Количественные изменения продуктов перекисного окисления липидов в условиях стресса

Автор: Кошоридзе Н.И., Менабде К.О., Кучукашвили З.Т., Чачуа М.В., Чипашвили М.Д.

Журнал: Журнал стресс-физиологии и биохимии @jspb

Статья в выпуске: 2 т.6, 2010 года.

Бесплатный доступ

Изучена динамика изменения количественного содержания оксида азота (NO) в митохондриальной и цитозольной фракциях головного мозга и кардиомиоцитов,а также в плазме крови белых крыс, в условиях изоляции животных и нарушения циркадного цикла. Установлено, что количество NO в процессе стресса неоднозначно меняется. Параллельно, выявлены количественные изменения концентрации общих липидов и интенсивности перекисного окисления.

Оксид азота, липиды, малоновый диальдегид, перекисное окисление

Короткий адрес: https://sciup.org/14323484

IDR: 14323484

Текст научной статьи Количественные изменения продуктов перекисного окисления липидов в условиях стресса

Известно, что любые изменения окружающей среды в организме вызывают стресс-реакцию. Последнее выражается изменением клеточного метаболизма, активности генетического аппарата и т.д. (Левицкий Е., 1998,). При кратковременном действии стресс-факторов происходит усиление функционирования клеток и мобилизация организма в целом. Однако, при продлении стресс-реакции, организм отвечает на стресс-факторы необратимыми процессами, которые ведут к гибели клетки. К таким процессам относятся свободно-радикальное окисление, изменение количества внутриклеточного Са2+, угнетение энергетического метаболизма, снижение синтеза белков и др. (Zhuravliova E. et al., 2009,Салей А.П., Рецкий М.И. 2003, Cernak et al., 2000).

Одним из основных изменении клеточного метоболизма является активация перекисного окисления липидов (ПОЛ). В нормальных условиях количество продуктов ПОЛ в тканях держится на определенном уровне, так как они необходимы для нормального функционирования организма. Они способствуют уничтожению разрушенных компонентов дыхательной цепи в митохондриях, активируют процессы пролиферации и дифференциации клеток, транспорт ионов, участвуют в регуляции проницаемости клеточных мембран, разрушении поврежденных хромосом и т.д. ПОЛ в клетке осуществляется активной формой кислорода. Постоянный уровень продуктов ПОЛ поддерживается с помощью антиоксидантной системы клетки.

В нормальных условиях молекулярный кислород является компонентом реакции образования молекул воды. Катализатором реакции является цитохромоксидаза, которая способствует присоединению к молекуле кислорода четырех электронов. В процессе функционирования клетки О 2 может присоединять один электрон, вследствие чего образуется супероксид-анионный радикал (О 2 - ). Последний, взаимодействуя с разными молекулами, индуцирует в мембранах и липопротеинах сыворотки крови ПОЛ (Radi et al., 1991). Также, одним из активированных форм О 2 является оксид азота - NO. NO способен проходить через клеточные мембраны и взаимодействуя с супероксид-радикалом, превращается в пероксиднитрит - (ONOOH-), который обладает высокой реакционной способностью, разрушает клеточные структуры и вызывает смерть клеток. В кислой среде пероксиднитрит способствует высвобождению гидроксид-радикала, окисляет сульфгидрильные группы белков и участвует в нитрировании тирозиновых радикалов белков, что сопровождается изменением их свойств. Процесс разрушения клеток продолжается до включения клеточной антиоксидантной системы. ПОЛ вызывает нарушение упаковки мембранных слоев и возможное последующее нарушение целостности клеточной мембраны, что сопровождается различными патологическими процессами. В частности, воспалением, нейродегенеративными заболеваниями и т.д.

Целью представленной работы является установление взаимосвязи между изменением количества NO, общих липидов и ПОЛ в условиях воздействия таких факторов эмоционального стресса, как изоляция животных и нарушение циркадного цикла.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Исследования проводились на половозрелых белых лабораторных крысах, которые подвергались социальной изоляции (в индивидуальных клетках) в условиях темноты (соотношение темнота/свет 23,5/0,5 час) в течение 10-, 20- и 30 дней. Контрольная группа находилась в естественных условиях (темнота/свет 10,00/14,00 час). После эксперимента животные декапитировались. Митохондриальные и цитозольные фракции получали методом дифференциального центрифугирования (De Robertis, 1969).

Об интенсивности синтеза NO судили по количеству продукта реакции (NaNO 2 ) взаимодействия NO с молекулярным кислородом. С этой целью к 0,4 мл исследуемой смеси добавляли 0,2 мл реактива Гриса. Раствор инкубировали в течение 15 мин. и колориметрировали при λ =540нм (Pahan K. et al., 2000).

