Ферментационные процессы в сенаже из люцерны без добавок и с интродукцией штамма Lactobacillus plantarum

Автор: Победнов Ю.А., Мамаев А.А., Широкоряд М.С., Йылдырым Е.А., Лаптев Г.Ю., Ильина Л.А., Бражник Е.А., Тарлавин Н.В.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Кормовые культуры, кормопроизводство

Статья в выпуске: 6 т.55, 2020 года.

Бесплатный доступ

Оптимальный рН, необходимый для функционирования протеаз у люцерны, более низкий, нежели у клевера лугового или злаковых трав, а в составе этой культуры много белка и пектина, что не способствует получению качественного корма. Подкисление сенажируемой люцерны рекомендуется ускорять за счет внесения препаратов молочнокислых бактерий. В настоящей работе впервые в России было выявлено разнообразие состава микроорганизмов при ферментации сенажа с применением NGS-секвенирования. Целью работы было изучение особенностей ферментации люцерны при ее обычном сенажировании и применении препарата молочнокислых бактерий Биотроф. Опыты проводили в 2018-2019 годах. В первом опыте исследовали особенности биохимических и микробиологических процессов, возникающих при сенажировании люцерны. В качестве сырья использовали люцерну изменчивую Medicago sativa L. nothosubsp. varia (Martyn) Arcang сорта Пастбищная 88 (экспериментальное поле ФНЦ кормопроизводства и агроэкологии им. В.Р. Вильямса, Московская обл.). Перед закладкой в стеклянные бутыли объемом 0,5 л люцерну подвяливали в прокосах в течение 7 ч до содержания сухого вещества 43,5 %. Динамику рН, содержание аммиака, сахаров и кислот брожения изучали при сенажировании люцерны в лабораторных сосудах обычным способом. Сенаж анализировали через 0, 4, 7, 14, 28, 60 и 90 сут хранения. Состав микробного сообщества исходной растительной массы и сенажа из люцерны анализировали в динамике с использованием молекулярно-биологического метода NGS-секвенирования по модифицированнной методике. Во второй серии опытов изучали влияние препарата молочнокислых бактерий Биотроф (ООО «Биотроф», Россия) на основе Lactobacillus plantarum № 60 на сохранность и биохимические показатели сенажа из люцерны сорта Пастбищная 88, провяленной до содержания сухого вещества 47,6 и 51,3 %. Сенаж заготавливали в лабораторных емкостях объемом 0,5 л, оснащенных устройствами для учета выделившихся газов, без внесения добавок и с введением препарата Биотроф в рекомендуемой заводом-изготовителем дозе (105 КОЕ/г зеленой массы). Было показано, что при кратковременном провяливании люцерны до сенажной влажности в сухом веществе растений образуется 0,03-0,04 % аммиака и 0,08 % масляной кислоты, содержание которых в начале сенажирования возрастает соответственно до 0,08-0,09 и 0,13-0,14 %. При провяливании и в начале сенажирования люцерны наблюдалось заметное увеличение содержания моносахаров в ее сухом веществе. Кроме того, при провяливании в сухом веществе люцерны накапливается до 3,7 % и более яблочной кислоты, которая, как и сахар, способна сбраживаться молочнокислыми бактериями. Продуценты масляной кислоты - бактерии семейства Clostridiaceae в процессе ферментации не обнаруживались. Среди бактерий класса Clostridia в сенаже при хранении были выявлены типичные обитатели рубца - бактерии семейств Eubacteriaceae , Lachnospiraceae , Peptostreptococcaceae и Ruminococcaceae . Мы выявили связь между возрастанием обилия бактерий рода Ruminococcus и увеличением количества яблочной кислоты ( r = 0,80 при p £ 0,05), а также между возрастанием количества яблочной кислоты и увеличением численности бактерий филума Bacteroides , присутствующих в сенаже ( r = 0,84 при p £ 0,05). Накопление яблочной кислоты улучшало сбраживаемость растений, обусловливая быстрое подкисление корма до рН 4,4-4,3 под влиянием внесенного препарата молочнокислых бактерий Биотроф. Этот прием улучшал биохимические показатели корма, способствуя снижению содержания в нем масляной кислоты, однако не приводил к заметному улучшению сохранности питательных веществ и повышению энергетической питательности сухого вещества полученного сенажа вследствие благоприятного процесса брожения в провяленной люцерне. Ускорение подкисления провяленной массы препаратом Биотроф не оказывало существенного влияния и на сокращение образования аммиака в процессе ферментации. До 4-14-х сут хранения в сенаже без добавок выживали микроорганизмы Staphylococcus arlettae , Salmonella subterranea ,

