Методические особенности изучения тубулинового цитоскелетав клубеньках бобовых растений

Методические особенности изучения тубулинового цитоскелетав клубеньках бобовых растений

Автор: Китаева Анна Борисовна, Кусакин П.Г., Демченко К.н, Цыганов Виктор Евгеньевич

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Методы исследований

Статья в выпуске: 3 т.53, 2018 года.

Бесплатный доступ

Открытие микротрубочек в растениях, а также их последующее изучение было связано с использованием электронной микроскопии. В дальнейшем разрабатывались способы визуализации цитоскелета в растительной клетке посредством иммунолокализации с применением флуоресцентной и лазерной сканирующей конфокальной микроскопии (K. Celler с соавт., 2016). Все перечисленные методы предполагают фиксацию анализируемого биологического материала. Однако тубулиновый цитоскелет - крайне динамичная структура, поэтому в последние годы активно развиваются методики прижизненного наблюдения микротрубочек с помощью флуоресцентных белков (K. Celler с соавт., 2016). Тем не менее, иммуногистохимический анализ все еще остается востребованным (J. Dyachok с соавт., 2016) в силу ряда причин. Так, прижизненные наблюдения ограничены клетками поверхностных слоев органов и тканей (корневые волоски, эпидерма) (F.M. Perrine-Walker с соавт., 2014; J. Dyachok с соавт., 2016). Более того, у многих видов растений размеры их органов намного крупнее, чем у Arabidopsis thaliana, что делает невозможным проведение анализа изменений в организации цитоскелета in vivo (J...

Еще

Бобово-ризобиальный симбиоз, микротрубочки, иммунолокализация, количественный анализ

Короткий адрес: https://sciup.org/142216565

IDR: 142216565   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2018.3.634rus

Список литературы Методические особенности изучения тубулинового цитоскелетав клубеньках бобовых растений

