Инфекционная опасность носителей провируса вируса бычьего лейкоза и ее оценка в связи с лейкоцитозом
Автор: Косовский Г.Ю., Глазко В.И., Андрейченко И.А., Ковальчук С.Н., Глазко Т.Т.
Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology
Рубрика: Вирусные и бактериальные инфекции - молекулярная идентификация возбудителя
Статья в выпуске: 4 т.51, 2016 года.
Бесплатный доступ
Распространение вируса бычьего лейкоза (Bovine leukemia virus, BLV) наносит существенный экономический ущерб молочному и мясному скотоводству. Одна из причин заключается в том, что до сих пор не удается разработать оптимальные способы предупреждения заболевания. Ситуация усугубляется отсроченным проявлением лимфолейкоза, который примерно у 5-7 % животных наблюдается через 5-10 лет после инфицирования. Подразделенность инфицированных BLV В-клеток на продуцентов зрелых вирусных частиц и предшественников формирования лимфом приводит к необходимости рассматривать отдельно инфекционную опасность животных и прогноз развития у них лимфолейкоза. Тестирование антител к вирусным антигенам или встройки провирусной ДНК в геном хозяина не позволяет охарактеризовать животных с точки зрения роли в распространении инфекции, что наиболее существенно для ее контроля. Поэтому особую актуальность приобретают методы, позволяющие оценить инфекционную опасность инфицированных особей, связанную с большим числом В-лимфоцитов, способных продуцировать зрелые вирусные частицы. В настоящей работе мы сопоставили содержание вирусной РНК в образцах крови и пролиферативную активность лейкоцитов, чтобы изучить возможность использовать эти показатели для индивидуального тестирования животных по обеим характеристикам. С использованием разработанных нами праймеров к генам BLV gag и pol (Г.Ю. Косовский с соавт., 2013) у черно-пестрых голштинизированных коров ( n = 57) из промышленного стада определили наличие или отсутствие провирусной ДНК BLV, интегрированной в геном, и выявили группу инфицированных особей. С помощью RT-PCR (reverse transcription polymerase chain reaction) и праймеров к консервативному фрагменту гена pol BLV оценили относительное количество экспрессирующегося провируса у индивидуальных инфицированных животных. Дополнительно у всех коров, включенных в анализ, подсчитали число лейкоцитов в образцах крови. Инфицированные животные по этому показателю разделились на две подгруппы: у первой значения не превышали 17х109 кл/л, у второй - оказались существенно выше, достигая у некоторых особей 28х109 кл/л. У коров, свободных от инфекции (за исключением одной особи), число лейкоцитов было ниже 12х109 кл/л. Оказалось, что достаточное для выявления в RT-PCR количество РНК вируса BLV обнаруживается только у второй подгруппы инфицированных коров. Повышение количества лейкоцитов (> 20х109 кл/л) в сочетании с накоплением вирусной РНК в образцах крови инфицированных животных свидетельствует о том, что именно они представляют наибольшую инфекционную опасность. Это позволяет предполагать, что совместное использование двух показателей (число лейкоцитов и количество вирусной РНК BLV) может быть достаточно надежным подходом при первоочередных мероприятиях по оздоровлению стад крупного рогатого скота.
Вирус бычьего лейкоза, провирусная днк, ген pol, лейкоцитоз, инфекционная опасность
Короткий адрес: https://sciup.org/142213954
IDR: 142213954 | DOI: 10.15389/agrobiology.2016.4.475rus
Список литературы Инфекционная опасность носителей провируса вируса бычьего лейкоза и ее оценка в связи с лейкоцитозом
- Sagata N., Yasunaga T., Tsuzuku-Kawamura J., Ohishi K., Ogawa Y., Ikawa Y. Complete nucleotide sequence of the genome of bovine leukemia virus: its evolutionary relationship to other retroviruses. PNAS USA, 1985, 82: 677-681 ( ) DOI: 10.1073/pnas.82.3.677
- Mirsky M.L., Olmstead C.A., Da Y., Lewin H.A. The prevalence of proviral bovine leukemia virus in peripheral blood mononuclear cells at two subclinical stages of infection. J. Virol., 1996, 70: 2178-2183.
