Физиологическая роль кальция при бобово-ризобиальном симбиозе

Физиологическая роль кальция при бобово-ризобиальном симбиозе

Автор: Васильева Г.Г., Ищенко А.А., Глянько А.К.

Журнал: Журнал стресс-физиологии и биохимии @jspb

Статья в выпуске: 4 т.7, 2011 года.

Бесплатный доступ

Обобщены данные литературы о физиологической роли кальция (Са2+) в развитии бобово-ризобиального симбиоза на начальных его этапах - инфицирования и образования симбиотических структур. Рассмотрены вопросы о функции Са2+ в растениях, особенности формирования бобово-ризобиального симбиоза и роль кальция при взаимодействии двух организмов. Проанализированы данные о взаимодействии АФК и Са2+ при развитии бобово-ризобиального симбиоза, а также связь НАДФН-оксидазной активности с кальциевой сигнальной системой. Особое внимание обращается на роль Са2+- спайков (calcium spiking) и кальций-кальмодулинзависимой киназы в инициации функционирования симбиотических путей у растения, приводящих к инфицированию и образованию симбиотических структур.

Еще

Бобово-ризобиальный симбиоз, кальций (са2+), са2+-спайки, са2+-кальмодулинзависимая киназа, nod-фактор ( nf), лизин-мотив рецепторподобная киназа (lysm rlk), лейцин-обогащенная рецепторподобная киназа (lrr rlk)