  • Celler K., Fujita M., Kawamura E., Ambrose C., Herburger K., Holzinger A., Wasteneys G.O. Microtubules in plant cells: strategies and methods for immunofluorescence, transmission electron microscopy, and live cell imaging. In: Cytoskeleton methods and protocols. Methods in molecular biology/R.H. Gavin (ed.). Humana Press, New York, NY, 2016, V. 1365: 155-184 ( ) DOI: 10.1007/978-1-4939-3124-8_8
  • Dyachok J., Paez-Garcia A., Yoo C.M., Palanichelvam K., Blancaflor E.B. Fluorescence imaging of the cytoskeleton in plant roots. In: Cytoskeleton methods and protocols: methods and protocols In: Cytoskeleton methods and protocols. Methods in molecular biology/R.H. Gavin (ed.). Humana Press, New York, NY, 2016, V. 1365: 139-153 ( ) DOI: 10.1007/978-1-4939-3124-8_7
  • Iantcheva A., Mysore K.S., Ratet P. Transformation of leguminous plants to study symbiotic interactions. Int. J. Dev. Biol., 2013, 57(6-8): 577-586 ( ) DOI: 10.1387/ijdb.130239pr
  • Collings D.A., Wasteneys G.O. Actin microfilament and microtubule distribution patterns in the expanding root of Arabidopsis thaliana. Can. J. Bot., 2005, 83(6): 579-590 ( ) DOI: 10.1139/b05-032
  • Bakhuizen R. The plant cytoskeleton in the Rhizobium-Legume symbiosis. Ph.D. Dissertation. Leiden, The Netherlands: Leiden University, 1988.
  • Timmers A.C.J., Auriac M.-C., Truchet G. Refined analysis of early symbiotic steps of the Rhizobium-Medicago interaction in relationship with microtubular cytoskeleton rearrangements. Development, 1999, 126(16): 3617-3628.
  • Sieberer B.J., Timmers A.C.J., Emons A.M.C. Nod factors alter the microtubule cytoskeleton in Medicago truncatula root hairs to allow root hair orientation. Mol. Plant-Microbe Interact., 2005, 18(11): 1195-1204 ( ) DOI: 1094/MPMI-18-1195
  • Vassileva V.N., Kouchi H., Ridge R.W. Microtubule dynamics in living root hairs: transient slowing by lipochitin oligosaccharide nodulation signals. Plant Cell, 2005, 17(6): 1777-1787 ( ) DOI: 10.1105/tpc.105.031641
  • Timmers A.C.J., Vallotton P., Heym C., Menzel D. Microtubule dynamics in root hairs of Medicago truncatula. Eur. J. Cell Biol., 2007, 86(2): 69-83 ( ) DOI: 10.1016/j.ejcb.2006.11.001
  • Perrine-Walker F.M., Lartaud M., Kouchi H., Ridge R.W. Microtubule array formation during root hair infection thread initiation and elongation in the Mesorhizobium-Lotus symbiosis. Protoplasma, 2014, 251(5): 1099-1111 ( ) DOI: 10.1007/s00709-014-0618-z
  • Timmers A.C.J., Auriac M.-C., de Billy F., Truchet G. Nod factor internalization and microtubular cytoskeleton changes occur concomitantly during nodule differentiation in alfalfa. Development, 1998, 125(3): 339-349.
  • Whitehead L.F., Day D.A., Hardham A.R. Cytoskeleton arrays in the cells of soybean root nodules: the role of actin microfilaments in the organisation of symbiosomes. Protoplasma, 1998, 203(3-4): 194-205 ( ) DOI: 10.1007/BF01279476
  • Davidson A.L., Newcomb W. Organization of microtubules in developing pea root nodule cells. Can. J. Bot., 2001, 79(7): 777-786 ( ) DOI: 10.1139/b01-045
  • Fedorova E.E., de Felipe M.R., Pueyo J.J., Lucas M. Conformation of cytoskeletal elements during the division of infected Lupinus albus L. nodule cells. J. Exp. Bot., 2007, 58(8): 2225-2236 ( ) DOI: 10.1093/jxb/erm083
  • Timmers A.C.J. The role of the plant cytoskeleton in the interaction between legumes and rhizobia. Journal of Microscopy, 2008, 231(2): 247-256 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-2818.2008.02040.x
  • Norenburg J.L., Barrett J.M. Steedman's polyester wax embedment and de-embedment for combined light and scanning electron microscopy. J. Elec. Microsc. Tech., 1987, 6(1): 35-41 ( ) DOI: 10.1002/jemt.1060060106
  • Baluška F., Parker J.S., Barlow P.W. Specific patterns of cortical and endoplasmic microtubules associated with cell growth and tissue differentiation in roots of maize (Zea mays L.). J. Cell Sci., 1992, 103(1): 191-200.
  • Kitaeva A.B., Demchenko K.N., Tikhonovich I.A., Timmers A.C.J., Tsyganov V.E. Comparative analysis of the tubulin cytoskeleton organization in nodules of Medicago truncatula and Pisum sativum: bacterial release and bacteroid positioning correlate with characteristic microtubule rearrangements. New Phytol., 2016, 210(1): 168-183 ( ) DOI: 10.1111/nph.13792
