Изменение концентраций тиобарбитуровой кислоты реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканей крыс после общего однократного гамма-излучения в дозе 1,0 Гр

В настоящее время проблема ослабления фертильности у мужчин является актуальной в мире, а также снижение качества спермы считается наиболее распространённым проявлением мужского бесплодия, особенно понижение подвижности сперматозоидов. Поскольку только подвижные сперматозоиды способны перемещаться по женским репродуктивным путям и достигать места оплодотворения, в клинике их подвижность рассматривается как один из главных и важнейших показателей мужского бесплодия [0] .

Литература показала, что экологические факторы вносят значительный вклад в рост мужского бесплодия [2, 3] . Согласно данным Глобального исследования бремени болезней (Global Burden of Disease), показатели мужской фертильности демонстрируют устойчивую тенденцию к снижению [3, 4] . Клинические исследования подтверждают, что мужской фактор является преобладающей причиной репродуктивной дисфункции в супружеских парах, что может быть связано с воздействием внешних патогенов, оксидативного стресса или эндокринных нарушений [5, 6, 7] .

Однако нарушение обмена веществ в некоторых заболеваниях связано с мужским бесплодием. По данным Международной ассоциации сперматозоидов и анализа сперматозоидов, прогрессивная подвижность составляет менее 32% или общая подвижность сперматозоидов составляет менее 40% [4] . Это сложное, многофакторное заболевание, которое связано с нарушениями структуры сперматозоидов и дефицитом энергии, вызванными такими факторами, как дефекты жгутиков, дисфункция митохондрий, окислительный стресс и генетические аномалии [8] .

Согласно литературным данным, нарушение сперматогенеза и снижение фертильности у мужчин наблюдаются при метаболической дисфункции семенников, обусловленной окислительным стрессом, возникающим на фоне ряда метаболических заболеваний [9, 10] . Так, например, ожирение у мужчин ассоциируется с олигоспермией и азооспермией [11] , при этом гиперлипидемия тесно связана с ухудшением морфологии сперматозоидов [12] , также показано, что сахарный диабет 1 и 2 типа – с ухудшением параметров сперматозоидов [13, 14] . По данным Рейон, действительно, одной из значимых причин снижения мужской фертильности является уменьшение количества подвижных сперматозоидов в эякуляте [15] .

У клеток мужской репродуктивной системы существуют свои уникальные характеристики метаболизма и биоэнергетики. Клетки Сертоли играют ключевую роль в поддержании процесса спермато- генеза. Морфология семенных канальцев обеспечивает формирование гемато-тестикулярного барьера [16], который выполняет защитную функцию, а также регулирует транспорт веществ в просвет семенных канальцев [17]. Соматические клетки семенников — клетки Сертоли — с одной стороны, обеспечивают трофику сперматогенных клеток, поглощая глюкозу из кровотока [18], а с другой стороны, синтезируют лактат (молочную кислоту), необходимый для развития сперматозоидов. Следует отметить, что клетки Сертоли обладают высокой метаболической пластичностью, что позволяет им также использовать в качестве источников энергии белки и липиды [19, 20]. Мужские половые гормоны — андрогены, в частности тестостерон, синтезируются клетками Лейдига в ответ на стимуляцию лютеинизирующим гормоном (ЛГ), который связывается с соответствующими рецепторами на поверхности этих клеток [10]. Андрогены необходимы для инициации и регуляции сперматогенеза [21]. Процесс окислительного фосфорилирования в клетках Лейдига обеспечивает их энергетические потребности [22]. Анализ литературных источников свидетельствует о том, что митохондриальное окислительное фосфорилирование активно участвует в обеспечении подвижности сперматозоидов и их способности к оплодотворению. Вместе с тем, вопрос метаболических путей синтеза аденозинтрифосфата (АТФ) в репродуктивных клетках остаётся предметом научных дискуссий.

Потребление большого количества АТФ сперматозоидам необходимо для поддержания подвижности спермы [23, 24] . Гликоген является одним из наиболее недооценённых и малоизученных источников энергии в мужских половых клетках. В печени содержится запас гликогена, который поддерживает уровень глюкозы в крови, также данный полисахарид присутствует в семенниках и поддерживает мужскую репродуктивную систему [25] .