- Schwartz I., Bensaid A., Polack B., Perrin B., Berthelemy M., Levy D. In vivo leukocyte tropism of bovine leukemia virus in sheep and cattle. J. Virol., 1994, 68: 4589-4596.
- Gillet N., Florins A., Boxus M., Burteau C., Nigro A., Vandermeers F., Balon H., Bouzar A.B., Defoiche J. Mechanisms of leukemogenesis induced by bovine leukemia virus: prospects for novel anti-retroviral therapies in human. Retrovirology, 2007, 4: 18 ( ) DOI: 10.1186/1742-4690-4-18
- Gutiérrez G., Rodríguez S.M., de Brogniez A., Gillet N., Golime R., Burny A., Jaworski J.P., Alvarez I., Vagnoni L., Trono K., Willems L. Vaccination against d-retroViruses: the bovine leukemia virus paradigm. Viruses, 2014, 6(6): 2416-2427 ( ) DOI: 10.3390/v6062416
- Barez P.Y., de Brogniez A., Carpentier A., Gazon H., Gillet N., Gutiérrez G., Hamaidia M., Jacques J.R., Perike S., Neelature Sriramareddy S., Renotte N., Staumont B., Reichert M., Trono K., Willems L. Recent advances in BLV research. Viruses, 2015, 7(11): 6080-6088 ( ) DOI: 10.3390/v7112929
- Gillet N.A., Gutiérrez G., Rodriguez S.M., de Brogniez A., Renotte N., Alvarez I., Trono K., Willems L. Massive depletion of Bovine leukemia virus proviral clones located in genomic transcriptionally active sites during primary infection. PLoS Pathog., 2013, 9(10): e1003687 ( ) DOI: 10.1371/journal.ppat.1003687
- Ikebuchi R., Konnai S., Okagawa T., Nishimori A., Nakahara A., Murata S., Ohashi K. Differences in cellular function and viral protein expression between IgMhigh and IgMlow B-cells in bovine leukemia virus-infected cattle. J. Gen. Virol., 2014, 95: 1832-1842 ( ) DOI: 10.1099/vir.0.065011-0
- Gillet N.A., Hamaidia M., de Brogniez A., Gutiérrez G., Renotte N., Reichert M., Trono K., Willems L. The bovine leukemia virus microRNAs permit escape from innate immune response and contribute to viral replication in the natural host. Retrovirology, 2015, 12(Suppl 1): O9 ( ) DOI: 10.1186/1742-4690-12-S1-O9
- Gillet N.A., Hamaidia M., de Brogniez A., Gutiérrez G., Renotte N., Reichert M., Trono K., Willems L. Bovine leukemia virus small noncoding RNAs are functional elements that regulate replication and contribute to oncogenesis in vivo. PLoS Pathog., 2016, 12(4): e1005588 ( ) DOI: 10.1371/journal.ppat.1005588
- Rosewick N., Momont M., Durkin K., Takeda H., Caiment F., Cleuter Y., Vernin C., Mortreux F., Wattel E., Burny A., Georges M., Van den Broeke A. Deep sequencing reveals abundant noncanonical retroviral microRNAs in B-cell leukemia/lymphoma. PNAS USA, 2013, 110(6): 2306-2311 ( ) DOI: 10.1073/pnas.1213842110
- Глазко В.И., Косовский Г.Ю., Глазко Т.Т. Взаимодействия вируса бычьего лейкоза с организмом хозяина. Farm animals, 2016, 2(12): 42-46.
- Косовский Г.Ю., Сотникова Е.А., Мудрик Н.Н., Cuong V.C., Toan T.X., Hoan T.X., Глазко В.И. Диагностика лейкоза КРС с помощью праймеров к генам gag и pol. Ветеринария, 2013, 8: 58-61.