  • Stumpe M., Göbel C., Demchenko K., Hoffmann M., Klösgen R.B., Pawlowski K., Feussner I. Identification of an allene oxide synthase (CYP74C) that leads to formation of a-ketols from 9-hydroperoxides of linoleic and linolenic acid in below-ground organs of potato. Plant J., 2006, 47(6): 883-896 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-313X.2006.02843.x
  • Kosterin O.E., Rozov S.M. Mapping of the new mutation blb and the problem of integrity of linkage group I. Pisum Genetics, 1993, 25: 27-31.
  • Бердников В.А., Розов С.М., Богданова B.C. Создание серии лабораторных линий гороха. Мат. конф. «Частная генетика растений» (23-25 мая 1989 года, г. Киев). Киев, 1989, т. 2: 47-51.
  • Tsyganov V.E., Morzhina E.V., Stefanov S.Y., Borisov A.Y., Lebsky V.K., Tikhonovich I.A. The pea (Pisum sativum L.) genes sym33 and sym40 control infection thread formation and root nodule function. Mol. Gen. Genet., 1998, 256(5): 491-503 ( ) DOI: 10.1007/s004380050840
  • Borisov A.Y., Rozov S.M., Tsyganov V.E., Kulikova O.A., Kolycheva A.N., Yakobi, L.M., Ovtsyna A.O., Tikhonovich I.A. Identification of symbiotic genes in pea (Pisum sativum L.) by means of experimental mutagenesis. Russ. J. Genet., 1994, 30(11): 1284-1292.
  • Wang D., Griffitts J., Starker C., Fedorova E., Limpens E., Ivanov S., Bisseling T., Long S. Nodule-specific protein secretory pathway required for nitrogen-fixing symbiosis. Science, 2010, 327(5969): 1126-1129 ( ) DOI: 10.1126/science.1184096
  • Vernié T., Moreau S., De Billy F., Plet J., Combier J.P., Rogers C., Oldroyd G., Frugier F., Niebel A., Gamas P. EFD is an ERF transcription factor involved in the control of nodule number and differentiation in Medicago truncatula. Plant Cell, 2008, 20(10): 2696-2713 ( ) DOI: 10.1105/tpc.108.059857
  • Maunoury N., Redondo-Nieto M., Bourcy M., Van de Velde W., Alunni B., Laporte P., Durand P., Agier N., Marisa L., Vaubert D., Delacroix H., Duc G., Ratet P., Aggerbeck L., Kondorosi E., Mergaert P. Differentiation of symbiotic cells and endosymbionts in Medicago truncatula nodulation are coupled to two transcriptome-switches. PLoS ONE, 2010, 5(3): e9519 ( ) DOI: 10.1371/journal.pone.0009519
  • Ovchinnikova E., Journet E.-P., Chabaud M., Cosson V., Ratet P., Duc G., Fedorova E., Liu W., den Camp R.O., Zhukov V., Tikhonovich I., Borisov A., Bisseling T., Limpens E. IPD3 controls the formation of nitrogen-fixing symbiosomes in pea and Medicago spp. Mol. Plant-Microbe Interact., 2011, 24(11): 1333-1344 ( ) DOI: 10.1094/MPMI-01-11-0013
  • Schindelin J., Arganda-Carreras I., Frise E., Kaynig,V., Longair M., Pietzsch T., Preibisch S., Rueden C., Saalfeld S., Schmid B., Tinevez J.Y., White D.J., Hartenstein V., Eliceiri K., Tomancak P., Cardona A. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods, 2012, 9(7): 676-682 ( ) DOI: 10.1038/nmeth.2019
  • Sampathkumar A., Lindeboom J.J., Debolt S., Gutierrez R., Ehrhardt D.W., Ketelaar T., Persson S. Live cell imaging reveals structural associations between the actin and microtubule cytoskeleton in Arabidopsis. Plant Cell, 2011, 23(6): 2302-2313 ( ) DOI: 10.1105/tpc.111.087940
  • Boudaoud A., Burian A., Borowska-Wykręt D., Uyttewaal M., Wrzalik R., Kwiatkowska D., Hamant O. FibrilTool, an ImageJ plug-in to quantify fibrillar structures in raw microscopy images. Nat. Protoc., 2014, 9(2): 457-463 ( ) DOI: 10.1038/nprot.2014.024
  • Rezakhaniha R., Agianniotis A., Schrauwen J.T.C., Griffa A., Sage D., Bouten C.V.C., van de Vosse F.N., Unser M., Stergiopulos N. Experimental investigation of collagen waviness and orientation in the arterial adventitia using confocal laser scanning microscopy. Biomech. Model. Mechanobiol., 2012, 11(3-4): 461-473 ( ) DOI: 10.1007/s10237-011-0325-z
  • Jacques E., Buytaert, J., Wells D.M., Lewandowski M., Bennett M.J., Dirckx J., Verbelen J.P., Vissenberg K. MicroFilament Analyzer, an image analysis tool for quantifying fibrillar orientation, reveals changes in microtubule organization during gravitropism. Plant J., 2013, 74(6): 1045-1058 ( ) DOI: 10.1111/tpj.12174
  • Wickham H. ggplot2: Elegant graphics for data analysis. 2nd Edition. Springer International Publishing, 2016 ( ) DOI: 10.1007/978-3-319-24277-4
Еще
Статья научная
QR-код для установки приложения SciUp Наведите камеру и скачайте бесплатное приложение SciUp