Важно подчеркнуть, что активные формы кислорода (АФК) представляются продуктом клеточного метаболизма всех живых организмов. Несмотря на то, что АФК негативно влияют на старение и многочисленные заболевания, их ключевая роль в передаче клеточных сигналов очевидна. АФК контролируют несколько биологических процессов, таких как воспаление, пролиферация и гибель клеток. Окислительно-восстановительная сигнализация, лежащая в основе этих клеточных событий, является одной из целей нового поколения учёных, стремящихся определить роль АФК в клеточной среде. Контроль окислительно-восстановительного потенциала, который включает в себя баланс источников АФК и антиоксидантной системы, является важной целью для понимания судьбы клеток, определяемой окислительно.

Ионизирующее излучение приводит к образованию свободных радикалов, таких как АФК. В наши дни научные центры активно занимаются вопросом понимания роли активных форм кислорода и реактивных форм азота в механизмах нарушения клеточного метаболизма. Как известно, АФК являются обычными продуктами обмена веществ, но также они появляются вследствие воздействия внешних факторов, например радиации. В связи с этим, доказано, что окислительный стресс вызван повышением образования АФК из-за ионизирующего излучения – основной причины патологического снижения фертильности у мужчин [26, 27] .

В процессе перекисного окисления липидов (ПОЛ) свободные радикалы, такие как АФК и активные формы азота (RNS), атакуют двойные связи уг-лерод–углерод в липидах. Это процесс, который включает в себя отделение водорода от углерода и внедрение молекулы кислорода. Он приводит к образованию смеси сложных продуктов, включая перекисные радикалы липидов и гидропероксиды в качестве первичных продуктов, а также малоновый диальдегид (MDA) и 4-гидроксиноненал в качестве преобладающих вторичных продуктов [28] .

Малоновый диальдегид (МДА) – вторичный конечный продукт окисления полиненасыщенных жирных кислот, считается показателем общего перекисного окисления липидов в биологических жидкостях [29] .

Малоновый диальдегид широко используется в биомедицинских исследованиях в качестве маркера перекисного окисления липидов благодаря своей лёгкой реакции с тиобарбитуровой кислотой (ТБК). Реакция приводит к образованию МДА-ТБК-конъюгата, который поглощает свет в видимом спектре при длине волны 532 нм и придаёт краснорозовый цвет. Другие молекулы, полученные в результате перекисного окисления липидов, помимо МДА, также могут вступать в реакцию с ТБК и поглощать свет при длине волны 532 нм, внося свой вклад в общий измеряемый сигнал поглощения. Аналогичным образом, МДА может вступать в реакцию с большинством других основных классов биомолекул, что потенциально ограничивает его доступность для взаимодействия с ТБК. Таким образом, считается, что этот традиционный анализ предназначен просто для измерения «веществ, реагирующих с тиобарбитуровой кислотой» или ТБКРС [29] .

Содержание малонового диальдегида часто считается хорошим показателем уровня окислительного стресса в биологическом образце при условии, что с образцом правильно обращались и хранили его [29] .

Так, около 1014 клеток входят в состав организма человека, которые отделены друг от друга липид- ным биослоем [30]. Входящие в него полиненасы-щенные жирные кислоты (ПНЖК) образуют субстрат для биосинтеза простагландинов, лейкотриенов и тромбоксанов, которые играют сигнальную физиологическую роль (в качестве второго посредника) [30, 31, 32].

Необходимо подчеркнуть, что H 2 O 2 считается основным продуктом АФК. Повышение его концентрации в клетках проводит к повреждению нуклеиновых кислот, стимулирует окислительные процессы липидов [33, 34, 35] .