Количество общих липидов определяли с помощью фосфованилинного реактива в присутствии концентрированной серной кислоты. Интенсивность красной окраски раствора, образованной вследствие реакции, измеряли колориметрически, при длине волны λ =530нм (Грибанов Г.А. и др., 1999).

Уровень содержания малонового диальдегида определяли колориметрически, при длине волны λ=532нм. Метод основан на реакции малонового диальдегида с тиобарбитуратом. При высокой температуре, в кислой среде, конечным продуктом реакции является окрашенный триметидиловый комплекс (Грибанов Г.А. и др., 1999).

Определение концентрации белка производилось по методу Лоури (Lowry O.H. et al., 1951).

Таблица 1. Динамика изменения содержания NO (мкмоль/мл) в разных тканях белых крыс во время стресса, вызванного изоляцией и нарушением циркадного цикла

контроль

10-дневный

стресс

20-дневный стресс

30-дневный стресс

Головной мозг

митохондрии

0,20± 0,01

0,15± 0,06

0,09±0,02

0,65±0,01

цитозоль

0,39±0,08

0,26±0,09

0,49±0,03

0,80±0,07

Кардиомиоциты

митохондрии

0, 16±0,2

0,14±0,06

0,21±0,03

0,82±0,07

цитозоль

0,35 ±0,02

0,33±0,06

0,39±0,04

0,98±0,09

Плазма крови

0,88 ±0,11

0,91±0,13

1,01±0,01

1,98±0,08

Таблица 2. Количественное распределения содержания общих липидов (мг/л) в разных органах белых крыс во время стресса, вызванной изоляцией и нарушением циркадного цикла

Ткани

контроль

10-дневный стресс

20-дневный стресс

30-дневный стресс

Головной мозг

2,64 ± 0, 10

2,69 ±0, 19

3, 00 ± 0,09

3,20 ± 0,14

Кардиомиоциты

2,04± 0,33

2,50 ± 0, 21

2,15 ± 0, 10

2, 20 ±0, 40

Плазма крови

3,42 ± 0, 32

3,40 ± 0, 14

4,08 ± 0,06

5,64 ± 0,17

Таблица 3. Количественное распределения малонового диальдегида (нм/л) в разных тканях белых крыс во время стресса, вызванного изоляцией и нарушением циркадного цикла

контроль

10-дневный стресс

20-дневный стресс

30-дневный стресс

Головной мозг митохондрии цитозоль

0, 33±0,006

1,80 ±0,73

0,35±0,04

1,82±0,08

0,81±0,01

1,90±0,03

1,20±0,03

1,78±0,11

Кардиомиоциты митохондрии цитозоль

0,59±0,10

0,98 ±0,12

0,88±0,08

1,05±1,03

3,33±0,16

2,40±0,27

6,30±0,33

2,47±0,19

Плазма крови

6,6±1,45

5,01±0,09

2,98±0,06

2,08±0,24

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

В первой серии опытов было изучено количественное изменение содержания оксида азота (NO) в плазме крови, головном мозгу и сердечной мышце белых крыс при изоляции животных и нарушении циркадного цикла.

Полученные результаты представлены в таблице 1.

Как следует из таблицы, в следствии 10дневного стресса, по сравнению с контролем, количество NO уменьшается в тканях головного мозга, тогда как в плазме крови этот показатель увеличивается. В кардиомиоцитах отмечается недостоверное уменьшение количества NO. 20дневный стресс характеризуется повышением концентрации NO в кардиомиоцитах и в плазме крови, то время, как в тканях головного мозга отмечается его количественное увеличение. Вследствие 30-дневного стресса, во всех тканях стрессированных животных, по сравнению с контролем, отмечается повышение содержания NO.

Учитывая литературные данные о количественном изменении содержания NO в условиях стресса и о его значении в перекисном окислении липидов (Fabisiak J P. et al., 2000; O’Donnel V.B., Freeman B.A., 2001), в дальнейшей серии опытов было изучено изменение количественного содержания общих липидов в разных тканях белых крыс вследствие изоляции и нарушения циркадного цикла.

Как видно из данных, приведенных в таблице 2, динамика изменение количественного содержания общих липидов в процессе стресса, неоднозначна. В частности, в плазме крови повышения содержания липидов наблюдается после 10-дневного стресса. В частности, на 20-ый день изоляции животных содержания липидов возрастает приблизительно на 20%, а на 30-ый день этот показатель возрастает до 60%. С найменьшей интенсивности повышение содержания липидов наблюдается также в головном мозге (20%), тогда как в кардиомиоцитах этот показатель практически не меняется.