Еще

Люцерна, сенаж, протеолиз, микробиота, биопрепараты, молочнокислые бактерии, подкисление, качество корма, ngs-секвенирование, количественная пцр

Короткий адрес: https://sciup.org/142229455

IDR: 142229455   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2020.6.1268rus

Список литературы Ферментационные процессы в сенаже из люцерны без добавок и с интродукцией штамма Lactobacillus plantarum

  • Производство грубых кормов (в 2-х книгах). Книга 1 /Под ред. Д. Шпаара. Торжок, 2002.
  • McKersie B.D. Effect of pH on proteolysis in ensiled legume forage. Agronomy Journal, 1983, 77, 1: 81-86.
  • Tao L., Guo X.S., Zhou H., Undersander D.J., Nandety A. Short communication: Characteristics of proteolytic activities of endo- and exopeptidases in alfalfa herbage and their implications for proteolysis in silage. Journal of Dairy Science, 2012, 95(8): 4591-4595 (doi: 10.3168/jds.2012-5383).
  • Победнов Ю.А., Косолапов В.М. Биологические основы силосования люцерны с препаратами молочнокислых бактерий (обзор). Сельскохозяйственная биология, 2018, 53(2): 258269 (doi: 10.15389/agrobiology.2018.2.258rus).
  • Химия и биохимия бобовых растений /Под ред. М.Н. Запрометова. М., 1986.
  • Pobiednow J.A., Achlamow J.D., Otroszko S.A., Szewcow A.W. Technologie konserwacji pasz objçtosciowych. In: Efektywne sposoby produkcji pasz objçtosciowych na Iqkach i pastwiskach w zroznicowanych warunkach siedliskowych Polski i Rosji /J. Barszczewski, W.M. Kosolapow (eds.). Falenty, 2016: 252-283.
  • Курнаев О.М. Вплив технологи заготiвлi сшажу на втрати сирого протешу та його фрак-цiйний склад упродовж зберпания. Корми i кормовиробництво. Мгжвгдомчий тематичний науковий збгрник. Вшниця, 66: 274-280.
  • Whiter A.G., Kung L. Jr. The effect of dry or liquid application of Lactobacillusplantarum MTDI on the fermentation of alfalfa silage. Journal of Dairy Science, 2001, 84(10): 2195-2202 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(01)74666-8).
  • Победнов Ю.А. О новообразовании сахара при провяливании трав. Кормопроизводство, 2012, 8: 37-38.
  • Zheng M., Niu D., Zuo S., Mao P., Meng L., Xu C. The effect of cultivar, wilting and storage period on fermentation and the clostridial community of alfalfa silage. Italian Journal of Animal Science, 2018, 17, 2: 336-346. (doi: 10.1080/1828051X.2017.1364984) Зафрен С.Я. Технология приготовления кормов. М., 1977.
  • Чуканов Н.К., Попенко А.К. Микробиология консервирования трудносилосуемых растений. Алма-Ата, 1986.
  • Eikmeyer F.G., Köfinger P., Poschenel A., Jünemann S., Zakrzewski M., Heinl S., Mayrhu-ber E., Grabherr R., Pühler A., Schwab H., Schlüter A. Metagenome analyses reveal the influence of the inoculant Lactobacillus buchneri CD034 on the microbial community involved in grass ensiling. Journal of Biotechnology, 2013, 167(3): 334-343 (doi: 10.1016/j.jbiotec.2013.07.021).
  • Ni K., Minh T.T., Tu T.T., Tsuruta T., Pang H., Nishino N. Comparative microbiota assessment of wilted Italian ryegrass, whole crop corn, and wilted alfalfa silage using denaturing gradient gel electrophoresis and next-generation sequencing. Applied Microbiology and Biotechnology, 2017, 101(4): 1385-1394 (doi: 10.1007/s00253-016-7900-2).
