Функциональное состояние инсулярного аппарата поджелудочной железы у бычков в связи с факторами липидного питания

Инсулин участвует в регуляции метаболизма углеводов, липидов и белков, усиливает аппетит и играет ключевую роль в контроле роста у животных (1-3). Он увеличивает транспорт глюкозы, аминокислот, жирных кислот, нуклеотидов и ионов через мембрану клетки, стимулирует синтез гликогена, белков, триглицеридов, повышает интенсивность гликолиза, но тормозит глюконеогенез, гликогенолиз, протеолиз и липолиз. Эти биологические свойства инсулина позволяют отнести его к анаболическим гормонам. Секреция инсулина минимальна при голодании, мышечной и нервной нагрузке и других формах стресса, а также при росте потребности в использовании углеводов и жиров и максимальна после приема пищи (4).

Метаболиты, образующиеся в процессе обмена веществ или всасывающиеся из желудочно-кишечного тракта после переваривания пищи, могут влиять на интенсивность синтеза и секреции инсулина. Показано, что эффекты метаболитов на секреторную активность в -клеток поджелудочной железы — результат их прямого взаимодействия с клеточными мембранами железистых клеток (5). Глюкоза и другие метаболиты, включая некоторые аминокислоты и жирные кислоты, транспортируются в в -клет-ки островков Лангерганса, где образуется АТФ. Считается, что усиление продукции АТФ обеспечивает стимул для начала секреции инсулина (5).

У человека и моногастричных животных ведущим регулятором активности инсулярного аппарата служит глюкоза (2, 6, 7). По изменению ее 70

содержания или одновременно по динамике концентрации глюкозы и инсулина в крови до и после приема пищи принято оценивать функциональное состояние инсулярного аппарата — его способность к синтезу и выделению инсулина. У жвачных животных в результате ферментации углеводов микрофлорой рубца глюкоза поступает из желудочно-кишечного тракта в метаболический пул в небольшом количестве, и ее содержание в крови после приема корма обычно не изменяется. Однако у крупного рогатого скота наблюдается значительное увеличение концентрации инсулина в крови после приема корма — постпрандиальная стимуляция выделения гормона, которая зависит от рациона животных (8, 9) и не связана с изменением концентрации глюкозы (10). В связи с этим жвачные животные представляют собой удобную модель для изучения механизмов синтеза и секреции инсулина (11).

У жвачных в результате переваривания белков, углеводов и липидов из желудочно-кишечного тракта в кровь поступают аминокислоты и жирные кислоты. Результаты экспериментов in vitro и in vivo показали, что пропионат, бутират и валерат могут стимулировать выделение инсулина из поджелудочной железы жвачных животных. Ацетат — основная летучая жирная кислота в периферической крови такого действия не оказывает (12-14). Другие исследователи не разделяют мнения о роли пропионата и других летучих жирных кислот в регуляции секреции инсулина (8, 9). Ранее мы показали, что динамика изменения концентрации пропионата и аминокислот в крови у бычков после приема корма не совпадает по времени с увеличением концентрации инсулина (10). Из этого следует, что летучие жирные кислоты не играют существенной роли в физиологическом механизме регуляции синтеза и секреции инсулина.

У человека глюкоза, поступающая в кровь из желудочно-кишечного тракта, способствует более значительному высвобождению инсулина из в -клеток поджелудочной железы и увеличению содержания инсулина в сыворотке крови по сравнению с тем же количеством глюкозы, но введенной внутривенно (15). Аналогичные данные получены нами в опытах на бычках (10). Поступившая в желудочно-кишечный тракт глюкоза стимулирует секрецию инсулина не только через повышение ее концентрации в крови, но и посредством активации механизма, включающего секрецию ряда гормонов желудочно-кишечного тракта: гастрина, секретина, панкреозимина, глюкагона, желудочного ингибиторного полипептида, глюкозозависимого инсулинотропного пептида и различных нейромедиаторов (ацетилхолин, вазоактивный интестинальный пептид, холецистокинин, глюкагоноподобный пептид). Перечисленные гормоны и медиаторы обусловливают так называемые энтероинсулярные стимулы секреции инсулина. Следует отметить, что их значение второстепенно: основными служат «пищевые» стимулы.