- Polat M., Takeshima S.N., Hosomichi K., Kim J., Miyasaka T., Yamada K., Arainga M., Murakami T., Matsumoto Y., de la Barra Diaz V., Panei C.J., González E.T., Kanemaki M., Onuma M., Giovambattista G., Aida Y. A new genotype of bovine leukemia virus in South America identified by NGS based whole genome sequencing and molecular evolutionary genetic analysis. Retrovirology, 2016, 13(1): 4 ( ) DOI: 10.1186/s12977-016-0239-z
- de Brogniez A., Bouzar A.B., Jacques J.-R., Cosse J.-P., Gillet N., Callebaut I., Reichert M., Willems L. Mutation of a single envelope N-linked glycosylation site enhances the pathogenicity of bovine leukemia virus. J. Virol., 2015, 89: 8945-8956 ( ) DOI: 10.1128/JVI.00261-15
- Panei C.J., Takeshima S., Omori T., Nunoya T., Davis W.C., Ishizaki H., Matoba K., Aida Y. Estimation of bovine leukemia virus (BLV) proviral load harbored by lymphocyte subpopulations in BLV infected cattle at the subclinical stage of enzootic bovine leucosis using BLV-CoCoMo-284 qPCR. BMC Vet. Res., 2013, 9: 95. Режим доступа: http://www.biomedcentral.com/1746-6148/9/95. Без даты.
- Jimba M., Takeshima S.N., Murakami H., Kohara J., Kobayashi N., Matsuhashi T., Ohmori T., Nunoya T., Aida Y. BLV-CoCoMo-qPCR: a useful tool for evaluating bovine leukemia virus infection status. BMC Vet. Res., 2012, 8(1): 167 ( ) DOI: 10.1186/1746-6148-8-167
- Ohira R., Nakahara A., Konnai S., Okagawa T., Nishimori A., Maekawa N., Ikebuchi R., Kohara J., Murata S., Ohashi K. Bovine leukemia virus reduces anti-viral cytokine activities and NK cytotoxicity by inducing TGF-b secretion from regulatory T cells. Immunity, Inflammation and Disease, 2016, 4(1): 52-63 ( ) DOI: 10.1002/iid3.93
- Duffy S., Shackelton L.A., Holmes E.C. Rates of evolutionary change in viruses: patterns and determinants. Nat. Rev. Genet., 2008, 9: 267-276 ( ) DOI: 10.1038/nrg2323
- Juliarena M.A., Barrios C.N., Ceriani M.C., Esteban E.N. Hot topic: Bovine leukemia virus (BLV)-infected cows with low proviral load are not a source of infection for BLV-free cattle. J. Dairy Sci., 2016, 99(6): 4586-4589 ( ) DOI: 10.3168/jds.2015-10480
- Trueblood E.S., Brown W.C., Palmer G.H., Davis W.C., Stone D.M., McElwain T.F. B-lymphocyte proliferation during bovine leukemia virus-induced persistent lymphocytosis is enhanced by T-lymphocyte-derived interleukin-2. J. Virol., 1998, 72(4): 3169-3177.
- Suzuki S., Konnai S., Okagawa T., Ikebuchi R., Shirai T., Sunden Y., Mingala C.N., Murata S., Ohashi K. Expression analysis of Foxp3 in T cells from bovine leukemia virus infected cattle. Microbiol. Immunol., 2013, 57: 600-604 ( ) DOI: 10.1111/1348-0421.12073
- Okagawa T., Konnai S., Ikebuchi R., Suzuki S., Shirai T., Sunden Y., Onuma M., Murata S., Ohashi K. Increased bovine tim-3 and its ligand expressions during bovine leukemia virus infection. Vet. Res., 2012, 43: 45-48 ( ) DOI: 10.1186/1297-9716-43-45
- Juliarena M.A., Poli M., Ceriani C., Sala L., Rodríguez E., Gutierrez S., Dolcini G., Odeon A., Esteban E.N. Antibody response against three widespread bovine viruses is not impaired in Holstein cattle carrying bovine leukocyte antigen DRB3.2 alleles associated with bovine leukemia virus resistance. J. Dairy Sci., 2009, 92(1): 375-381 ( ) DOI: 10.3168/jds.2008-1143