В клетке особенно важны два пути образования перекисного окисления липидов (ПОЛ): окисление фосфолипидов липоксигеназой (ферментативное) и окисление реактивными продуктами реакции, катализируемое ионами переходных металлов (неферментативное) [36] . Однако в ходе ПОЛ образуются химически активные альдегиды, которые могут привести к некрозу и гибели клетки [37] . Так, химически активные альдегиды и свободные радикалы участвуют в реакциях с биополимерами и другими макромолекулами в клетках, а также препятствуют выполнению их функции. Химически активные альдегиды обладают длительным периодом полураспада, поэтому они взаимодействуют с другими клеточными соединениями, или могут переноситься через кровоток в другие ткани [38] . И наоборот, короткоживущие свободные радикалы, первоначально образующиеся из продуктов ПОЛ, воспринимаются как вторичные вестники окислительного стресса. Многочисленные молекулы в цитоплазматической среде (свободные нуклеозиды) являются удобными и доступными субстратами для продуктов ПОЛ. Однако они также могут служить ценными биомаркерами окислительного стресса. Следует отметить, что во время лучевой терапии уровень продуктов ПОЛ повышается, что делает их показателем эффективности лучевого лечения. Исследования по определению их влияния имеют высокую научную ценность и жизненно важны для понимания клеточного механизма. В настоящее время изучение процесса повышения ПОЛ лучевого лечения является актуальным, это может привести к уменьшению вредных эффектов для здоровья больных при лучевой терапии [39] .

Лучевая терапия широко применяется в лечении 50% пациентов с онкологическими заболеваниями, поэтому проблема её воздействия на здоровые ткани, в том числе на семенники, остаётся важной. Многие авторы показали негативное влияние инкорпорации ¹³⁷Cs и гамма-излучения на энергический обмен в тканях разных органов (печень, миокард, семенники, кишечник, мышцы, тимус) [40, 41, 42, 43, 44] .

Необходимо отметить, что ранее Аль Меселмани М.А. показал, что оба вида излучения (внутренние и внешнее) влияют на окислительно-восстановительные процессы, однако сопровождаются серьёзными нарушениям эпителия канальцев семенников [40, 41, 42] .

Тщательный анализ отечественной и зарубежной литературы свидетельствует об отсутствии данных о влиянии дозы 1,0 Гр на концентрацию ТБКРС в плазме крови и тестикулярных тканях. В связи с вышеперечисленным

ЦЕЛЬ ИССЛЕДОВАНИЯ: изучение содержания ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканях лабораторных животных на фоне радиационного воздействия (гамма-облучение, суммарная доза 1 Гр).

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ

В качестве экспериментального материала использовали 28 половозрелых лабораторных белых крыс-самцов линии Wistar массой 200–220 г. Животные были случайным образом распределены на четыре группы: одну контрольную и три экспериментальные, по 7 особей в каждой. Крысы контрольной группы не подвергались воздействию ионизирующего излучения. Животные групп (всего 21 крыса) были однократно облучены в дозе 1,0 Гр с использованием гамма-установки «ИГУР-1» (источник — 137Cs). Забой экспериментальных животных проводили через 3, 10 и 40 суток после облучения.

Для определения концентрации ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови облучаемых крыс к 0,3 мл плазмы крови добавляли 0,2 мл 8,1% C 12 H 25 NaSO 4 , 1,5 мл 20% CH 3 СООН, 1,5 мл 0,8% C 4 H 4 N 2 O 2 S и 0,6 мл H 2 О. После часовой инкубации в кипящей водяной бане образовавшийся окрашенный продукт выделяли экстракцией. Для этого использовали 5 мл C₄H₉OH — комбинацию бутилового и изопропилового спиртов в соотношении 15:1. Полученные образцы подвергали центрифугированию в течение 10 минут при 1000 об/мин. Интенсивность окраски комплексов определяли с использованием спектрофотометра СФ-46. Для определения количества ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови контрольных крыс к 0,3 мл воды мы добавляли 0,2 мл 8,1% C 12 H 25 NaSO 4 , 1,5 мл 20% CH 3 СООН, 1,5 мл 0,8% C 4 H 4 N 2 O 2 S и 0,6 мл H 2 О. Мы использовали в расчётах коэффициент молярной экстинкции окрашенного комплекса, равный 1,56×10⁵ см^–1×М^–1 [40 ,45, 46] .