Дополнительное образование инсулина и его выделение после кормления стимулируют аминокислоты, особенно лейцин и аргинин, жирные кислоты, ионы калия и кальция, некоторые гормоны гастроэнтеропан-креатической системы, холецистокинин, гастроингибирующий пептид, гормоны общего действия (глюкагон, кортикотропин, соматотропин, эстрогены и др.), а также препараты сульфанилмочевины (5). в -Клетки находятся под влиянием автономной нервной системы: парасимпатическая часть (холинергические окончания блуждающего нерва) стимулирует выделение инсулина, симпатическая (активация в -2-адренорецепторов) — подавляет его выделение.

В растительных кормах в достаточно большом количестве содер- жатся ненасыщенные жирные кислоты. В рубце жвачных под воздействием микрофлоры они превращаются в насыщенные жирные кислоты (стеариновую или пальмитиновую), которые поступают в метаболический пул и используются в обменных процессах (16). Жирнокислотный состав липидов из разных кормовых источников может существенно различаться (17). В ряде кормов содержится преимущественно линолевая кислота (масло подсолнечное — 18,3-74,0 %; масло соевое — 49,8-57,1 %; масло кукурузное — 34,0-62,0 % от общего количества липидов). В составе липидов пальмового масла доминирует ненасыщенная олеиновая кислота.

С биологической точки зрения большой интерес представляет льняное масло, в состав липидов которого входит преимущественно линоленовая кислота — предшественник для образования простагландинов, играющих существенную роль в гормональной регуляции обмена веществ. В рубце жвачных животных линолевая кислота превращается в конъюгированную линолевую кислоту и в таком виде поступает в метаболический пул. Конъюгированная линолевая кислота — биологически активное вещество, на основе которого разработан ряд кормовых добавок для регуляции обмена веществ и биосинтеза компонентов молока у коров, например, препарат Лута-CLA («BASF», Германия). В этой кормовой добавке конъюгированная линолевая кислота защищена от воздействия микрофлоры в рубце жвачных животных. Без существенных изменений после всасывания в кишечнике она поступает в метаболический пул организма коров и тормозит интенсивность процессов липогенеза в секреторных клетках молочной железы. Мы предполагаем, что это действие связано с регуляцией содержания инсулина в крови у животных.

В настоящее время появилась кормовая добавка для лактирующих коров Бергафат Т-300 (Россия), которая представляет собой фракционированное пальмовое масло с удаленными ненасыщенными жирными кислотами, то есть в его состав входят преимущественно насыщенные жирные кислоты, в частности пальмитиновая кислота.

Целью настоящей работы стало изучение роли липидов в регуляции синтеза и инкреции инсулина у молодняка крупного рогатого скота.

Методика. Объектом исследований служили бычки холмогорской породы с живой массой 240-250 кг, содержащиеся на привязи в виварии Всероссийского НИИ физиологии, биохимии и питания сельскохозяйственных животных. Кормление животных двухразовое, индивидуальное. Потребление корма учитывали ежесуточно. Животные получали рацион, сбалансированный по питательным веществам согласно существующим нормам и обеспечивающий среднесуточный прирост 1200-1400 г (16). В состав рациона входило сено из козлятника восточного, силос вико-овсяный и комбикорм в количестве 55-60 % по обменной энергии. Бычков ежемесячно взвешивали перед утренним кормлением в течение двух смежных суток. По принципу парных аналогов с учетом живой массы и интенсивности роста животных распределили на две группы (по 3 гол.). Все исследования выполняли на одних и тех же животных. Бычки I (контрольной) группы содержались на обычном рационе, животные II (опытной) группы получали добавки при каждом кормлении к разовой порции комбикорма.

В опыте 1 бычки получали коммерческий препарат Лута-CLA («BASF», Германия) (суточная доза 0,1 г на 1 кг живой массы), содержащий защищенную ненасыщенную конъюгированную линолевую кислоту — цис-9-транс-11-линолевую кислоту (октадекадиеновая, С18:2). Продолжительность эксперимента составляла 38 сут. В начале и конце опыта всех бычков взвесили. В опыте 2 к комбикорму добавляли подсолнечное масло

(100 мл на 1 гол/сут), в состав которого входит незащищенная ненасыщенная линолевая кислота (октадекадиеновая, С_18:2). В опыте 3 при каждом кормлении животным давали льняное масло (150 мл на 1 гол/сут), содержащее незащищенную ненасыщенную линоленовую кислоту (окта-декатриеновая, С^ э ). Продолжительность второго и третьего опытов — по 7 сут. В опыте 4 бычки получали кормовую добавку Бергафат Т-300 (Россия) (доза 200 г на 1 гол/сут), в состав которой входит насыщенная пальмитиновая кислота (гексадекановая, С^Д. Продолжительность этой серии исследований — 65 сут.

