Генетическое разнообразие и симбиотическая эффективность клубеньковых микросимбионтов остролодочника таймырского (Oxytropis taimyrensis (Jurtz.) A. et D. Love), астрагала холодного (Astragalus frigidus (L.) A.Gray) и астрагала Тугаринова (Astragalus tugarinovii Basil.) из Арктической Якутии

Автор: Кузнецова И.Г., Карлов Д.С., Гуро П.В., Сазанова А.Л., Тихомирова Н.Ю., Лащинский Н.Н., Белимов А.А., Сафронова В.И.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Крайний Север, Арктика, Антарктика: новые агротехнологии

Статья в выпуске: 5 т.59, 2024 года.

Бесплатный доступ

Бобовые растения обладают значительным потенциалом для интродукции в арктических регионах России. Одно из ключевых свойств бобовых растений - способность формировать азотфиксирующий симбиоз с клубеньковыми бактериями (ризобиями). Однако изучению биоразнообразия и симбиотической эффективности арктических ризобий на территории России уделяется недостаточно внимания. В настоящей работе впервые описаны 13 штаммов порядка Hyphomicrobiales (ранее Rhizobiales ), изолированных из клубеньков Oxytropis taimyrensis , Astragalus frigidus и A. tugarinovii , произрастающих в Арктической Якутии. Изучена способность девяти ризобиальных штаммов Rhizobium sp. 7/1-1, 19-1/1, 20-1/1 и 33-1/1, R. giardinii 20/1-1, M. norvegicum 20/1-4 и Mesorhizobium sp. 9-4/1, 25-2/1 и 32-2/1 нодулировать дикорастущие арктические бобовые Oxytropis adamsiana и Astragalus frigidus и кормовые бобовые Trifolium repens и Medicago sativa в условиях микровегетационного опыта. Целью работы было выделение и изучение генетического разнообразия штаммов порядка Hyphomicrobiales , изолированных из клубеньков дикорастущих бобовых Oxytropis taimyrensis (Jurtz.) A. et D. Love, Astragalus frigidus (L.) A.Gray и Astragalus tugarinovii Basil., собранных в Арктической зоне Якутии, а также выявление способности ризобиальных штаммов формировать азотфиксирующие клубеньки на корнях кормовых и дикорастущих бобовых растений Trifolium repens L., Medicago sativa L., Oxytropis adamsiana (Trautv.) Jurtzev и Astragalus frigidus (L.) A.Gray в условиях микровегетационного эксперимента по кросс-нодуляции. Корневые клубеньки дикорастущих популяций O. taimyrensis , A. frigidus , A. tugarinovii были собраны в 2021 году в окрестностях оз. Севастьян-Кюеле и на о. Тит-Ары в ходе российско-немецкой экспедиции в дельту реки Лены. Штаммы микроорганизмов выделяли по стандартной методике с использованием маннито-дрожжевой питательной среды YMA. Геномную ДНК из чистых культур выделяли с помощью наборов DNeasy Blood&Tissue kit («QIAGEN N.V.», Германия) и Monarch® («New England Biolabs», США). Первичная идентификация штаммов была проведена методом ПЦР с последующим секвенированием последовательностей фрагмента маркерного гена 16S рРНК (900-1400 п.н.) ( rrs ). Способность девяти арктических штаммов из рода Rhizobium и Mesorhizobium формировать азотфиксирующие клубеньки на корнях Trifolium repens L., Medicago sativa L., O. adamsiana и A. frigidus изучена в условиях стерильного микровегетационного опыта. Изучаемые штаммы были выделены в настоящей работе и ранее из клубеньков арктических бобовых Lathyrus palustris L., Vicia cracca L. и Hedysarum arcticum B. Fedtsch, произрастающих в дельте р. Лена . Растения культивировали в стерильных стеклянных сосудах объемом 50 мл, содержащих 3 г вермикулита и 6 мл среды Красильникова-Кореняко. Проростки были инокулированы суспензиями индивидуальных штаммов в количестве 106 клеток/сосуд. В качестве положительного контроля использовали коммерческие штаммы Rhizobium leguminosarum RCAM1365 и Sinorhizobium meliloti RCAM1750 из Сетевой биоресурсной коллекции в области генетических технологий для сельского хозяйства (ФГБНУ ВНИИСХМ, г. Санкт-Петербург). Неинокулированные растения служили отрицательным контролем. По окончании культивирования проводили подсчет клубеньков и определяли сырую биомассу растений. Азотфиксирующую активность определяли ацетиленовым методом с помощью газового хроматографа GC-2014 («Shimadzu», Япония). Полученные изоляты были отнесены к родам Rhizobium (сем. Rhizobiaceae ), Mesorhizobium (сем. Phyllobacteriaceae ), Bosea (сем. Boseaceae ) и Tardiphaga (сем. Bradyrhizobiaceae ). Штаммы Rhizobium sp. 7/1-1, Tardiphaga robiniae 7/2-2 и 7/4-2 были выделены из A. tugarinovii , штаммы Mesorhizobium sp. 25-2/1, 25А/5-1, Bosea sp. 25А/1-3, B. lathyri 25А/2-1, B. psychrotolerans 25А/2-2 и 25А/4-1 - из A. frigidus , тогда как штаммы Mesorhizobium sp. 9-4/1, T. robiniae 9/1-5, 9/3-1 и 9/5-1 - из клубеньков O. taimyrensis. В условиях стерильного микровегетационного опыта штамм R. giardinii 20/1-1 не формировал клубеньки ни в одном из вариантов инокуляции, в то время как остальные восемь штаммов были способны образовывать как неэффективные, так и азотфиксирующие клубеньки в зависимости от варианта инокуляции бобовых растений. В отношении местных арктических видов O. adamsiana и A. frigidus более активными оказались штаммы, выделенные из местных видов бобовых ( O. taimyrensis , A. frigidus , H. arcticum ), в то время как культурные растения M. sativa и T. repens оказались отзывчивее на инокуляцию штаммами, выделенными из заносных растений L. palustris и V. cracca .