Для измерения концентрации ТБК-реагирующих субстратов в тестикулярных тканях облучённых животных навеску предварительно замороженной в жидком азоте ткани (0,2 г) тщательно гомогенизи- ровали в охлаждённой фарфоровой ступке с добавлением 0,2 мл 8,1 % C12H25NaSO4, 1,5 мл 20% CH3COOH, 1,5 мл 0,8 % C4H4N2O2S и 0,6 мл H2О. После часовой инкубации в кипящей водяной бане образовавшийся окрашенный продукт выделяли экстракцией. Для этого использовали 5 мл C₄H₉OH — комбинацию бутилового и изопропилового спиртов (соотношение 15:1). Полученные образцы подвергали центрифугированию в течение 10 минут при 1000 об/мин. Интенсивность окраски комплексов определяли с использованием спектрофотометра. СФ-46. Для измерения концентрации ТБК-реагирующих субстратов в тестикулярных тканей контрольных крыс к 0,2 г ткани семенников мы добавляли 0,2 мл 8,1 % C12H25NaSO4, 1,5 мл 20% CH3COOH, 1,5 мл 0,8 % C4H4N2O2S и 0,6 мл H2О.

Вычисление и обработка статистических данных были произведены с помощью программ «Statistica» 6.0 и Microsoft Excel 2010. Расхождения считали статистически значимыми при p<0,05 и p<0,01.

При проведении экспериментов мы строго следовали международным стандартам гуманного обращения с лабораторными животными. Работа выполнена в соответствии с требованиями Директивы 2010/63/EU Европейского парламента и Совета о защите животных, используемых в научных целях, Европейской конвенции о защите позвоночных животных, используемых для экспериментальных и иных научных целей (ETS № 123, Страсбург, 1986), а также с соблюдением принципов 3R (Replacement, Reduction, Refinement).

РЕЗУЛЬТАТЫ

Результаты нашего исследования соответствуют данным литературы о вредных эффектах гамма-ионизирующего излучения на мужскую половую систему даже при однократном гамма-облучении [41, 42] .

Данные о содержании ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканях спустя 3, 10 и 40 суток после воздействия внешнего гамма облучения предоставлены в таблицах 1, 2, 3.

Через 3 суток после гамма-облучения мы наблюдали повышение содержания ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканях соответственно с 199,8±20,6 нмоль/л, 4,9±0,7 нмоль/г в контроле до 382,0±35,0 (191,2%, p<0,05) и 8,9±0,5 (181,6%, p<0,05) у облучаемых крыс при дозе 1,0 Гр (табл. 1, рис. 1, 2).

По истечении 10 суток наблюдения было отмечено увеличение содержания ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканях соответственно с 199,8±20,6 нмоль/л и 4,9±0,7 нмоль/г в контроле до 663,5±55,0 (332,1%, p<0,05), 19,4±0,9

(395,9%, p<0,01) у животных, подвергнутых гамма-излучению при дозе 1,0 Гр (табл. 2, рис. 1, 2).

В группе подопытных крыс спустя 40 суток после тотального гамма-облучения в дозе 1,0 Гр также отмечалось возрастание концентрации ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканях по сравнению с контролем, но в то же время было меньшее, чем спустя 10 суток, хотя и на этот момент содержании ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканях всё ещё превышало исходное более чем в 1,5–2 раза. Так, они составили 518,0±29,0 нмоль/л (259,3%, p<0,01), 15,1±0,4 нмоль/г (308,2%, p<0,05) соответственно, а в контроле – 199,8±20,6 и 4,9±0,7 (табл. 3, рис. 1, 2).

Рисунок 3 показывает, что динамика изменения концентрации ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови совпадала с таковой в тестикулярных тканях, особенно к 10 и 40 суткам наблюдения повышение её содержания было более заметным.

Таблица 1. Концентрация ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканях крыс через трое суток при однократном гамма-облучении в дозе 1,0 Гр

Table 1. The concentration of TBK-reacting substrates in blood plasma and testicular tissues of rats after three days with a single gamma radiation dose of 1.0 Gy

Параметр	Контроль	3 сутки	%
Плазма крови	199,8±20,6	382,0±35,0*	191,2
Тестикулярная ткань	4,9±0,7	8,9±0,5*	181,6

Примечание. Достоверность различий по отношению к контрольной группе: * – p<0,05; ** – p<0,01, нмоль/л – в плазме крови, нмоль/г – в тестикулярных тканей.

