Экспрессия генов NK-lysin, blvr, ifn-a и клеточные популяции периферической крови при инфицировании коров вирусом бычьего лейкоза
Автор: Косовский Г.Ю., Глазко В.И., Ковальчук С.Н., Архипова А.Л., Глазко Т.Т.
Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology
Рубрика: Факторы клеточного иммунитета
Статья в выпуске: 4 т.52, 2017 года.
Бесплатный доступ
Распространение ретровирусных инфекций, в частности вируса бычьего лейкоза (BLV), до сих пор не удается ни предупредить, ни контролировать. Недостаточно эффективными остаются методы вакцинации (G. Gutiérrez c соавт., 2014) и выявления инфицированных животных (M. Nishiike c соавт., 2016), что приводит к необходимости углубленного исследования взаимодействий патогена с организмом хозяина. Ранее нами были получены данные о том, что общей характеристикой для инфицированных BLV животных с умеренным и высоким лейкоцитозом является повышение количества тромбоцитов, тогда как у коров с выраженным лейкоцитозом наблюдается снижение числа нейтрофилов (Г.Ю. Косовский c соавт., 2017). Для того чтобы оценить взаимосвязи между инфицированностью животных BLV, соотношением клеточных популяций периферической крови и экспрессией генов, кодирующих рецептор BLV (ген blvr ), белок антивирусной защиты интерферон альфа ( ifn- a) и эффекторный белок врожденного иммунитета NK-лизин (NK-lysin), в настоящей работе выполнен сравнительный анализ перечисленных показателей у двух групп коров неодинакового происхождения - черно-пестрых голштинизированных (n = 57) и помеси симменталы × голштины (n = 60) (группы были сформированы в хозяйствах в Московской и Пензенской областях). В результате получены данные о том, что коровы из разных хозяйств, не инфицированные BLV, различались в основном по содержанию в периферической крови нейтрофилов и тромбоцитов. Тем не менее, в обоих хозяйствах у инфицированных BLV животных наблюдалась сниженная экспрессия гена NK-lysin и увеличенное количество тромбоцитов по сравнению с коровами, свободными от инфекции. У инфицированных BLV коров отмечалась относительно повышенная экспрессия blvr, отражающая, по-видимому, увеличение доли юных форм В-лимфоцитов (M. Lavanya c соавт., 2008). На основании полученных нами результатов и данных литературы предложена следующая схема влияния BLV на экспрессию NK-lysin и подавление апоптоза: вирусный белок Tax (активатор транскрипции провирусной ДНК BLV) также индуцирует у хозяина экспрессию гена tnf- a, кодирующего фактор некроза опухолей альфа (M. Arainga c соавт., 2012), тот, в свою очередь, индуцирует активацию регуляторов иммунного гомеостаза - клеток Treg (L.Y. Chang c соавт., 2015), маркерный признак которых - продукция TGF-β (трансформирующий фактор роста бета), а TGF-β ингибирует пролиферацию и активность Т-киллеров и NK-клеток - продуцентов NK-лизинов и увеличивает количество и активность тромбоцитов, в частности тромбоцитарную антиапоптозную активность (K. Ohira c соавт., 2016; S.C. Tao c соавт., 2016). Предложенная схема свидетельствует о том, что влияние на системы врожденного иммунитета представляет собой ключевое событие индуцируемого BLV патогенеза.
Вирус бычьего лейкоза, гранулоциты, агранулоциты, nk-лизин, рецептор вируса бычьего лейкоза, интерферон альфа, экспрессия генов, врожденный иммунитет
Короткий адрес: https://sciup.org/142214071
IDR: 142214071 | DOI: 10.15389/agrobiology.2017.4.785rus
Список литературы Экспрессия генов NK-lysin, blvr, ifn-a и клеточные популяции периферической крови при инфицировании коров вирусом бычьего лейкоза
- Liu J., Cao X. Cellular and molecular regulation of innate inflammatory responses. Cellular and Molecular Immunology, 2016, 13: 711-721 ( ) DOI: 10.1038/cmi.2016.58
- Ott S.L., Johnson R., Wells S.J. Association between bovine-leukosis virus seroprevalence and herd-level productivity on US dairy farms. Prev. Vet. Med., 2003, 61: 249-262.