Еще

Арктическая якутия, бобовые растения, пастбищные и сенокосные агрофитоценозы, бобово-ризобиальный симбиоз, азотфиксирующие клубеньковые бактерии

Короткий адрес: https://sciup.org/142243784

IDR: 142243784   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2024.5.927rus

Список литературы Генетическое разнообразие и симбиотическая эффективность клубеньковых микросимбионтов остролодочника таймырского (Oxytropis taimyrensis (Jurtz.) A. et D. Love), астрагала холодного (Astragalus frigidus (L.) A.Gray) и астрагала Тугаринова (Astragalus tugarinovii Basil.) из Арктической Якутии

  • Unc A., Altdorff D., Abakumov E., Adl S., Baldursson S., Bechtold M., Cattani D., Firbank L., Grand S., Gudjonsdottir M., Kallenbach C., Kedir A., Li P., McKenzie D., Misra D., Na-gano H., Neher D., Niemi J., Oelbermann M., Borchard N. Expansion of agriculture in northern cold-climate regions: a cross-sectoral perspective on opportunities and challenges. Frontiers in Sustainable Food Systems, 2021, 5: 663448 (doi: 10.3389/fsufs.2021.663448).
  • Найденов Н.Д. Сельское хозяйство Арктики: диалектика культуры и экономики (на примере городов Воркуты, Норильска и Якутска). Научный вестник Ямало-Ненецкого автономного округа, 2020, 3(108): 12-17.
  • Суровцев В.Н. Развитие молочного скотоводства в Арктической зоне республик Карелия и Коми, Архангельской области: возможности и формы поддержки. Арктика: экология и экономика, 2023, 13(1): 149-157 (doi: 10.25283/2223-4594-2023-1-149-157).
  • Хантимер И.С. Сельскохозяйственное освоение тундры. Л., 1974.
  • Камелин Р.В. Флора Земли: флористическое районирование суши. СПб, Барнаул, 2017.
  • Rhodes I., Collins R.P., Evans D.R. Breeding white clover for tolerance to low temperature and grazing stress. Euphytica, 1994, 77: 239-242 (doi: 10.1007/BF02262636).
  • Румянцева М.Л., Владимирова М.Е., Мунтян В.С., Степанова Г.В., Саксаганская А.С., Кожемяков А.П., Орлова А.Г., Becker A., Симаров Б.В. Высокоэффективные штаммы клубеньковых бактерий Люцерны (Medicago varia L.): молекулярно-генетическая характеристика и использование в сопряженной селекции. Сельскохозяйственная биология, 2019, 54(6): 1306-1323 (doi: 10.15389/agrobiology.2019.6.1306rus).
  • Кормовые растения сенокосов и пастбищ СССР. Т. 2. Двудольные (Хлорантовые – Бобовые) /Под ред. И.В. Ларина. Л., 1951.
  • Розенфельд С.Б. Питание казарок и гусей в Российской Арктике. М., 2009.
  • Секретарева Н.А. Сосудистые растения Российской Арктики и сопредельных территорий. М., 2004.
  • Малышев Л.И. Разнообразие рода Остролодка (Oxytropis) в Азиатской России. Turczaninowia, 2008, 11(3): 5-141.
  • Холина А.Б., Артюкова Е.В., Якубов В.В., Хорева М.Г., Мочалова О.А., Санданов Д.В., Селютина И.Ю. Генетическая дивергенция близкородственных видов Oxytropis strobilacea, Oxytropis adamsiana, Oxytropis vassilczenkoi ряда Strobilacei секции Orobia (Fabaceae) Азиатской России. Известия Российской академии наук. Серия биологическая, 2023, 1: 11-21 (doi: 10.31857/S1026347023010067).
  • Спиридонов А.М. Многолетние бобовые травы в земледелии и кормопроизводстве Северо-Запада РФ: монография. М., Берлин, 2021 (doi: 10.23681/618741).
