Метод взятия крови у мышей из периферической вены хвоста для исследования специфической активности эритропоэтина

Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор», Кольцово, Россия, ,

For citacion: Petukhova T. E. [Method of taking blood from mice from the peripheral vein of the tail to study the specific activity of erythropoietin]. Bulletin of Perm University. Biology. Iss. 2 (2023): pp. 205-207. (In Russ.).

Главным из показателей качества, подтверждающим эффективность и безопасность лекарственных препаратов рекомбинантного эритропоэтина человека, служит специфическая активность. Специфическую активность лекарственных препаратов рекомбинантного эритропоэтина человека, согласно ведущим Фармакопеям мира [Erythropoietin Concentrated…, 2019; Erythropoietin bioassays…, 2021], определя-

ют биологическим методом по влиянию на стимуляцию гемопоэза у полицитемических и нормоцитеми-ческих мышей в сравнении со стандартным образцом (СО) и выражают в международных единицах (МЕ).

В настоящее время известны различные способы взятия крови у мышей: ампутация хвоста, прокол ретроорбитального синуса глаза, из сосудов большого пальца задней конечности, [Взятие крови…, 2019], прокол малой подкожной вены голени [Степанова, 2006], пункция сердца, при помощи декапитации головы [Пат. RU2317543C1…, 2008]. Все эти методы имеют ряд недостатков: это сложность процесса взятия крови, применение анестезии, что приводит к искажению результатов, отсутствие специального вакуумного прибора, невозможность многократного взятия крови в течение короткого промежутка времени.

Для многократных взятий крови существует метод забора крови у крыс из периферических вен хвоста [Пат. RU2719912…, 2019]. Данный способ позволяет получить достаточный объем крови для биохимических и других исследований. Этот метод был адаптирован нами для забора крови у мышей.

Для проведения испытания использовали следующее оборудование:

• -    штатив;

• -    удерживатель для лабораторных мышей;

• -    шприц на 1 мл (80 шт);

• -    теплоид (автономный тканевый источник тепла);

• -    жгут;

• -    дозатор механический с объемом дозирования 200 мкл.

Экспериментальные исследования выполнены на линейных мышах ICR (n=80). Животных получали из питомника ФБУН ГНЦ ВБ «Вектор» Роспотребнадзора.

Эксперименты проводили в соответствии с биоэтическими стандартами работы с лабораторными животными, отраженными в "Европейской конвенции по защите позвоночных животных, используемых в экспериментальных и других научных целях" [European Convention…, 1986] и в соответствии с требованиями [ГОСТ 33215-2014 и ГОСТ 33216-2014].

Сущность данного способа заключается в том, что используется автономный тканевый источник тепла, самонагревающийся до температуры (45–50°С). При этом происходит равномерное прогревание хвоста мыши путем обертывания ткани вокруг хвоста, вследствие чего расширяются его сосуды. Проводят 3 цикла прогревания по 15 сек. Это способствует увеличению скорости забора крови и лучшей видимости сосудов для последующего их прокола. Далее используют жгут, накладывая его на основание хвоста, прокалывают вену иглой, производят забор крови с помощью капилляра.

Забор крови у мышей из периферических вен хвоста осуществляли в следующей последовательности. Мышь извлекали из клетки, держа ее за основание хвоста, помещали на ровную поверхность и фиксировали. Фиксацию производили с помощью различных устройств или ручным способом. Заранее вскрывали упаковку с теплоидом. Теплоид помещали на ровную поверхность и визуально делили пополам. На первой части размещали хвост, второй частью хвост закрывали. Длительность прогрева хвоста – 15 сек. Процедуру повторяли 3 раза. После проведенных манипуляций начинали этап взятия крови из хвостовой вены: у основания хвоста фиксировали отрезок эластичной резиновой материи шириной 1–2 мм, которая пережимала сосуды и являлась аналогом жгута. Производили обработку хвоста дезинфицирующим раствором. При осмотре хвоста необходимо обнаружить сосуд, в который будет осуществляться прокол иглой шприца. После идентификации вены выполняли ее прокол под углом 15° шприцом с иглой 27G. Далее ослабляли жгут и собирали кровь в количестве 0.02–0.03 мкл. Достаточный объем взятой крови для анализа специфической активности около 0.02 мкл. После забора крови обрабатывали область прокола дезинфицирующим раствором.

Через некоторое время мышь готова к повторному забору крови.

Предложенный метод весьма прост, исключает применение анестезии и обездвиживания, позволяет многократно и в разных объемах (до 50 мкл) собирать кровь для исследований специфической активности эритропоэтина, сохраняет жизнь животного. Этот метод подходит и для более крупных пород лабораторных грызунов.