigo I., Bellés J.M., Conejero V., López-Gresa M.P., Lisón P. Bacillus subtilis IAB/BS03 as a potential biological control agent. Eur. J. Plant Pathol., 2016, 146(3): 597-608 ( ).
  • DOI: 10.1007/s10658-016-0945-3
  • Смирнова И.Э., Койшибаев М.К., Талип Ж.Ш. Биологическая защита сельскохозяйственных растений от фитопатогенных грибов. Новости науки Казахстана, 2008, 2: 124-126.
  • Dardanelli M.S., De Córdoba F.J.F., Espuny M.R., Carvajal M.A.R., Díaz M.E.S., Serrano A.M.G., Okon Y., Megías M. Effect of Azospirillum brasilense coinoculated with Rhizobium on Phaseolus vulgaris flavonoids and Nod factor production under salt stress. Soil Biology and Biochemistry, 2008, 40(11): 2713-2721 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.soilbio.2008.06.016
  • Askary M., Mostajeran A., Amooaghaei R., Mostajeran M. Influence of the coinoculation Azospirillum brasilense and Rhizobium meliloti plus 2,4-D on grain yield and N, P, K content of Triticum aestivum (cv. Baccros and Mahdavi). American-Eurasian J. Agric. Environ. Sci., 2009, 5(3): 296-307.
  • Packialakshmi N., Yasotha C. Role of effective microorganism in unfertile soil. Int. J. Phytopharm., 2014, 4(1): 25-27.
  • Gobbetti M., Cagno R.D., De Angelis M. Functional microorganisms for functional food quality. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2010, 50(8): 716-727 ( ).
  • DOI: 10.1080/10408398.2010.499770
  • Коптева Т.С., Ерина Н.В. Заикина И.А. Ростостимулирующая активность некоторых представителей рода Bacillus филлоплана древесных растений г. Ставрополя. Научный журнал КубГАУ, 2015, 114(10): 1-10.
  • Nautiyal C.S., Srivastava S., Chauhan P.S., Seem K., Mishra A., Sopory S.K. Plant growth-promoting bacteria Bacillus amyloliquefaciens NBRISN13 modulates gene expression profile of leaf and rhizosphere community in rice during salt stress. Plant Physiology and Biochemistry, 2013, 66: 1-9 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.plaphy.2013.01.020
  • Iriti M., Scarafoni A., Pierce S., Castorina G., Vitalini S. Soil application of Effective Microorganisms (EM) maintains leaf photosynthetic efficiency, increases seed yield and quality traits of bean (Phaseolus vulgaris L.) plants grown on different substrates. International Journal of Molecular Sciences, 2019, 20(9): 2327-2335 ( ).
  • DOI: 10.3390/ijms20092327
  • Ncube L., Minkeni P.N.S., Brutsch O. Agronomic suitability of effective microorganisms for tomato production. African Journal of Agricultural Research, 2011, 6(3): 650-654.
  • Souza R., Ambrosini A., Passaglia L.M.P. Plant growth-promoting bacteria as inoculants in agricultural soils. Genetics and Molecular Biology, 2015, 38(4): 401-419 ( ).
  • DOI: 10.1590/S1415-475738420150053
  • Patkowska E., Konopiński M. Antagonistic activity of selected bacteria occurring in the soil after root chicory cultivation. Plant, Soil and Environment, 2018, 60(7): 320-324 ( ).
  • DOI: 10.17221/283/2014-PSE
  • Singh R., Kumar M, Mittal A., Mehta Р.К. Microbial metabolites in nutrition, healthcare and agriculture. 3 Biotech, 2017, 7(1): 4-14 ( ).
  • DOI: 10.1007/s13205-016-0586-4
Еще
Статья научная