  • Экологические основы управления продуктивностью агрофитоценозов восточноевропейской тундры /Под ред. И.Б. Арчеговой, М.В. Гецен. Л., 1991.
  • Котелина Н.С., Арчегова И.Б., Романов Г.Г., Турубанова Л.П. Особенности природопользования и перспективы природовосстановления на Крайнем Севере России. Екатеринбург, 1998.
  • Beermann F., Teltewskoi A., Fiencke C., Pfeiffer E.-M., Kutzbach L. Stoichiometric analysis of nutrient availability (N, P, K) within soils of polygonal tundra. Biogeochemistry, 2015, 122: 211-227 (doi: 10.1007/s10533-014-0037-4).
  • Проворов Н.А., Воробьев Н.И. Генетические основы эволюции растительно-микробного симбиоза /Под ред. И.А. Тихоновича. СПб, 2012.
  • Efrose R.C., Rosu C.M., Stedel C., Stefan A., Sirbu C., Gorgan L.D., Labrou N.E., Flemetakis E. Molecular diversity and phylogeny of indigenous Rhizobium leguminosarum strains associated with Trifolium repens plants in Romania. Antonie van Leeuwenhoek, 2018, 111: 135-153 (doi: 10.1007/s10482-017-0934-3).
  • Youseif S.H., El-Megeed F.H.A., Mohamed A.H, Ageez A., Veliz E., Martínez-Romero E. Diverse Rhizobium strains isolated from root nodules of Trifolium alexandrinum in Egypt and symbiovars. Systematic and Applied Microbiology, 2021, 44(1): 126-156 (doi: 10.1016/j.syapm.2020.126156).
  • Kang W., Xu L., Jiang Z., Shi S. Genetic diversity and symbiotic efficiency difference of endo-phytic rhizobia of Medicago sativa. Canadian Journal of Microbiology, 2019, 65(1): 68-83 (doi: 10.1139/cjm-2018-0158).
  • Laguerre G., van Berkum P., Amarger N., Prevost D. Genetic diversity of rhizobial symbionts isolated from legume species within the genera Astragalus, Oxytropis, and Onobrychis. Applied and Environmental Microbiology, 1997, 63(12): 4748-4758 (doi: 10.1128/aem.63.12.4748-4758.1997).
  • Ampomah O.Y., Mousavi S.A., Lindstrom K., Huss-Danell K. Diverse Mesorhizobium bacteria nodulate native Astragalus and Oxytropis in arctic and subarctic areas in Eurasia. Systematic and applied microbiology, 2017, 40(1): 51-58 (doi: 10.1016/j.syapm.2016.11.004).
  • Wdowiak S., Małek W. Numerical analysis of Astragalus cicer microsymbionts. Current Microbi-ology, 2000, 41: 142-148 (doi: 10.1007/s002840010108).
  • Kuznetsova I.G., Sazanova A.L., Safronova V.I., Pinaev A.G., Verkhozina A.V., Tikho-mirova N.Y., Osledkin Y.S., Belimov A.A. Genetic diversity among microsymbionts of Lathyrus, Vicia, Oxytropis and Astragalus legume species from Baikal region. Agricultural Вiology, 2015, 50(3): 345-352 (doi: 10.15389/agrobiology.2015.3.345eng).
  • Safronova V.I., Guro P.V., Sazanova A.L., Kuznetsova I.G., Belimov A.A., Yakubov V.V., Chi-rak E.R., Afonin A.М., Gogolev Y.V., Andronov E.E., Tikhonovich I.A. Rhizobial microsymbi-onts of Kamchatka Oxytropis species possess genes of the Type III and VI secretion systems, which can affect the development of symbiosis. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2020, 33(10): 1232-1241 (doi: 10.1094/MPMI-05-20-0114-R).
  • Weisburg W.G., Barns S.M., Pelletier D.A., Lane D.J. 16S ribosomal DNA amplification for phylogenetic study. Journal of Bacteriology, 1991, 173(2): 697-703 (doi: 10.1128/jb.173.2.697-703.1991).