Кровь отбирали в конце каждого эксперимента из яремной вены до утреннего кормления и через 1 и 3 ч после приема корма. Концентрацию инсулина определяли иммуноферментным методом с применением готовых коммерческих наборов («DRG», Германия), содержание мочевины — с помощью тест-системы («БИО-Ла-ТЕСТ», Чешская Республика). Другие показатели оценивали с использованием собственных тест-систем: содержание глюкозы — глюкозооксидазным методом (18), количество свободных жирныех кислот (исследовали только в четвертом опыте) — колориметрически (20).

Математическую обработку данных проводили стандартными биометрическими методами (21).

Результаты. При скармливании бычкам вместе с кормом конъюгированной линолевой кислоты наблюдалось увеличение концентрации инсулина в плазме крови. Через 1 ч после приема корма этот показатель у животных II группы был на 36,7 % выше, чем в контроле (табл.), что свидетельствует об индукции инкреции инсулина. Содержание глюкозы и мочевины существенно не различалось у бычков контрольной и опытной групп (см. табл.).

Концентрация инсулина и свободных жирных кислот в плазме крови, а также содержание глюкозы и мочевины в цельной крови у бычков холмогорской породы при введении в рацион липидных добавок ( М ± m ; виварий Всероссийского НИИ физиологии, биохимии и питания сельскохозяйственных животных)

Показатель	Группа	Время после приема корма, ч
		0	1	3
Инсулин, мкед/мл	I	О п ы т 1 8,03±1,24	13,13±0,89	9,09±1,46
Глюкоза, ммоль/л	II К контролю, % I	9,00±0,33 112,1 4,24±0,16	17,94±1,67 136,7 3,92±0,03	10,35±0,78 113,9 4,12±0,08
Мочевина, ммоль/л	II К контролю, % I	3,99±0,06 94,1 3,18±0,29	4,00±0,02 102,0 3,91±0,30	4,06±0,11 98,7 3,81±0,59
Инсулин, мкед/мл	II К контролю, % I	3,13±0,16 98,4 О п ы т 2 9,22±5,32	3,93±0,11 100,6 20,26±11,70	3,59±0,13 94,4 16,86±9,74
Глюкоза, ммоль/л	II К контролю, % I	9,58±1,13 104,0 3,49±0,08	21,15±1,48 104,4 3,66±0,01	16,62±2,32 98,5 3,57±0,06
Мочевина, ммоль/л	II К контролю, % I	3,40±0,07 97,4 3,71±0,16	3,16±0,01 86,3* 4,40±0,11	3,31±0,03 92,7* 5,79±0,16
Инсулин, мкед/мл	II К контролю, % I	3,26±0,16 88,1 О п ы т 3 10,98±0,95	4,25±0,24 96,6 18,97±4,42	5,69±0,33 98,3 12,74±1,87
Глюкоза, ммоль/л	II К контролю, % I	12,09±1,16 110,1 2,64±0,04	21,24±1,63 112,0 2,69±0,03	14,33±0,65 112,5 2,96±0,05
	II К контролю, %	2,68±0,05 101,5	2,58±0,02 95,9	3,04±0,01 102,7

Продолжение таблицы

Мочевина, ммоль/л	I II	3,47±0,49 3,34±0,09	3,76±0,33 3,54±0,12	4,20±0,28 4,15±0,14
	К контролю, %	96,2 О п ы т 4	94,1	98,8
Инсулин, мкед/мл	I	13,29±0,67	22,18±4,79	24,49±5,35
	II	13,31±0,93	26,49±4,72	17,71±3,80
Свободные жирные	К контролю, %	100,1	119,4	72,3
кислоты, ммоль/л	I	0,142±0,01	0,178±0,01	0,708±0,01
	II	0,145±0,06	0,191±0,01	0,723±0,04
	К контролю, %	102,1	107,3	102,1
Глюкоза, ммоль/л	I	3,44±0,01	2,80±0,01	3,23±0,04
	II	3,44±0,01	2,73±0,02	3,07±0,01
	К контролю, %	100,0	97,5	95,0
Мочевина, ммоль/л	I	4,54±0,14	5,65±0,28	6,03±0,17
	II	5,13±0,43	6,18±0,49	6,60±0,56
	К контролю, %	113,0	109,4	109,4

П р и м е ч а н и е. Описание опытов и групп см. в разделе «Методика». * Р <  0,05.

