Факторы транскрипции как потенциальные маркеры канцерогенных эффектов хронического облучения. Обзор

Автор: Кодинцева Е.А.

Журнал: Радиация и риск (Бюллетень Национального радиационно-эпидемиологического регистра) @radiation-and-risk

Статья в выпуске: 4 т.31, 2022 года.

Бесплатный доступ

При хроническом воздействии ионизирующего излучения на человека с преимущественным поражением красного костного мозга длительно регистрируются изменения, затрагивающие преимущественно Т-клеточное звено иммунитета, у пострадавших людей в отдалённые сроки регистрируется повышенная частота онкологических и сердечно-сосудистых заболеваний. Механизмы возникающих в отдалённые сроки после облучения изменений иммунитета изучены недостаточно, а патофизиологические механизмы реализации этих эффектов хронического облучения человека неизвестны. В статье представлен обзор актуальной информации о некоторых факторах транскрипции, участвующих в реализации клеточных реакций на ионизирующие излучения (в частности, NF-κB, JNK, Р38 и других), и об основных факторах, обеспечивающих процессы дифференцировки Т-лимфоцитов (STAT3, GATA3, T-BOX, FOXР3, RORС и иных). Представлена локализация отдельных факторов транскрипции и кратко описаны их основные функции. Обобщена информация о современных методах исследования транскрипционных факторов, проанализированы их основные преимущества и недостатки. Сделано заключение о том, что на клеточном уровне значительная часть радиационно-индуцированных эффектов реализуется по общебиологическому «стресс-адаптационному» алгоритму, что существенно затрудняет изучение реакций клеток на воздействие ионизирующих излучений и механизмов реализации эффектов, особенно, отсроченных во времени. Комплексное исследование внутриклеточных сигнальных путей в их взаимосвязи с генетическим и рецепторным аппаратом клеток (Т-лимфоцитов, выполняющих регуляторные функции, и клеток-эффекторов противоопухолевого иммунитета) позволит в будущем прояснить механизмы реализации отдалённых, в первую очередь, канцерогенных, эффектов хронического облучения человека.

Еще

Река теча, хроническое радиационное воздействие, отдалённые сроки, иммунная система, т-лимфоциты, факторы транскрипции, митоген-активируемые протеинкиназы, сигнальные пути, дифференцировка т-лимфоцитов, апоптоз, методы исследования факторов транскрипции

Еще

Короткий адрес: https://sciup.org/170196156

IDR: 170196156 | DOI: 10.21870/0131-3878-2022-31-4-132-147

Список литературы Факторы транскрипции как потенциальные маркеры канцерогенных эффектов хронического облучения. Обзор