Короткий адрес: https://sciup.org/14323568

IDR: 14323568

Список литературы Физиологическая роль кальция при бобово-ризобиальном симбиозе

  • Глянько, А.К., Васильева, Г.Г., Ищенко, А.А. и др. (2010). Активность НАДФН-оксидазы в корнях проростков гороха при ризобиальной инфекции в зависимости от действия абиотических и биотических факторов. Прикладная биохимия и микробиология, 46: 479-485.
  • Глянько, А.К., Ищенко, А.А. (2010а). Структурные и функциональные особенности НАДФН-оксидазы растений. Прикладная биохимия и микробиология, 46: 509-518.
  • Глянько, А.К., Митанова, Н.Б., Степанов, А.В. (2012). Влияние факторов среды на генерацию оксида азота (NO) в корнях этиолированных проростков гороха. Прикладная биохимия и микробиология, 48: 95-102 (в печати).
  • Колупаев, Ю.Е. (2007). Кальций и стрессовые реакции растений. Вестник Харьковского нац. аграрного ун-та. Серия Биология, вып.1 (10): 24-41.
  • Колупаев, Ю.Е., Карпец, Ю. В. (2010). Формирование адаптивных реакций растений на действие абиотических стрессоров. Киев: «Основа», 352 с.
  • Медведев, С.С. (2005). Кальциевая сигнальная система растений. Физиология растений, 52: 283-305.
  • Медведев, С.С. (2010). Кальциевая сигнальная система растительной клетки. В кн.: Клеточная сигнализация (ред. А.Н. Гречкин). Казань: Изд-во ФЭН, с. 26-36.
  • Митанова, Н.Б., Миронова, Н.В., Глянько, А.К. (2006). Поглощение нитратов проростками гороха в зависимости от дозы азота и инокуляции клубеньковыми бактериями. Агрохимия, № 1: 32-33.
  • Митанова, Н.Б. (2010). Влияние минерального азота на начальные этапы формирования бобово-ризобиального симбиоза. Автореф. дис. … канд. биол. наук. Иркутск: СИФИБР СО РАН, 19 c.
  • Тарчевский, И.А. (2002). Сигнальные системы клеток растений. М.: Наука, 294 с.
  • Шишова, М.Ф., Танкелюн, О.В., Емельянов, В.В., Полевой, В.В. (2008). Рецепция и трансдукция сигналов у растений. СПб: Изд-во С.-Петерб. ун-та, с. 43-51.
  • Arrighi, J.F., Barre, A., Ben Amor, B. et al. (2006). The Medicago truncatula lysine motif-receptor-like kinase gene family includes NFP and new nodule-expressed genes. Plant Physiol., 142: 265-279.
  • Banfi, B., Tirone, F., Durussel, I. et al. (2004). Mechanism of Ca2+ activation of the NADPH oxidase 5 (NOX5). J. Biol. Chem., 279: 18583-18591.
  • Baxter-Burrell, A., Yang, Z., Springer, P.S., Bailey-Serres, J. (2002). Rop GAP4-dependent Rop GTPase rheostat control of Arabidopsis oxygen deprivation tolerance. Science, 296: 2026-2028.
  • Besson-Bard, A., Pugin, A., Wendehenne, D. (2008). New insights into nitric oxide signaling in plants. Annu. Rev. Plant Biol., 59: 21-39.
  • Blume, B., Nurnberger, T., Nass, N., Scheel, D. (2000). Receptor-mediated increase in cytoplasmic free calcium required for activation of pathogen defense in parsley. Plant Cell, 12: 1425-1440.
  • Bolwer, C., Fluhr, R. (2000). The role calcium and activated oxygens as signals for controlling cross-tolerance. Trends Plant Sci., 5: 241-246.
  • Camas, A., Cardenas, L., Quinto, C. et al. (2002). Expression of different calmodulin genes in bean (Phaseolus vulgaris L.): role of Nod factor on calmodulin gene regulation. Mol. Plant-Microbe Interac.,15: 428-436.
  • Capoen, W., Sun, J., Wysham, D. et al. (2011). Nuclear membranes control symbiotic calcium signaling of legumes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 108: 14348-14353.
  • Cardenas, L., Feijo, J.A., Kunkel, J.G. et al. (1999). Rhizobium root factors induce increases in intracellular free calcium and entracellular calcium influxes in bean root hairs. Plant J., 19: 347-352
  • Cardenas, L., Holdaway-Clarke, T.L., Sanchez, F. et al. (2000). Ion changes in legume root hairs responding to Nod factors. Plant Physiol., 123: 443-452.
  • Cardenas, L., Martinez, A., Sanchez, F. et al. (2008). Fast, transient and specific intracellular ROS changes in living root hair cells responding to Nod factors (NF). Plant J., 56: 802-813.
  • Catoira, R., Galera, C., de Billy, F. et al. (2000). Four genes of Medicago truncatula controlling components of a Nod factor transduction pathway. Plant Cell, 12: 1647-1666.