Полученные данные дают основание предположить, что эмоциональный стресс, вызванный изоляцией и нарушением биоритма животных, влечет изменения метаболизма липидов, что вероятно обусловлено ответной реакцией организма на стресс.

Как известно, метаболизм липидов тесно связан с перекисным окислением липидов (Чеснокова Н.П. и др., 2006). Исходя из этого, в дальнейших опытах была изучена интенсивность перекисного окисления липидов, что является одним из возможных компонентов быстрой реакции на стресс.

Известно, что в нормальных условиях жизнедеятельности перекисное окисление липидов (ПОЛ) в клетке поддерживается на постоянном уровне с помощью антиоксидантной системы (Bounous G., Molson J.H., 2003). Продукты ПОЛ могут являтся как индукторами, так и первичными медиаторами особого состояния клетки при стрессе.

В таблице 3 представлены показатели количества малонового диальдегида (МДА), который, как известно, является одним из наиболее важных конечных продуктов перекисного окисления липидов.

Как видно из таблицы 3 изоляция животных и параллельное нарушение циркадного биоритма влияет на количественное содержание малонового диальдегида (МДА). В частности, при продолжении стресса, во всех исследуемых тканях белых крыс наблюдается достоверное увеличение содержания МДА, что в свою очередь свидетельствует об увеличении вероятности патологических состоянии организма.

Настоящий проект выполнен при финансовой поддержке Национального Научного Фонда Грузии (Грант № GNSF/ST08/2-375 ). Все идеи в статье принадлежат авторам и могут не совпадать с мнением Национального Научного Фонда Грузии.

Список литературы Количественные изменения продуктов перекисного окисления липидов в условиях стресса

  • Грибанов,Г.А., Костюк,Н.В., Абрамов,Ю.В., Быков,В.А., Ребров,Л.Б., Володина,Т.В. (1999) Липидные показатели кожи, мозжечка и продолговатого мозга при водно-иммерсионном стрессе у крыс. Вопросы медицинской химии, 2, 32-36.
  • Левицкий,Е.Л. (1998) Пути и механизмы реализации антиоксидантного эффекта в клетке. Фармакол. вiсник, 2, 68-71.
  • Салей,А.П., Рецкий, М.И. (2003) Роль оксида азота в формировании мотивационного поведения и обучения. Вестник ВГУ. серия химия, биология, фармация. 1, 75-80.
  • Чеснокова,Н.П., Понукалина,Е.В., Бизенкова,М.Н. (2006) Современные наукоемкие технологии, 6, 28-34..
  • Bounous,G., Molson,J.H. (2003) Antioxidant System. Anticancer Research, 23, 1411-1416.
  • Cernak,I., Savic,V., Kotur,J., Prokic,V., Kuljic,B., Grbovic,D., Veljovic,M. (2000) Alterations in magnesiumand oxidative status during chronic emotional stress. Dev. of Research on Magnesium, 13, 29-36.
  • De Robertis,E. (1967) Structural components of the synaptic region. Handbook of Neurochem., 2, 365-372.
  • Fabisiak,J.P., Tyurin,V.A., Tyurina,Y.Y., Sedlov,A., Lazo,J.S., Kagan,V.E. (2000) Nitric oxide dissociates lipid oxidation from apoptosis and phosphatidylserine externalization during oxidativestress. Biochemistry, 39 (1), 127-38.
  • Lowry,O.H., Rosebrough,N.J., Farr,A.L., Randall, R.J. (1951) Protein Measurement with the Folin Phenol Reagent. J. Biol. Chem., 193, 265-275..
  • O'Donnel,V.B., Freeman,B.A. (2001) Interactions between nitric oxide and lipid oxidation pathways: implications for vascular disease. Circulation Research, 88 (1), 12-21.
  • Pahan,K., Liu,X., McKinney,M.J., Wood,C., Sheikh,F.G., Raymond,J.R.,(2000) Induction of nitric oxide synthaze and activation of nuclear factor-kB in primary astrocytes. J. Neurochem., 74, 2288-2295.
  • Zhuravliova,E., Barbakadze,T., Zaalishvili,Е., Chipashvili,М., Koshoridze,N., Mikeladze,D. (2009) Social isolation in rats inhibits oxidative metabolism, decreases the content of mitochondrial K-Ras and activates mitochondrial hexokinase. Behav Brain Res. 28, 205(2), 377-383.
Еще
Статья научная