Baba J., Watanabe S., Saida Y., Tanaka T., Miyabayashi T., Koshio J., Ichikawa K., Nozaki K., Koya T., Deguchi K., Tan C., Miura S., Tanaka H., Tanaka J., Kagamu H., Yoshizawa H., Nakata K., Narita I. Depletion of radio-resistant regulatory T cells enhances antitumor immunity during recovery from lymphopenia //Blood. 2012. V. 120, N 12. P. 2417-2427.
Muroyama Y., Nirschl T.R., Kochel C.M., Lopez-Bujanda Z., Theodros D., Mao W., Carrera-Haro M.A., Ghasemzadeh A., Marciscano A.E., Velarde E., Tam A.J., Thoburn C.J., Uddin M., Meeker A.K., Anders R.A., Pardoll D.M., Drake C.G. Stereotactic radiotherapy increases functionally suppressive regulatory T cells in the tumor microenvironment //Cancer Immunol. Res. 2017. V. 5, N 11. P. 992-1004.
Wirsdorfer F., Jendrossek V. The role of lymphocytes in radiotherapy-induced adverse late effects in the lung //Front. Immunol. 2016. V. 7. P. 591. DOI: 10.3389/fimmu.2016.00591.
Macaeva E., Saeys Y., Tabury K., Janssen A., Michaux A., Benotmane M.A., De Vos W.H., Baatout S., Quintens R. Radiation-induced alternative transcription and splicing events and their applicability to practical biodosimetry //Sci. Rep. 2016. V. 6. P. 19251. DOI: 10.1038/srep19251.
Li J.F., Xie L.J., Qin L.P., Liu Y.F., Zhang T.J., Huang Y., Cheng M.H. Apoptosis gene reprograming of human peripheral blood mononuclear cells induced by radioiodine-131 (131I) irradiation //Indian J. Med. Res. 2019. V. 149, N 5. P. 627-632.
Nikitakia Z., Mavragania I.V., Laskaratoua D.A., Gika V., Moskvin V.P., Theofilatos K., Vougas K., Stewart R.D., Georgakilas A.G. Systemic mechanisms and effects of ionizing radiation: a new 'old' paradigm of how the bystanders and distant can become the players //Semin. Cancer Biol. 2016. V. 37-38. P. 77-95.
ICRP, 2012. ICRP statement on tissue reactions and early and late effects of radiation in normal tissues and organs - threshold doses for tissue reactions in a radiation protection context. ICRP Publication 118 //Ann. ICRP. 2012. V. 41, N 1/2. P. 1-322 p.
Последствия радиоактивного загрязнения реки Течи /под ред. А.В. Аклеева. Челябинск: Книга, 2016. 400 c.
Ahmed R., Roger L., Costa del Amo P., Miners K.L., Jones R.E., Boelen L., Fali T., Elemans M., Zhang Y., Appay V., Baird D.M., Asquith B., Price D.A., Macallan D.C., Ladell K. Human stem cell-like memory T cells are maintained in a state of dynamic flux //Cell Rep. 2016. V. 17, N 11. P. 2811-2818.
Hei T.K., Zhao Y., Zhou H., Ivanov V.N. Mechanism of radiation carcinogenesis: role of the TGFBI gene and the inflammatory signaling cascade //Adv. Exp. Med. Biol. 2011. V. 720. P. 163-170.
Schaue D., Kachikwu E.L., McBride W.H. Cytokines in radiobiological responses: a review //Radiat. Res. 2012. V. 178, N 6. P. 505-523.
Azzam E.I., Jay-Gerin J.-P., Pain D. Ionizing radiation-induced metabolic oxidative stress and prolonged cell injury //Cancer Lett. 2012. V. 327, N 1-2. P. 48-60.
Tang F.R., Loke W.K. Molecular mechanisms of low dose ionizing radiation induced hormesis, adaptive responses, radioresistance, bystander effects, and genomic instability //Int. J. Radiat. Biol. 2014. V. 91, N 1. P. 1-68.
Хаитов Р.М., Аклеев А.В., Кофиади И.А. Индивидуальная радиочувствительность и иммунитет: национальное руководство. Челябинск: Книга, 2018. 216 с.
Human radiosensitivity: Report of the independent Advisory Group on Ionising Radiation. London: Health Protection Agency Radiation, Chemical and Environmental Hazards, 2013. 164 p.
Zhang Y., Xu M., Zhang X., Chu F., Zhou T. MAPK/c-Jun signaling pathway contributes to the upregulation of the anti-apoptotic proteins Bcl-2 and Bcl-xL induced by Epstein-Barr virus-encoded BARF1 in gastric carcinoma cells //Oncol. Lett. 2018. V. 15. P. 7537-7544.
Sabapathy K., Hu Y., Kallunki T., Schreiber M., David J.P., Jochum W., Wagner E.F., Karin M. JNK2 is required for efficient T-cell activation and apoptosis but not for normal lymphocyte development //Curr. Biol. 1999. V. 9, N 3. P. 116-125.
Yu H. Typical cell signaling response to ionizing radiation: DNA damage and extranuclear damage //Chin. J. Cancer Res. 2012. V. 24, N 2. P. 83-89.
Жуков А.С., Белоусова И.Э., Самцов А.В. Иммунологические и молекулярно-генетические механизмы развития грибовидного микоза //Вестник дерматологии и венерологии. 2015. № 4. С. 42-50.