Таблица 2. Концентрация ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканях крыс через десять суток при однократном гамма-облучении в дозе 1,0 Гр

Table 2. The concentration of TBK-reacting substrates in blood plasma and testicular tissues of rats after ten days with a single gamma radiation dose of 1.0 Gy

Параметр	Контроль	10 сутки	%
Плазма крови	199,8±20,6	663,5±55,0*	332,1
Тестикулярная ткань	4,9±0,7	19,4±0,9**	395,9

Примечание. Достоверность различий по отношению к контрольной группе: * – p<0,05; ** – p<0,01, нмоль/л – в плазме крови, нмоль/г – в тестикулярных тканей.

Таблица 3. Концентрация ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканях крыс через сорок суток при однократном гамма-облучении в дозе 1,0 Гр

Table 3. The concentration of TBK-reacting substrates in blood plasma and testicular tissues of rats after forty days with a single gamma radiation dose of 1.0 Gy

Параметр	Контроль	40 сутки	%
Плазма крови	199,8±20,6	518,0±29,0**	259,3
Тестикулярная ткань	4,9±0,7	15,1±0,4*	308,2

Примечание. Достоверность различий по отношению к контрольной группе: * – p<0,05; ** – p<0,01, нмоль/л – в плазме крови, нмоль/г – в тестикулярных тканей.

Рисунок 1. Концентрация ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови крыс после однократного гамма-облучения при дозе 1,0 Гр Figure 1. Concentration of TBK-reacting substrates in rat blood plasma after a single gamma irradiation at a dose of 1.0 Gy

Рисунок 2 . Концентрация ТБК-реагирующих субстратов в тестикулярных тканях крыс после однократного гамма-облучения при дозе 1,0 Гр Figure 2. Concentration of TBK-reacting substrates in rat testicular tissues after a single gamma irradiation at a dose of 1.0 Gy

Рисунок 3. Динамика изменений уровня ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканях крыс после однократного гамма-облучения при дозе 1,0 Гр, % от контроля ·

Figure 3. Dynamics of changes in the level of TBK-reacting substrates in blood plasma and testicular tissues of rats after a single gamma radiation at a dose of 1.0 Gy, % of the control

ОБСУЖДЕНИЕ

Окислительный стресс в клетке приводит к образованию высокореактивных и нестабильных гидроперекисей липидов. Разложение нестабильных пероксидов, полученных из полиненасыщенных жирных кислот, приводит к образованию МДА, который можно определить количественно колориметрически после его контролируемой реакции с ТБК-реагирующими субстратами.

Анализ веществ, реагирующих с ТБК, был предложен в 1979 г. и в настоящее время является наиболее часто используемым методом скрининга и мониторинга окисления липидов [43, 45, 46] . Метод ТБК-реагирующих субстратов был использован для оценки широкого спектра образцов, включая ткани и жидкости человека и животных, лекарства и др. Чувствительность определения веществ, реагирующих с тиобарбитуровой кислотой, сделала этот анализ методом выбора для скрининга и мониторинга перекисного окисления липидов – основного показателя окислительного стресса. Несмотря на то, что в литературе по-прежнему существуют разногласия относительно специфичности ТБК-реагирующих субстратов, по отношению к соединениям, отличным от МДА, он остаётся наиболее широко используемым методом определения перекисного окисления липидов.

Различные перекиси липидов способны вступать в реакцию с мембранными липидами, нуклеиновыми кислотами, белками, ферментами и другими мелкими молекулами, что приводит к повреждению клеток. Они являются одним из самых важных типов АФК [47] .