  • Карлов Д.C., Гуро П.В., Сазанова А.Л., Кузнецова И.Г., Н.Ю. Тихомирова, Лащин-ский Н.Н., Павлов И.С., Белимов А.А., Сафронова В.И. Генетическое разнообразие и симбиотическая эффективность микросимбионтов чины болотной (Lathyrus palustris L.) и горошка мышиного (Vicia cracca L.), произрастающих в Арктической Якутии. Сельскохо-зяйственная биология, 2023, 58(3): 403-415 (doi: 10.15389/agrobiology.2023.3.403rus).
  • Большиянов Д.Ю., Савельева Л.А., Пестрякова Л.А., Вахрамеева П.С., Баранская А.В. Методика извлечения палеогеографической информации из донных отложений арктического озера Севастьян-Кюеле. Известия Русского географического общества, 2013, 145(2): 49-65.
  • Иванова Е.И. К изученности флоры мхов острова Тит-Ары (низовье р. Лены). Вестник СВФУ, 2012, 9(3): 52-57.
  • Исаев А.П., Габышева Л.П., Михалева Л.Г., Соломонов Н.Г. Растительные сообщества острова Тит-ары (Восточная Сибирь). Современные проблемы науки и образования, 2016, 6: 527.
  • Martínez-Hidalgo P., Ramírez-Bahena M.H., Flores-Félix J.D., Rivas R., Igual J.M., Mateos P.F., Martínez-Molina E., León-Barrios M., Peix Á., Velázquez E. Revision of the taxonomic status of type strains of Mesorhizobium loti and reclassification of strain USDA 3471T as the type strain of Mesorhizobium erdmanii sp. nov. and ATCC 33669T as the type strain of Mesorhizobium jarvisii sp. nov. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2015, 65(Pt6): 1703-1708 (doi: 10.1099/ijs.0.000164).
  • De Meyer S.E., Andrews M., James E.K., Willems A. Mesorhizobium carmichaelinearum sp. nov., isolated from Carmichaelineae spp. root nodules. International Journal of Systematic and Evolu-tionary Microbiology, 2019, 69(1): 146-152 (doi: 10.1099/ijsem.0.003120).
  • Lu Y.L., Chen W.F., Wang E.T., Han L.L., Zhang X.X., Chen W.X., Han S.Z. Mesorhizobium shangrilense sp. nov., isolated from root nodules of Caragana species. International Journal of Sys-tematic and Evolutionary Microbiology, 2009, 59(12): 3012-3018 (doi: 10.1099/ijs.0.007393-0).
  • Zheng W.T., Li Y. Jr., Wang R., Sui X.H., Zhang X.X., Zhang J.J., Wang E.T., Chen W.X. Mesorhizobium qingshengii sp. nov., isolated from effective nodules of Astragalus sinicus. Interna-tional Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2013, 63(6): 2002-2007 (doi: 10.1099/ijs.0.044362-0).
  • De Meyer S.E., Willems A. Multilocus sequence analysis of Bosea species and description of Bosea lupini sp. nov., Bosea lathyri sp. nov. and Bosea robiniae sp. nov., isolated from legumes. In-ternational Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2012, 62(10): 2505-2510 (doi: 10.1099/ijs.0.035477-0).
  • Albert R.A., McGuine M., Pavlons S.C., Roecker J., Bruess, J., Mossman S., Sun S., King M., Hong S., Farrance C.E., Danner J., Joung Y., Shapiro N., Whitman W.B., Busse H.J. Bosea psychrotolerans sp. nov., a psychrotrophic alphaproteobacterium isolated from Lake Michigan wa-ter. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2019, 69(5): 1376-1383 (doi: 10.1099/ijsem.0.003319).
  • Safronova V.I., Kuznetsova I. G., Sazanova A.L., Kimeklis A.K., Belimov A.A., Andronov E.E., Pinaev A.G., Chizhevskaya E.P., Pukhaev A.R., Popov K.P., Willems A., Tikhonovich I.A. Bosea vaviloviae sp. nov. a new species of slow-growing rhizobia isolated from nodules of the relict species Vavilovia formosa (Stev.) Fed. Antonie Van Leeuwenhoek, 2015, 107(4): 911-920 (doi: 10.1007/s10482-015-0383-9).