Среднесуточный прирост живой массы особей в опыте 1 в контрольной и опытной группах составил соответственно 1482±61 и 1596±72 г. Количество линолевой кислоты, которое получали бычки, в энергетическом эквиваленте составляло небольшой процент от обменной энергии рациона. Увеличение интенсивности роста бычков при скармливании им конъюгированной линолевой кислоты объясняется ее влиянием на регуляторные системы организма и, в частности, повышением функциональной активности инсулярного аппарата поджелудочной железы.

Добавление в рацион подсолнечного масла не оказывало влияния на содержание инсулина в плазме крови у бычков (см. табл.), то есть ненасыщенная линолевая кислота не была индуктором синтеза и инкреции этого гормона после приема корма. Через 1 ч после кормления у животных опытной группы концентрация глюкозы в крови оказалась на 13,9 % меньше по сравнению с контролем (Р < 0,05). Постпрандиальный подъем инсулина в плазме крови бычков в этот период не был связан с изменением содержания глюкозы. У животных II группы более низкое содержание глюкозы сохранялось и через 3 ч после приема корма. Концентрация мочевины в крови у бычков не зависела от скармливания им подсолнечного нерафинированного масла.

Включение в рацион льняного масла не влияло на содержание инсулина, глюкозы и мочевины в крови у животных (см. табл.). Как и в опыте 2, через 1 ч после приема корма у бычков из II группы наблюдалось снижение концентрации глюкозы (на 4,2 % по сравнению с контролем), что, по-видимому, связано с усилением использования этого вещества клетками стенки желудочно-кишечного тракта для обеспечения процессов пищеварения.

При скармливании препарата Бергафат Т-300 среднесуточный прирост живой массы в контроле составил 952±124, в опытной группе — 1071±74 г, то есть интенсивность роста бычков повысилась на 12,5 % (поскольку в других сериях эксперимента продолжительность наблюдений составила всего 7 сут, прирост массы не учитывали).

Через 1 и 3 ч после приема корма концентрация инсулина в плазме крови у бычков разных групп существенно не различалась (см. табл.). При этом через 1 ч у всех животных наблюдался значительный подъем содержания гормона. Концентрация глюкозы у животных из обеих групп через 1 и 3 ч после приема корма снижалась. Следовательно, в этих условиях доля глюкозы в крови не служит физиологическим индуктором роста кон- центрации инсулина после приема корма.

Увеличение доли жира в составе обменной энергии в рационе у бычков не оказало существенного влияния на параметры углеводного обмена. Концентрация глюкозы в крови определяется соотношением интенсивности ее поступления из пищеварительной системы, скорости выделения из клеток печени в процессе глюконеогенеза и интенсивности использования в органах и тканях. В нашем опыте после приема корма интенсивность потребления глюкозы клетками тканей значительно превышала скорость ее поступления в метаболический пул.

Доля свободных жирных кислот в крови у бычков обеих групп значительно увеличивалась через 3 ч после приема корма. Не установлено достоверной связи между концентрацией инсулина и свободных жирных кислот в плазме крови (коэффициент корреляции < 0,3). Свободные жирные кислоты не были физиологическим регулятором постпрандиальной секреции инсулина.

Во всех экспериментах наблюдалась типичная динамика концентрации мочевины в крови (см. табл.). Так, в опыте 4 через 1 ч после приема корма этот показатель у животных обеих групп в среднем достоверно увеличился на 20,5-24,4 %. В результате протеолиза белков корма микроорганизмами образуется аммиак, который частично всасывается и, поступая в метаболический пул, в конечном итоге обеспечивает увеличение образования мочевины в печени и повышение ее концентрации в крови после приема корма. Введение в рацион жира не оказывало существенного влияния на интенсивность протеолиза в рубце.

Таким образом, традиционные липидные компоненты корма, за исключением конъюгированной линолевой кислоты, и свободные жирные кислоты, поступающие после переваривания липидов из пищеварительной системы в метаболический пул, не оказывают влияния на постпрандиаль-ное увеличение секреции инсулина у жвачных животных.

Л И Т Е Р А Т У Р А

• 1.  3 е л е н о в Ю.Н. Состояние тиреоидно-инсулиновой системы у крупного рогатого ско

  та в постнатальном онтогенезе. Ученые записки Казанской государственной академии ветеринарной медицины им. Н.Э. Баумана «Особенности физиологических функций животных в связи с возрастом, составом рациона, продуктивностью, экологией и этологией». Казань, 2006, 185: 111-119.