Netchiporouk E., Litvinov I.V., Moreau L., Gilbert M., Sasseville D., Duvic M. Deregulation in STAT signaling is important for cutaneous T-cell lymphoma (CTCL) pathogenesis and cancer progression //Cell Cycle. 2014. V. 13, N 21. P. 3331-3335.
Vainchenker W., Dusa A., Constantinescu S.N. AKs in pathology: role of Janus kinases in hematopoietic malignancies and immunodeficiencies //Semin. Cell Dev. Biol. 2008. V. 19. P. 385-393.
Murray P.J. The JAK-STAT signaling pathway: input and output integration //J. Immunol. 2007. V. 178. P. 2623-2629.
Oweida A.J., Darragh L., Phan A., Binder D., Bhatia S., Mueller A., Van Court B., Milner D., Raben D., Woessner R., Heasley L., Nemenoff R., Clambey E., Karam S.D. STAT3 modulation of regulatory T cells in response to radiation therapy in head and neck cancer //J. Natl. Cancer Inst. 2019. V. 111, N 12. P. 1339-1349.
Zhou G., Xu Y., He B., Ma R., Wang Y., Chang Y., Xie Y., Wu L., Huang J., Xiao Z. Ionizing radiation modulates vascular endothelial growth factor expression through STAT3 signaling pathway in rat neonatal primary astrocyte cultures //Brain Behav. 2020. V. 10. P. e01529. DOI: 10.1002/brb3.1529.
Ryan J.L. Ionizing radiation: the good, the bad, and the ugly //J. Invest. Dermatol. 2012. V. 132. P. 985-993.
Gao H., Dong Z., Gong X., Dong J., Zhang Y., Wei W., Wang R., Jin S. Effects of various radiation doses on induced T-helper cell differentiation and related cytokine Secretion //J. Radiat. Res. 2018. V. 59, N 4. P. 395-403.
Tang Y., Chen X., Zhang Y., Tang Z., Zhuo M., Li D., Wang P., Zang G., Yu Y. Fusion protein of tapasin and hepatitis B core antigen 1827 enhances T helper cell type 1/2 cytokine ratio and antiviral immunity by inhibiting suppressors of cytokine signaling family members 1/3 in hepatitis B virus transgenic mice //Mol. Med. Rep. 2014. V. 9. P. 1171-1178.
Xiang L., Rehm K.E., Marshall G.J. Effects of strenuous exercise on Th1/Th2 gene expression from human peripheral blood mononuclear cells of marathon participants //Mol. Immunol. 2014. V. 60. P. 129-134.
Singh R., Miao T., Symonds A., Omodho B., Li S., Wang P. Egr2 and 3 inhibit T-betmediated IFN-у production in T cells //J. Immunol. 2017. V. 198, N 11. P. 4394-4402.
Lee W., Lee G.R. Transcriptional regulation and development of regulatory T-cells //Exp. Mol. Med. 2018. V. 50, N 3. P. e456. DOI: 10.1038/emm.2017.313.
Nakatsukasa H., Oda M., Yin J., Chikuma S., Ito M., Koga-Iizuka M., Someya K., Kitagawa Y., Ohkura N., Sakaguchi S., Koya I., Sanosaka T., Kohyama J., Tsukada Y.-I., Yamanaka S., Takamura-Enya T., Lu Q., Yoshimura A. Loss of TET proteins in regulatory T cells promotes abnormal proliferation, Foxp3 destabilization and IL-17 expression //Int. Immunol. 2019. V. 31, N 5. P. 335-347.
Emel S., Mehmet S. Epigenetical targeting of the FOXP3 gene by S-adenosylmethionine diminishes the suppressive capacity of regulatory T cells ex vivo and alters the expression profiles //J. Immunother. 2019. V. 42, N 1. P. 11-22.
Beauford S.S., Kumari A., Garnett-Benson C. Ionizing radiation modulates the phenotype and function of human CD4+ induced regulatory T cells //BMC Immunol. 2020. V. 21. P. 18. DOI: 10.1186/s12865-020-00349-w.
Cao M., Cabrera R., Xu Y., Liu C., Nelson D. Different radiosensitivity of CD4+ CD25+ regulatory T cells and effector T cells to low dose gamma irradiation in vitro //Int. J. Radiat. Biol. 2011. V. 87, N 1. P. 71-80.
Gremy O., Benderitter M., Linard C. Acute and persisting Th2-like immune response after fractionated colorectal gamma-irradiation //World J. Gastroenterol. 2008. V. 14, N 46. P. 7075-7085.
Jasiulionis M.G. Abnormal epigenetic regulation of immune system during aging //Front. Immunol. 2018. V. 9. P. 197. DOI: 10.3389/fimmu.2018.00197.
Korn T., Bettelli E., Oukka M., Kuchroo V.K. IL-17 and Th17 cells //Annu. Rev. Immunol. 2009. V. 27. P. 485-517.
Ivanov I.I., McKenzie B.S., Zhou L., Tadokoro C.E., Lepelley A., Lafaille J.J., Cua D.J., Littman D.R. The orphan nuclear receptor ROR-gammat directs the differentiation program of proinflammatory IL-17+ T helper cells //Cell. 2006. V. 126, N 6. P. 1121-1133.
Chen Z., Lin F., Gao Y., Li Z., Zhang J., Xing Y., Deng Z., Yao Z., Tsun A., Li B. FOXP3 and RORyt: transcriptional regulation of Treg and Th17 //Int. Immunopharmacol. 2011. V. 11, N 5. P. 536-542.
Cai J.-L., Du L., Ma Q., Pan X., Yang X., Xiao F., Cui Y. Characteristics and significance of change in Treg/Th17 balance in rats with combined trauma and y-radiation //Med. J. Chin. People's Lib. Army. 2013. V. 38, N 1. P. 19-22.