  • Savoie P., Jofriet J.C. Silage storage. In: Silage science and technology, Vol. 42 /D.R. Buxton, R.E. Muck, J.H. Harrison (eds.). Madison, 2015: 405-467 (doi: 10.2134/agronmonogr42.c9).
  • Principles and applications of soil microbiology /D. Sylvia, J.J. Fuhrmann, P.G. Hartel, D.A. Zuberer (eds.). Pearson Prentice Hall Upper Saddle River, N.J., 2005.
  • Йылдырым Е.А. Теоретические и экспериментальные основы микробиологической безопасности консервированных кормов для жвачных сельскохозяйственных животных. Докт. дис. Дубровицы, 2019.
  • Зубрилин А.А., Мишустин Е.М. Силосование кормов (теория вопроса). М., 1958. Якушкина Н.И., Бахтенко Е.Ю. Физиология растений. М., 2004.
  • Куперман И.А., Хитрово Е.В. Дыхательный газообмен как элемент продуктивного процесса растений. Новосибирск, 1977.
  • Епринцев А.Т. Малатдегидрогеназная и аконитазная ферментные системы высших растений: физиолого-биохимическая характеристика, регуляция и роль в адаптации к факторам внешней среды. Автореф. докт. дис. Воронеж, 1991.
  • Евглевский А.А., Рыжкова Г.Ф., Евглевская Е.П., Ванина Н.В., Михайлова И.И., Денисова А.В., Ерыженская Н.Ф. Биологическая роль и метаболическая активность янтарной кислоты. Вестник Курской государственной сельскохозяйственной академии, 2013, 9: 67-69.
  • Хелдт Г.-В. Биохимия растений /Пер. с англ. М.А. Брейгиной, Т.А. Власовой, М.В. Титовой, В.Ю. Штратниковой. М., 2014.
  • Yahaya M.S., Kimura A., Harai J., Nguyen H.V., Kawai M., Takahashi J., Matsuoka S. Evaluation of structural carbohydrates losses and digestibility in alfalfa and orchard grass during ensiling. Asian-Australasian Journal of Animal's Sciences, 2001, 14(12): 1701-1704 (doi: 10.5713/ajas.2001.1701).
  • Li X., Tian J., Zhang Q., Jiang Y., Wu Z., Yu Z. Effect of mixing red clover with alfalfa at different ration on dynamics of proteolysis and protease activities during ensiling. Journal of Dairy Science, 2018, 101(10): 8954-8964 (doi: 10.3168/jds.2018-14763).
  • Маевский Е.И., Гришина Е.В. Биохимические основы механизма действия фумарат-со-держащих препаратов. Биомедицинский журнал, 2017, 18(2): 50-80.
  • Ding W.R., Long R.J., Guo X.S. Effects of plant enzyme inactivation or sterilization on lipolysis and proteolysis in alfalfa silage. Journal of Dairy Science, 2013, 96(4): 2536-2543 (doi: 10.3168/jds.2012-6438).
  • Kim M., Singh D., Lai-Hoe A., Go R., Rahim R.A., Ainuddin A.N., Chun J., Adams J.M. Distinctive phyllosphere bacterial communities in tropical trees. Microbial Ecology, 2012, 63(3): 674-681 (doi: 10.1007/s00248-011-9953-1).
  • Kielak A.M., Barreto C.C., Kowalchuk G.A., van Veen J.A., Kuramae E.E. The ecology of Acidobacteria: moving beyond genes and genomes. Frontiers in Microbiology, 2016, 7: 744 (doi: 10.3389/fmicb.2016.00744).
  • Fierer N., Bradford M.A., Jackson R.B. Toward an ecological classification of soil bacteria. Ecology, 2007, 88(6): 1354-1364 (doi: 10.1890/05-1839).