• 2.    Максимюк Н.Н., Скопичев В.Г. Физиология кормления животных: Теории питания, прием корма, особенности пищеварения. СПб, 2004.

• 3.    Ш а м б е р е в Ю.Н. Научные и практические аспекты субстратной активации желез внутренней секреции животных. Мат. II Межд. конф. «Актуальные проблемы биологии в животноводстве». Боровск, 1997: 190-200.

• 4.    Р о з е н В.Б. Основы эндокринологии. Уч. пос., 3-е изд., перераб. и доп. М., 1994.

• 5.    К л и м и н В.Г., Ч е р е ш н е в В.А., Ч е р е ш н е в а М.В., Ю ш к о в Б.Г. Эндокринная регуляция физиологических функций (Избранные разделы физиологии). Екатеринбург, 2001.

• 6.    Галочкина В.П., Галочкин В.А. О гипотетическом механизме индукции биосинтеза и секреции инсулина у жвачных животных. Сельскохозяйственная биология, 2008, 6: 44-52.

• 7.    Панков Ю.А. Новые системы проведения сигналов в механизмах гормональной регуляции. Проблемы эндокринологии., 2000, 46(2): 3-8.

• 8.    Dhiman T.R., Nam S.H., Ure A.L. Factors affecting conjugated linoleic acid content in milk and meat. Crit. Rev. Food Sci. Nutr., 2005, 45(6): 463-482.

• 9.    Pariza M.W., Park Y., Cook M.E. The biologically active isomers of conjugated linoleic acid. Prog Lipid Res. 2001, 40(4): 283-298.

• 10.    М а т в е е в В.А. Особенности функционального состояния эндокринных желез у крупного рогатого скота в связи с возрастом и продуктивностью. Автореф. докт. дис. Дубро-вицы, 2001.

• 11.    М а т в е е в В.А. Функциональное состояние инсулярного аппарата поджелудочной

  железы у бычков в связи с факторами питания. Проблемы биологии продуктивных животных (Боровск), 2007, 1: 62-71.

• 12.    M a n n s J.G., B o d a J.M. Effects of ovine growth hormone and prolactin on blood glucose, serum insulin, plasma nonesterified fatty acids and amino nitrogen in sheep. Endocrinology, 1965, 76: 1109-1114.

• 13.    M a n n s J.G., B o d a J.M., W i l l e s R.F. Probable role of propionate and butyrate in control of insulin secretion in sheep. Am. J. Physiol., 1967, 213: 756-764.

• 14.    H o r i n o M., M a c h l i n L.J., H e r t e l e n d y F., K i p n i s D.M. Effect of shortchain fatty acids on plasma insulin in ruminant and nonruminant species. Endocrinology, 1968, 83(1): 118-128.

• 15.    P e t e r R.F., C l i f f o r d J.B. Molecular mechanisms of insulin secretion and insulin action. J. of Biological Education, 1991, 25: 1-17.

• 16.    Алиев А.А. Обмен вещест у жвачных животных. М., 1997.

• 17.    Жиры в питании сельскохозяйственных животных /Под ред. А.А. Алиева. М., 1987.

• 18.    Нормы и рационы кормления сельскохозяйственных животных: справ. пос. /Под ред. А.П. Калашникова, В.И. Фисинина, В.В. Щеглова, Н.И. Клейменова. М., 2003.

• 19.    М а т е р и к и н А.М., М а т в е е в В.А., Г а л о ч к и н а В.П., М а р т ы н о -в а А.С., С е м и н а Н.Н. Методы анализа метаболитов и активности ферментов углеводного обмена. Методы биохимического анализа (справ. пос.). Боровск, 1997: 231-253.

• 20.    S m i t h S.W. A new salting-out technique for colorimetric free fatty acid assays. Analytical Biochemistry, 1975, 67: 531-539.

• 21.    Л а к и н Г.Ф. Биометрия. Уч. пос. для биологических спец. вузов. М., 1980.

ГНУ Всероссийский НИИ физиологии,                   Поступила в редакцию биохимии и питания сельскохозяйственных                24 января 2012 года животных Россельхозакадемии,

PANCREATIC INSULAR FUNCTION IN STEERS AS RELATED TO THE FACTORS OF LIPID FEEDING

V.A. Matveev, A.V. Novoselov