  • Coelho, S.M., Brownlee, C., Bothwell, J.H. (2008). A tip-high, Ca2+-interdependent, reactive oxygen species gradient is associated with polarized growth in Fucus serratus zygotes. Planta, 227: 1037-1046.
  • Courtois, C., Besson, A., Dahan, J. et al. (2008). Nitric oxide signaling in plants: interplays with Ca2+ and protein kinases. J. Exp. Bot., 59: 155-163.
  • Downie, J.A. (2010). The roles of extracellular proteins, polysaccharides and signals in the interactions of rhizobia with legume roots. FEMS Microbiol. Rev., 34: 150-170.
  • Ehrhardt, D. W., Wais, R., Long, S.R. (1996). Calcium spiking in plant root hairs responding to Rhizobium nodulation signals. Cell, 85: 673-681.
  • Esseling, J.J., Lhuissier, F.G.P., Emons, A.M.C. (2004). Nonsymbiotic root hair tip growth phenotype in NORK-mutated legumes: implications for nodulation factor-induced signaling and formation of a multifaceted root hair pocket for bacteria. Plant Cell, 16: 933-944.
  • Ferguson, B.J., Mathesius, U. (2003). Signaling interactions during nodule development. J. Plant Growth Regul., 22: 47-72.
  • Ferguson, B.J., Indrasumunar, A., Hayashi, S. et al. (2010). Molecular analysis of legume nodule development and autoregulation. J. Integr. Plant Biol., 52: 61-76.
  • Foreman, J., Demidchik, V., Bothwell, J.H. et al. (2003). Reactive oxygen species produced by NADPH oxidase regulate plant cell growth. Nature, 422: 442-446.
  • Gage, D.J. (2004). Infection and invasion of roots by symbiotic, nitrogen-fixing rhizobia during nodulation of temperate legumes. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 68: 280-300.
  • Gamas, P., de Billy F., Truchet, G. (1998). Symbiosis-specific expression of two Medicago truncatula nodulin genes, MtN1 and Mt13, incoding products gomologous to plant defense proteins. Mol. Plant-Microbe Interac., 11: 393-403.
  • Glyan'ko, A.K., Mitanova, N.B., Stepanov, A. V. (2010). The physiological role of nitric oxide (NO) in plants. Вестник Харьковского нац. аграрного ун-та. Серия Биология, вып. 1(19): 6-20.
  • Gough, C., Cullimore, J. (2011). Lipo-chitooligosaccharide signaling in endosymbiotic plant-microbe interactions. Mol. Plant-Microbe Interac., 24: 867-878.
  • Grant, M., Brown, I., Adams, S. et al. (2000). The RPMI plant disease resistance gene facilitates a rapid and sustained increase in cytosolic calcium that is necessary for the oxidative burst and hypersensitive cell death. Plant J., 23: 441-450.
  • Hayashi, T., Banda, M., Shimoda, Y. et al. (2010). A dominant function of CCaMK in intracellular accommodation of bacterial and fungal endosymbionts. Plant J., 63: 141-154.
  • Jabs, T., Tschope, M., Colling, C. et al. (1997). Elicitor-stimulated ion fluxes and O2-from oxidative burst are essential components in triggering defense gene activation and phytoalexin synthesis in parsley. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94: 4800-4805.
  • Jones, K.M., Kobayashi, H., Davies, B.W. et al. (2007). How rhizobial symbionts invade plants: the Sinorhizobium-Medicago model. Nat. Rev. Microbiol., 5: 619-633.
  • Kaur, N., Gupta, A.K. (2005). Signal transduction pathways under abiotic stresses in plants Curr. Sci., 88: 1771-1780.
  • Kouchi, H., Imaizumi-Anraku, H., Hayashi, M. et al. (2010). How many peas in a pod? Legume genes responsible for mutualistic symbioses underground. Plant Cell Physiol., 51: 1381-1397.
  • Kobayashi, M., Kawakita, K., Maeshima, M. et al. (2006). Subcellular localization of Strbon proteins and NADPH-dependent O2-generating activity in potato tuber tissues. J. Exp. Bot., 57: 1373-1379.
  • Kwak, J.M., Mori, I.C., Pei, Z.M. et al. (2003). NADPH oxidase AtrbohD and AtrbohF genes function in ROS-dependent ABA signaling in Arabidopsis. EMBO J., 22: 2623-2633.
  • Limpens, E., Franken, C., Smit, P. et al. (2003). LysM domain receptor kinases regulating rhizobial Nod factor-induced infection. Science, 302: 630-633.
  • Lohar, D.P., Haridas, S., Gantt, J.S. et al. (2007). A transient decrease in reactive oxygen species in roots leads to root hair deformation in the legume-rhizobia symbiosis. New Phytol., 173: 39-54.