Bessout R., Demarquay C., Moussa L., René A., Doix B., Benderitter M., Sémont A., Mathieu N. TH17 predominant T-cell responses in radiation-induced bowel disease are modulated by treatment with adipose-derived mesenchymal stromal cells //J. Pathol. 2015, V, 237, N 4. P. 435-446.
Riffelmacher T., Richter F.C., Simon A.K. Autophagy dictates metabolism and differentiation of inflammatory immune cells //Autophagy. 2018. V. 14, N 2. P. 199-206.
Sanli T., Rashid A., Liu C., Harding S., Bristow R.G., Cutz J.-C., Singh G., Wright J., Tsakiridis T. Ionizing radiation activates AMP-activated kinase (AMPK): a target for radiosensitization of human cancer cells //Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys. 2010. V. 78, N 1. P. 221-229.
Wang Z., Chen Z., Jiang Z., Luo P., Liu L., Huang Y., Wang H., Wang Y., Long L., Tan X., Liu D., Jin T., Wang Y.I., Wang Y., Liao F., Zhang C., Chen L., Gan Y., Liu Y., Yang F., Huang C., Miao H., Chen J., Cheng T., Fu X., Shi C. Cordycepin prevents radiation ulcer by inhibiting cell senescence via NRF2 and AMPK in rodents //Nat. Commun. 2019. V. 10. P. 2538. DOI: 10.1038/s41467-019-10386-8.
Stone K.L., Elliott J.I., Peterson G., McMurray W., Williams K.R. Reversed-phase high-performance liquid chromatography for fractionation of enzymatic digests and chemical cleavage products of proteins //Methods Enzymol. 1990. V. 193. P. 389-412.
Marcotte E.M. How do shotgun proteomics algorithms identify proteins? //Nat. Biotechnol. 2007. V. 25. P. 755-757.
Codorean E., Nichita C., Albulescu L., Râducan E., Popescu I.D., Lonitâ A.C., Albulescu R. Correlation of XMAP and ELISA cytokine profiles; development and validation for immunotoxicological studies in vitro //Roum. Arch. Microbiol. Immunol. 2010. V. 69, N 1. P. 13-19.
O'Farrell P.H. High resolution two-dimensional electrophoresis of proteins //J. Biol. Chem. 1975. V. 250, N 10. P. 4007-4021.
Towbin H., Staehelin T., Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. V. 76, N 9. P. 4350-4354.
Schuerwegh A.J., Stevens W.J., Bridts C.H., De Clerck L.S. Evaluation of monensin and brefeldin A for flow cytometric determination of interleukin-1 beta, interleukin-6, and tumor necrosis factor-alpha in monocytes //Cytometry. 2001. V. 46, N 3. P. 172-176.
Baksh M.M., Kussrow A.K., Mileni M., Finn M.G., Bornhop D.J. Label-free quantification of membrane-ligand interactions using backscattering interferometry //Nat. Biotechnol. 2011. V. 29, N 4. P. 357-360.
Ivanov A.S., Medvedev A., Ershov P., Molnar A., Mezentsev Y., Yablokov E., Kaluzhsky L., Gnedenko O., Buneeva O., Haidukevich I., Sergeev G., Lushchyk A., Yantsevich A., Medvedeva M., Kozin S., Popov I., Novikova S., Zgoda V., Gilep A., Usanov S., Lisitsa A., Archakov A. Protein interactomics based on direct molecular fishing on paramagnetic particles: practical realization and further SPR validation //Proteomics. 2014. V. 14. P. 2261-2274.
Yevshin I., Sharipov R., Valeev T., Kel A., Kolpakov F. GTRD: a database of transcription factor binding sites identified by ChIP-seq experiments //Nucleic Acids Res. 2017. V. 45, N D1. P. D61-D67.
Rubina A.Y., Dementieva E.I., Stomakhin A.A., Darii E.L., Pan'kov S.V., Barsky V.E., Ivanov S.M., Konovalova E.V., Mirzabekov A.D. Hydrogel-based protein microchips: manufacturing, properties, and applications //Biotechniques. 2003. V. 34, N 5. P. 1008-1014.
Tuerk C., Gold L. Systematic evolution of ligands by exponential enrichment: RNA ligands to bacteriophage T4 DNA polymerase //Science. 1990. V. 249, N 4968. P. 505-510.
Ellington A.D., Szostak J.W. In vitro selection of RNA molecules that bind specific ligands //Nature. 1990. V. 346. P. 818-822.
Hathout Y., Brody E., Clemens P.R., Cripe L., DeLisle R.K., Furlong P., Gordish-Dressman H., Hache L., Henricson E., Hoffman E.P., Kobayashi Y.M., Lorts A., Mah J.K., McDonald C., Mehler B., Nelson S., Nikrad M., Singer B., Steele F., Sterling D., Sweeney H.L., Williams S., Gold L. Large-scale serum protein biomarker discovery in Duchenne muscular dystrophy //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015. V. 112, N 23. P. 7153-7158.
Voller A., Bidwell D., Huldt G., Engvall E. A microplate method of enzyme-linked immunosorbent assay and its application to malaria //Bull. World Health Organ. 1974. V. 51, N 2. P. 209-211.

Еще

Статья научная