Так, концентрация ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови на 3 сутки достоверно увеличивалась на 91,2% (p<0,05), также спустя 10 суток повысилась на 232,1% (p<0,05), а к 40-м суткам – на 159,3% (p<0,01) по сравнению с контролем. Это можно объяснить тем, что состояние липидов мембран подтверждается тем фактом, что липиды могут контролировать физиологическое состояние мембранных органелл, изменяя их биофизические аспекты, такие как полярность и проницаемость. По-линенасыщенные жирные кислоты, которые являются важными фосфолипидами в клеточных мембранах, контролируют текучесть и деформируемость клеточной мембраны [48, 49]. В результате воздействия свободных радикалов кислорода на полиненасыщенные жирные кислоты, которые чрезвычайно восприимчивы возникает ПОЛ. Образование свободных от липидов радикалов приводит к образованию перекисных свободных радикалов, которые воздействуют на близлежащие полинена-сыщенные жирные кислоты и мембранные белки, а также вызывают ПОЛ мембран. Нужно подчеркнуть, что ПОЛ начинается, когда атом водорода отщепляется от ненасыщенной жирной кислоты радикалом – АФК [47]. Это начало разрушительной цепной реакции, которая приводит к разрушению мембран и образованию активных метаболитов, которые могут вызвать нарушение функции клеток. ПОЛ и его продукты активируют звездчатые клетки печени и усиливают экспрессию провоспалительных цитокинов [47], они также могут активировать некроз клеток и апоптотический Fas-лигандный путь, который участвует в развитии фиброза. Негативный эффект АФК заключается в том, что они могут вступать в реакцию с такими биомолекулами, как белки, образуя карбонилы; как липиды, образуя малоновый диальдегид [50]. Тем не менее, окислительный стресс вызванный АФК приведёт к нарушению ПОЛ в процессе окисления жирных кислот в митохондриях [51]. Следует добавить, что в живых организмах различные АФК могут образовываться различными путями (нормальный, экзогенный). Нормальное аэробное дыхание является основным источником АФК. А ионизирующее излучение считается экзогенным источником АФК [52].

Достоверное возрастание показателей ТБК-реагирующих субстратов в тестикулярных тканях через 3, 10 и 40 суток соответственно на 81,6% (p<0,05), 295,9% (p<0,01) и 208,2% (p<0,05) связано с тем, что сперматозоиды человека очень богаты по-линенасыщенными жирными кислотами и следовательно, подвержены воздействию АФК, а активные формы ТБК-реагирующих субстратов указывают на перекисное окисление липидов [46, 53] . Несмотря на то, что концентрация ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканях по истечении 40 суток после облучения снижалась по сравнению с концентрацией через 10 суток, её показатели на этот момент всё ещё в 1,5–2 раза превышали контрольные.

Наши результаты об изменении показателей ТБКРС в плазме крови и тестикулярных тканях крыс вследствие однократного гамма-облучения в дозе 1,0 Гр совпадают с данными литературы о повышении уровня этих веществ у больных мужской репродуктивной системы. Наблюдалось повышение уровня ТБКРС у пациентов с обструктивной азооспермией [54]. Механизмом бесплодия у этих мужчин является непосредственная генерация кислородных радикалов лейкоцитами, повреждение сперматозоидов в результате обструкции придатка яичка и наличие незрелых сперматозоидов в результате повреждения яичек из-за предшествующей обструкции [55, 56, 57]. В исследованиях о бесплодии было показано, что повышенное ПОЛ связано с уровнем оксида азота (NO) в семенной жидкости [58]. Таким образом, в то время как повышенное ПОЛ вызывает цитотоксические эффекты, повышенный уровень NO вызывает нарушение подвижности сперматозоидов. До сих пор в литературе нет данных о связи этих молекул с параметрами сперматозоидов.

Следует подчеркнуть , что вещества АФК могут быть обнаружены в эякуляте человека физиологически. Хотя эти вещества оказывают некоторое влияние на нормальную функцию сперматозоидов, повышенные уровни могут вызывать вредные последствия, такие как капацитация и дефекты реакции ак-росомы [59] . Авторы показали, что есть связь между окислительным стрессом и отменой вазэктомии, также есть несколько научных работ об окислительном стрессе у пациентов с обструктивной азооспермией [60] . Однако в исследованиях повышенный уровень ТБК-реагирующих субстратов сопровождался с морфологическим повреждением [61] .