  • McAllister T.A., Duniere L., Drouin P., Xu S., Wang Y., Munns K., Zaheer R. Silage review: Using molecular approaches to define the microbial ecology of silage. Journal of Dairy Science, 2018, 101(5): 4060-4074 (doi: 10.3168/jds.2017-13704). Мак-Дональд П. Биохимия силоса. М., 1985.
  • Филатов И.И., Кузнецова Т.Т., Сафронова Л.Г. Микробиологические и биохимические процессы при силосовании люцерны с разным уровнем сухого вещества. Сибирский вестник сельскохозяйственной науки, 1978, 5: 44-47.
  • Тараканов Б.В. Методы исследования микрофлоры пищеварительного тракта сельскохозяйственных животных и птицы. М., 2006.
  • Ильина Л.А. Изучение микрофлоры рубца крупного рогатого скота на основе молекулярно-биологического метода T-RFLP с целью разработки способов ее оптимизации. Канд. дис. Дубровицы, 2012.
  • Rodriguez-Casta^ G.P., Dorris M.R., Liu X., Boiling B.W., Acosta-Gonzalez A., Rey F.E. Bac-teroides thetaiotaomicron starch utilization promotes quercetin degradation and butyrate production by Eubacterium ramulus. Frontiers in Microbiology, 2019, 10: 1145 (doi: 10.3389/fmicb.2019.01145).
  • Dinakaran V., Shankar M., Jayashree S., Rathinavel A., Gunasekaran P., Rajendhran J. Genome sequence of Staphylococcus arlettae strain CVD059, isolated from the blood of a cardiovascular disease patient. Journal of Bacteriology, 2012, 194(23): 6615-6616 (doi: 10.1128/JB.01732-12).
  • Shelobolina E.S., Sullivan S.A., O'Neill K.R., Nevin K.P., Derek R. Isolation, characterization, and U(VI)-reducing potential of a facultatively anaerobic, acid-resistant bacterium from low-pH, nitrate- and U(VI)-contaminated subsurface sediment and description of Salmonella subterranea sp. nov. Applied and Environmental Microbiology, 2004, 70(5): 2959-2965 (doi: 10.1128/AEM.70.5.2959-2965.2004).
  • Dave A.M., Ratnaraj F., Velagapudi M., Krishnan M., Gujula N.R., Foral P.A., Preheim L. Streptococcus gordonii empyema: a case report and review of empyema. Cureus, 2017, 9(4): e1159 (doi: 10.7759/cureus.1159).
  • Pan Y., An H., Fu T., Zhao S., Zhang C., Xiao G., Zhang J., Zhao X., Hu G. Characterization of Streptococcus pluranimalium from a cattle with mastitis by whole genome sequencing and functional validation. BMC Microbiology, 2018, 18(1): 182 (doi: 10.1186/s12866-018-1327-0).
  • Jung A., Metzner M., Ryll M. Comparison of pathogenic and non-pathogenic Enterococcus cecorum strains from different animal species. BMC Microbiology, 2017, 17(1): 33 (doi: 10.1186/s12866-017-0949-y).
  • Simu K., Hagstrom A. Oligotrophic bacterioplankton with a novel single-cell life strategy. Applied and Environmental Microbiology, 2004, 70(4): 2445-2451 (doi: 10.1128/AEM.70.4.2445-2451.2004).
  • Победнов Ю.А., Мамаев А.А., Иванова М.С., Юртаева К.Е. Силосование люцерны с препаратами молочнокислых бактерий. Животноводство и кормопроизводство, 2018, 101, 1: 213-220.
  • Mohammed R., Stevenson D.M., Beauchemin K.A., Muck R.E., Weimer P.J. Changes in rumi-nal bacterial community on following feeding of alfalfa silage in occulated with a commercial silage inoculant. Journal of Dairy Science, 2012, 95(1): 328-339 (doi: 10.3168/jds.2011-4492).
Еще
Статья научная