- Nishiike M., Haoka M., T., Kohda T., Mukamoto M. Development of a preliminary diagnostic measure for bovine leukosis in dairy cows using peripheral white blood cell and lymphocyte counts. J. Vet. Med. Sci., 2016, 78(7): 1145-1151 ( ) DOI: 10.1292/jvms.16-0022
- Ikebuchi R., Konnai S., Okagawa T., Nishimori A., Nakahara A., Murata S., Ohashi K. Differences in cellular function and viral protein expression between IgMhigh and IgMlow B-cells in bovine leukemia virus-infected cattle. J. Gen. Virol., 2014, 95(Pt 8): 1832-1842 ( ) DOI: 10.1099/vir.0.065011-0
- Florins A., de Brogniez A., Elemans M., Bouzar A.B., François C., Reichert M., Asquith B., Willems L. Viral expression directs the fate of B cells in bovine leukemia virus-infected sheep. J. Virol., 2012, 86(1): 621-624 ( ) DOI: 10.1128/JVI.05718-11
- Косовский Г.Ю., Глазко В.И., Ковальчук С.Н., Глазко Т.Т. Эритроцитарные и лейкоцитарный клеточные характеристики у коров, инфицированных Anaplasma marginale и вирусом бычьего лейкоза. Сельскохозяйственная биология, 2017, 52(2): 391-400 ( ) DOI: 10.15389/agrobiology.2017.2.391rus
- Chen J., Yang C., Tizioto P.C., Huang H., Lee M.O.K., Payne H.R., Lawhon S.D., Schroeder F., Taylor J.F., Womack J.E. Expression of the bovine NK-lysin gene family and activity against respiratory pathogens. PLoS ONE, 2016, 11(7): e0158882 ( ) DOI: 10.1371/journal.pone.0158882
- Lavanya M., Kinet S., Montel-Hagen A., Mongellaz C., Battini J.L., Sitbon M., Taylor N. Cell surface expression of the bovine leukemia virus-binding receptor on B and T lymphocytes is induced by receptor engagement. J. Immunol., 2008, 181(2): 891-898 ( ) DOI: 10.4049/jimmunol.181.2.891
- Boyette L.B., Macedo C., Hadi K., Elinoff B.D., Walters J.T., Ramaswami B., Chalasani G., Taboas J.M., Lakkis F.G., Metes D.M. Phenotype, function, and differentiation potential of human monocyte subsets. PLoS ONE, 2017, 12(4): e0176460 ( ) DOI: 10.1371/journal.pone.0176460
- Косовский Г.Ю., Сотникова Е.А., Мудрик Н.Н., Cuong V.C., Toan T.X., Hoan T.X., Глазко В.И. Диагностика лейкоза КРС с помощью праймеров к генам gag и pol. Ветеринария, 2013, 8: 58-61.
- Swenson C.L., Erskine R.J., Bartlett P.C. Impact of bovine leukemia virus infection on neutrophil and lymphocyte concentrations in dairy cattle. J. Am. Vet. Med. Assoc., 2013, 243(1): 131-135 ( ) DOI: 10.2460/javma.243.1.131
- Khudhair Y.I., Hasso S.A., Yaseen N.Y., Al-Shammari A.M. Serological and molecular detection of bovine leukemia virus in cattle in Iraq. Emerg. Microbes Infect., 2016, 5: e56 ( ) DOI: 10.1038/emi.2016.60
- Della Libera A.M.M.P., de Souza F.N., Batista C.F., Santos B.P., de Azevedo L.F.F, Sanchez E.M.R., Diniz S.A., Silva M.X., Haddad J.P., Blagitz M.G. Effects of bovine leukemia virus infection on milk neutrophil function and the milk lymphocyte profile. Vet. Res., 2015, 46: 2 ( ) DOI: 10.1186/s13567-014-0125-4
- Nishiike M., Haoka M., T., Kohda T., Mukamoto M. Development of a preliminary diagnostic measure for bovine leukosis in dairy cows using peripheral white blood cell and lymphocyte counts. J. Vet. Med. Sci., 2016, 78(7): 1145-1151 ( ) DOI: 10.1292/jvms.16-0022
- Moon J.H., Lim S., Jo K., Lee S., Seo S., Kim S. PINTnet: construction of condition-specific pathway interaction network by computing shortest paths on weighted PPI. BMC Syst. Biol., 2017, 11(Suppl 2): 15 ( ) DOI: 10.1186/s12918-017-0387-3
- Глазко В.И., Косовский Г.Ю., Ковальчук С.Н., Глазко Т.Т. Ассоциации инвертированного повтора (GAG)6С (ISSR-PCR маркеры) со структурными генами в геноме крупного рогатого скота. Вестник РАЕН, 2015, 1: 75-81.