  • Madsen, E.B., Madsen, L.H., Radutoiu, S. et al. (2003). A receptor kinase gene of the LysM type is involved in legume perception of rhizobial signals. Nature, 425: 637-640.
  • Mori, I.C., Schroeder, J.S. (2004). Reactive oxygen species activation of plant Ca2+ channels. A signaling mechanism in polar growth, hormone transduction, stress signaling, and hypothetically mechanotransduction. Plant Physiol., 135: 702-708.
  • Oldroyd, G.E.D., Downie, J.A. (2004). Calcium, kinases and nodulation signalling in legumes. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 5: 566-576.
  • Oldroyd, G.E.D., Downie, J.A. (2006). Nuclear calcium changes at the core of symbiosis signaling. Curr. Opin. Plant Biol., 9: 351-357.
  • Oldroyd, G.E.D., Downie, J.A. (2008). Coordinating nodule morphogenesis with rizobial infection in legumes. Annu. Rev. Plant Biol., 59: 519-546.
  • Pauly, N., Pucciariello, C., Mandon, K. et al. (2006). Reactive oxygen and nitrogen species and glutathione: key players in the legume-Rhizobium symbiosis. J. Exp. Bot., 57: 1769-1776.
  • Pei, Z.M., Murata, Y., Benning, G. et al. (2000). Calcium channels activated by hydrogen peroxide mediate abscisic acid signalling in guard cells. Nature, 406: 731-734.
  • Peleg-Grossman, S., Volpin, H., Levine, A. (2007). Root hair curling and Rhizobium infection in Medicago tranculata are mediated by phosphatidylinositine -regulated endocytosis and reactive oxygen species. J. Exp. Bot., 58: 1637-1649.
  • Perotto, S., Brewin, N.J., Kannenberg, E.L. (1994). Cytological evidence for a host defense response that cell and tissue invasion in pea nodules by lypopolysaccharide-defective mutants of Rhizobium leguminosarum strain 3841. Mol. Plant-Microbe Interac., 7: 99-112.
  • Popp, C., Ott, T. (2011). Regulation of signal transduction and bacterial infection during root nodule symbiosis. Curr. Opin. Plant Biol., 14: 458-467.
  • Potocky, M., Jones, M.A., Bezvoda, R. et al. (2007). Reactive oxygen species produced by NADPH oxidase are involved in pollen tube growth. New Phytol., 174: 742-751.
  • Rasmussen, H. (1981). Calcium and cAMP as a synarchic messengers. N.Y.: Wiley. 370 p.
  • Radutoiu, S., Madsen, L.H., Madsen, E.B. et al. (2003). Plant recognition of symbiotic bacteria requires two LysM receptor-like kinases. Nature, 425: 585-592.
  • Reddy, A.S.N. (2001). Calcium: Siler bullet in signaling. Plant Sci., 160: 381-404.
  • Sagi, M., Fluhr, R. (2001). Superoxide production by plant homologues of the gp91 (phox) NADPH oxidase. Modulation of activity by calcium and by tobacco mosaic virus infection. Plant Physiol., 126: 1281-1290.
  • Sagi, M., Fluhr, R. (2006). Production of reactive oxygen species by plant NADPH oxidases. Plant Physiol., 141: 336-340.
  • Sama, J., Baluska, F., Menzel, D. (2004). New signalling molecules regulating root hair tip growth. Trends Plant Sci., 9: 217-220.
  • Shaw, S.L., Long, S.R. (2003). Nod factor elicits two separable calcium responses in Medicago truncatula root hair cells. Plant Physiol., 131: 976-984.
  • Shaw, S.L., Long, S.R. (2003a). Nod factor inhibition of reactive oxygen efflux in host legume. Plant Physiol., 132: 2196-2204.
  • Tirone, F., Cox, J.A. (2007). NADPH oxidase 5 (NOX5) interacts with and is regulated by calmodulin. FEBS Lett., 581: 1202-1208.
  • Trewavas, A.J., Malho, R. (1998). Signalling in plant cells: the big network. Curr. Opin. Plant Biol., 1: 428-433.
  • Vasse, J., de Billy F. and Truchet J. (1993). Abortion of infection during the Rhizobium meliloti -alfalfa symbiotic interaction is accompanied by a hypersensitive reaction. Plant J., 4: 555-566.
  • Wong, H.L., Pinontoan, R., Hayashi, K. et al. (2007). Regulation of rice NADPH oxidase by binding of Rac GTPase to its N-terminal extension. Plant Cell, 19: 4022-4034.
  • Yano, K., Yoshida, S., Muller, J. et al. (2008). CYCLOPS, a mediator of symbiotic intracellular accommodation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 105: 20540-20545.
Еще
Статья обзорная
QR-код для установки приложения SciUp Наведите камеру и скачайте бесплатное приложение SciUp