  • Pulido-Suárez L., Flores-Félix J.D., Socas-Pérez N., Igual J.M., Velázquez E., Péix Á., León-Barrios M. Endophytic Bosea spartocytisi sp. nov. coexists with rhizobia in root nodules of Spar-tocytisus supranubius growing in soils of Teide National Park (Canary Islands). Systematic and Applied Microbiology, 2022, 45(6): 126374 (doi: 10.1016/j.syapm.2022.126374).
  • Sazanova A.L., Safronova V.I., Kuznetsova I.G., Karlov D.S., Belimov A.A., Andronov E.E., Chirak E.R., Popova J.P., Verkhozina A.V., Willems A., Tikhonovich I.A. Bosea caraganae sp. nov., a new species of slow-growing bacteria isolated from root nodules of the relict species Caragana jubata (Pall.) Poir. originating from Mongolia. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2019, 69(9): 2687-2695 (doi: 10.1099/ijsem.0.003509).
  • Kuznetsova I.G., Karlov D.S., Sazanova A.L., Guro P.V., Alekhina I. A., Tikhomirova N.Yu., Pospelov I. N., Pospelova E.B., Belimov A.A., Safronova V.I. Genetic diversity of microsymbionts of legumes Lathyrus pratensis L., Vicia cracca L., Trifolium repens L., and Astragalus schelichowii Turcz. growing near Norilsk in Arctic Russia. Russian Journal of Plant Physiology, 2023, 70(8): 187 (doi: 10.1134/S1021443723602161).
  • De Meyer S.E., Coorevits A., Willems A. Tardiphaga robiniae gen. nov., sp. nov., a new genus in the family Bradyrhizobiaceae isolated from Robinia pseudoacacia in Flanders (Belgium). Systematic and Applied Microbiology, 2012, 35(4): 205-214 (doi: 10.1016/j.syapm.2012.02.002).
  • Karlov D.S., Guro P.V., Kuznetsova I.G., Sazanova A.L., Alekhina I.A., Tikho-mirova N.Yu., Lashchinsky N.N., Belimov A.A., Safronova V.I. Genetic identification of micro-symbionts of the legume Hedysarum arcticum B. Fedtsch, growing on Samoylov Island in the Lena River Delta (Arctic Zone of Yakutia), Russia. Microbiology, 2024, 93: 380-384 (doi: 10.1134/S0026261723604220).
  • Крисс А.Е., Кореняко А.И., Мигулина В.М. Клубеньковые бактерии в Арктике. Микро-биология, 1941, 10(1): 61-71.
  • Prévost D., Bromfield E.S.P. Effect of low root temperature on symbiotic nitrogen fixation and competitive nodulation of Onobrychis viciifolia (sainfoin) by strains of arctic and temperate rhi-zobia. Biol. Fertil. Soils, 1991, 12(3): 161-164.
  • Prévost D., Drouin P., Laberge S., Bertrand A., Cloutier J., Lévesque G. Cold-adapted rhizobia for nitrogen fixation in temperate regions. Canadian Journal of Botany, 2003, 81(12): 1153-1161 (doi: 10.1139/b03-113).
  • Gage D.J. Infection and invasion of roots by symbiotic, nitrogen-fixing Rhizobia during nodula-tion of temperate legumes. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2004, 68(2): 280-300 (doi: 10.1128/MMBR.68.2.280-300.2004).
  • Ghobakhlou A.F., Johnston A., Harris L. Antoun H., Laberge S. Microarray transcriptional pro-filing of Arctic Mesorhizobium strain N33 at low temperature provides insights into cold adaption strategies. BMC Genomics, 2015, 16: 383 (doi: 10.1186/s12864-015-1611-4).
Еще
Статья научная