- Rivera A., Siracusa M.C., Yap G.S., Gause W.C. Innate cell communication kick-starts pathogen-specific immunity. Nat. Immunol., 2016, 17(4): 356-363 ( ) DOI: 10.1038/ni.3375
- Gutiérrez G., Rodríguez S.M., de Brogniez A., Gillet N., Golime R., Bur-ny A., Jaworski J.P., Alvarez I., Vagnoni L., Trono K,. Willems L. Vaccination against d-retroviruses: the bovine leukemia virus paradigm. Viruses, 2014, 6(6): 2416-2427 ( ) DOI: 10.3390/v6062416
- Tuettenberg A., Hahn S.A., Mazur J., Gerhold-Ay A., Scholma J., Marg I., Ulges A., Satoh K., Bopp T., Joore J., Jonuleit H. Kinome profiling of regulatory T cells: a closer look into a complex intracellular network. PLoS ONE, 2016, 11(2): e0149193 ( ) DOI: 10.1371/journal.pone.0149193
- Suzuki S., Konnai S., Okagawa T., Ikebuchi R., Shirai T., Sunden Y., Mingala C.N., Murata S., Ohashi K. Expression analysis of Foxp3 in T cells from bovine leukemia virus infected cattle. Microbiol. Immunol., 2013, 57(8): 600-604 ( ) DOI: 10.1111/1348-0421.12073
- Suzuki S., Konnai S., Okagawa T., Ikebuchi R., Nishimori A., Kohara J., Mingala C.N., Murata S., Ohashi K. Increased expression of the regulatory T cell-associated marker CTLA-4 in bovine leukemia virus infection. Vet. Immunol. Immunopathol., 2015, 163(3-4): 115-124 ( ) DOI: 10.1016/j.vetimm.2014.10.006
- Ohira K., Nakahara A., Konnai S., Okagawa T., Nishimori A., Maekawa N., Ikebuchi R., Kohara J., Murata S., Ohashi K. Bovine leukemia virus reduces anti-viral cytokine activities and NK cytotoxicity by inducing TGF-β secretion from regulatory T cells. Immun. Inflamm. Dis., 2016, 4(1): 52-63 ( ) DOI: 10.1002/iid3.93
- Arainga M., Takeda E., Aida Y. Identification of bovine leukemia virus tax function associated with host cell transcription, signaling, stress response and immune response pathway by microarray-based gene expression analysis. BMC Genomics, 2012, 13: 121 ( ) DOI: 10.1186/1471-2164-13-121
- Aida Y., Murakami H., Takahashi M., Takeshima S.-N. Mechanisms of pathogenesis induced by bovine leukemia virus as a model for human T-cell leukemia virus. Front. Microbiol., 2013, 4: 328 ( ) DOI: 10.3389/fmicb.2013.00328
- Chang L.Y., Lin Y.C., Chiang J.M., Mahalingam J., Su S.H., Huang C.T., Chen W.T., Huang C.H., Jeng W.J., Chen Y.C., Lin S.M., Sheen I.S., Lin C.Y. Blockade of TNF-a signaling benefits cancer therapy by suppressing effector regulatory T cell expansion. Oncoimmunology, 2015, 4(10): e1040215.
- Pierini A, Strober W, Moffett C, Baker J, Nishikii H, Alvarez M, Pan Y, Schneidawind D, Meyer E, Negrin RS. TNF-a priming enhances CD4+FoxP3+ regulatory T-cell suppressive function in murine GVHD prevention and treatment. Blood, 2016, 128(6): 866-871 ( ) DOI: 10.1182/blood-2016-04-711275
- Riise R.E., Bernson E., Aurelius J., Martner A., Pesce S., Chiesa M.D., Marcenaro E., Bylund J., Hellstrand K., Moretta L., Moretta A., Thoren F.B. TLR-stimulated neutrophils instruct NK cells to trigger dendritic cell maturation and promote adaptive T cell responses. J. Immunol., 2015, 195: 1121-1128 ( ) DOI: 10.4049/jimmunol.1500709
- Amano K., Hirayama M., Azuma E., Iwamoto S., Keida Y., Komada Y. Neutrophils induced licensing of natural killer cells. Mediators of Inflammation, 2015, 2015: Article ID 747680 ( ) DOI: 10.1155/2015/747680
- Ueda R., Narumi K., Hashimoto H., Miyakawa R., Okusaka T., Aoki K. Interaction of natural killer cells with neutrophils exerts a significant antitumor immunity in hematopoietic stem cell transplantation recipients. Cancer Medicine, 2016, 5(1): 49-60 ( ) DOI: 10.1002/cam4.550
- Pieterse E., Rother N., Yanginlar C., Hilbrands L.B., van der Vlag J. Neutrophils discriminate between lipopolysaccharides of different bacterial sources and selectively release neutrophil extracellular traps. Front. Immunol., 2016, 7: 484 ( ) DOI: 10.3389/fimmu.2016.00484
- Tao S.C., Yuan T., Rui B.Y., Zhu Z.Z., Guo S.C., Zhang C.Q. Exosomes derived from human platelet-rich plasma prevent apoptosis induced by glucocorticoid-associated endoplasmic reticulum stress in rat osteonecrosis of the femoral head via the Akt/Bad/Bcl-2 signal pathway. Theranostics, 2017, 7(3): 733-750 ( ) DOI: 10.7150/thno.17450