Многочисленные исследования подтверждают, что активные формы кислорода играют ключевую роль в развитии окислительного стресса. Увеличение концентрации свободных радикалов напрямую провоцирует этот процесс [34, 61, 62] . Особую опасность представляет накопление продуктов ПОЛ (перекисного окисления липидов), ведущее к деградации клеточных мембран [63, 64] .

Agarwal и др. показали, что повышение уровня АФК в семенной жидкости является причиной мужского бесплодия примерно в 80% случаев. Высокие уровни АФК, преодолевая поглощающее действие антиоксидантов, оказывают патологическое воздействие на мужскую репродуктивную функцию через окисление молекулярных компонентов, таких как липиды, белки, сахара и ДНК [63, 64] . Важно отметить, что мембрана сперматозоида содержит большое количество полиненасыщенных жирных кислот, что способствует текучести мембраны, необходимой для слияния сперматозоида и яйцеклетки. С другой стороны, наличие двойных углерод– углеродных связей делает такие липиды очень восприимчивыми к окислительным воздействиям.

АФК, вызванные радиацией, индуцируют образование перекисных радикалов липидов, которые, в свою очередь, вступают в реакцию с другими молекулами, запуская сам распространяющуюся цепную реакцию, приводящую к усилению ПОЛ [65, 66, 67]. Пероксидативное повреждение мембранных липидов приводит к нарушению структуры и текучести мембраны, нарушению регуляции процессов, связанных с мембраной, включая ферментативную активность, передачу сигналов, связанных с мембранными рецепторами, и нарушению регуляции потока ионов через мембрану [68, 69]. Поскольку мембрана митохондрий также повреждается АФК, ПОЛ в первую очередь, влияет на подвижность спермато- зоидов, вызывая снижение мембранного потенциала митохондрий и дефекты в средней части сперматозоидов и аксонемального участка [64, 69]. Разложение полиненасыщенных жирных кислот (особенно линолевой и арахидоновой кислот) приводит к образованию субпродуктов, таких как МДА или 4-гидрокси-2-ноненаль, которые отражают ПОЛ [69, 70].

Следует отметить что, увеличение ТБКРС в результате тотального, внешнего гамма-облучения в семенниках с одной стороны отражает активацию окислительных процессов в семенниках [40, 41] , а с другой доказывает повреждение антиоксидантной системы в клетках, обладающих защитной функцией на фоне усиленной продукции АФК, стимулированной ионизирующим излучением [71, 72] . Наряду с этим, повышение содержания ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови и тестикулярных тканях спустя 40 суток дополнительно (наглядно) подтверждает продолжительную активацию процессов ПОЛ, считавшихся причиной многочисленных заболеваний репродуктивной системы у мужчин.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Общее однократное гамма-облучение в дозе 1,0 Гр оказывает длительное воздействие н а содержание субстратов, реагирующих с тиобарбитуровой кислотой в плазме крови и тестикулярных тканях крыс.

По истечении 3, 10 и 40 суток вследствие гамма-облучения, концентрация ТБК-реагирующих субстратов в плазме крови достоверно повышалась на 91,2% , 232,1% и 159,3% соответственно, а в тестикулярных тканях увеличивалась на 81,6%, 295,9% и 208,2% соответственно.

Спустя 40 суток концентрация ТБКРС в обоих образцах плазмы крови и тестикулярных тканях снижалась по сравнению с её концентрацией через 10 суток, но её показатели на этот момент всё ещё в 1,5–2 раза превышали контрольные.

Двухфазная динамика — нарастание к 10 суткам и неполное снижение к 40 суткам — свидетельствует о затяжном, а не транзиторном характере окислительного повреждения тестикулярной ткани и согласованности процессов перекисного окисления липидов в плазме крови и семенниках. Это позволяет рассматривать концентрацию ТБК-реагирующих субстратов как доступный интегральный маркер пострадиационного окислительного стресса, пригодный для мониторинга состояния репродуктивной системы и оценки эффективности антиоксидантной коррекции при лучевом воздействии.