Методы генетической модификации и селекция сельскохозяйственной птицы

Методы и приемы селекции сельскохозяйственной птицы. Повышение продуктивности птицы и увеличение валового производства продуктов птицеводства в значительной степени зависят от качества племенной птицы. Племенная работа — это фундамент, обеспечивающий подъем промышленного птицеводства. В период экстенсивного развития отрасли при наличии большого числа пород и породных групп с невысокой продуктивностью была доказана эффективность скрещивания разных пород для увеличения продуктивных показателей (1, 2). На этапе становления интенсивного птицеводства ученые-селекционеры обосновали целесообразность создания промышленных линий (3, 4). Современное промышленное птицеводство базируется на использовании высокопродуктивной гибридной птицы, полученной в результате скрещивания сочетающихся линий кур (5, 6), индеек и цесарок (7, 8), уток и гусей (9), отселек-тированных и дифференцированных по отдельным признакам.

Селекционная работа всегда была направлена на совершенствование существующих и создание новых методов и приемов. В 1950-1960-е годы удалось доказать возможность изменения некоторых характеристик птицы при многократных (в нескольких поколениях) «переливаниях» крови и создании «вегетативных гибридов» (гемогибридизация) (10, 11). Таким методом были созданы ленинградские белые куры (особям породы леггорн вводили кровь австралорпов) (12), цесарки (серо-крапчатые цесарки получили кровь от петухов московской белой породной группы) (13), авст-ралорп черно-пестрый (экспериментальная популяция, созданная с использованием внутримышечной инъекции крови и ее элементов от полосатых плимутроков черным австралорпам) (14).

Исследователи неоднократно обращались к получению межвидовых гибридов. Известны межвидовые гибриды: петух х цесарка, курица х перепел, курица х индейка, курица х фазан, курица х павлин и др. В промышленном птицеводстве используются межвидовые гибриды муларды (получены от скрещивания мускусных селезней с утками домашних пород). Муларды обладают высокой скоростью роста и небольшой ожирен-ностью тушек, способностью к откорму на жирную печень. Следует отметить невысокий вывод мулардов (30-35 %), что стало сдерживающим фактором при их использовании. В большинстве случаев межвидовые гибриды бесплодны, поэтому большого практического значения не имеют. Бесплодие гибридов проявляется в виде утраты плодовитости только одним полом (так, у птиц бесплодны самки) (15, 16).

Не всегда научные разработки быстро находят широкое применение на практике. В этом отношении показателен пример с генами К - к и S - 5 , описанными А.С. Серебровским еще в 1926 году (17, 18). Только спустя десятилетия особенность оперяемости цыплят, связанная с наличием этих генов, стала широко использоваться. Большинство современных высокопродуктивных кроссов кур аутосексны, что позволяет в суточном возрасте разделить особей по полу с точностью до 98-99 % по развитию перьев крыла или цвету пуха, а не по половым бугоркам (19, 20). Долгое время генетикам был известен ген карликовости ( dw ), определяющий невысокую массу и укороченную длину ноги птицы, описанный Ф.Б. Хаттом (21), и только в последние десятилетия материнские формы яичных и мясных кур, несущие этот ген, начали вовлекать в селекционный процесс. Живая масса у кур-носителей гена dw невысока, что обеспечивает снижение затрат корма на производство племенной и промышленной продукции (22, 23). Понятие «геногеография» с уточнением связанных с ним вопросов ввел А.С. Серебровский в 1928 году. В настоящее время названное направление получило развитие: проводится анализ распространения генетических маркеров в популяциях крупных регионов, генотипирование ДНК и классических маркеров, в частности однородительских (митохондриальная ДНК, Y-хромосомы), генетико-биохимических и других систем. Конечной целью таких исследований служит поддержание и эффективное использование в селекции того огромного генетического потенциала, который все еще сохраняется у отечественных сельскохозяйственных видов животных (24). В связи с этим возникает необходимость в разработке и использовании для паспортизации животных и птицы высокопроизводительных систем ДНК-анализа (25).

Текущее столетие для птицеводов — век генетики и селекции. Если на международных конкурсных испытаниях в 1925 году у кур средняя яйценоскость 176 шт. оценивалась как высокая, то в 2002-2005 годах на конкурсы выставлялась птица белых и коричневых яичных кроссов с продуктивностью 330-340 шт. в год и выходом яичной массы 21 кг, что в 12 раз больше массы их тела (26).

В настоящее время селекция птицы небезуспешно ведется традиционными методами. Селекционные достижения вплотную приблизились к физиологическому пределу яйценоскости. Селекционеры намерены сместить акцент в программах в сторону повышения жизнеспособности и стрессоустойчивости птицы. Это требует крупных вложений в проведение исследований, связанных с изучением физиологических и биохимических процессов в организме, обеспечивающих поддержание высокой продуктивности в разных условиях внешней среды (27, 28).

Современное птицеводство вплотную подошло к использованию новейших биотехнологий, в том числе к применению методов генной инженерии в селекционно-генетической работе.

Современное состояние и перспективы использования трансгенеза в птицеводстве. Создание трансгенной птицы для хозяйственного использования предполагает получение линий. С этой точки зрения птица обладает большим преимуществом перед сельскохозяйственными млекопитающими благодаря быстрому половому созреванию и высокой плодовитости. Многие лаборатории мира работают над получением трансгенной птицы. Однако особенности ее размножения создают серьезные проблемы для исследователей. Курица образует в сутки одну яйцеклетку, которая очень велика и нежна для каких-либо манипуляций, как это делается с яйцеклетками млекопитающих при инъецировании в них чужеродной ДНК. Для нормального эмбрионального развития птичьей яйцеклетке необходимы третичные оболочки — белковая, под-скорлупные и скорлупа. Дробление куриной яйцеклетки начинается в белковом отделе яйцевода, а в свежеснесенном яйце уже имеется 50-60 тыс. клеток. Поэтому впервые трансгенную птицу получили с помощью ретровирусных векторов.

Ретровирусы были первыми претендентами на роль векторов для переноса генов, поскольку в норме они включаются в геномную ДНК хозяина и реплицируются (29). Многие исследователи пытались внести чужеродные гены в зародышевую линию, инфицируя эмбрионы как сохраняющими способность к репликации, так и утратившими ее ретровирусными векторами (30, 31). Успешное встраивание трансгена в этих опытах составило от 0,8 до 5,0 %. Введение рекомбинантного вектора вируса лейкоза птиц в бластодерму инкубируемых куриных эмбрионов дало положительный результат по переносу генетического материала в зародышевую линию (32). С рекомбинантным вирусом были получены полные трансгены (33, 34). Исследования по дальнейшей разработке технологии использования ретровирусов с целью трансгенеза у птицы представляются важными и продолжаются в настоящее время (35).

Существуют методические подходы для безвирусного трансгенеза у птицы. Один из них — создание химер подсадкой в эмбрионы чужих клеток. Таким способом были получены соматические химеры и химеры зародышевой линии (36-39). Их выращивают и отводят от них потомство. У выращенных химерных особей некоторая часть потомков, происходящих из трансгенных зародышевых клеток, оказываются трансгенными. Однако при культивировании эмбриональных клеток были обнаружены молекулярные механизмы, защищающие геном от интеграции и экспрессии чужеродных генов. Имеющиеся данные свидетельствуют о подавлении и сбоях в экспрессии трансгенов (40-42) и указывают на сложность внутриклеточных механизмов, разрешающих транскрипцию и трансляцию чужеродных последовательностей ДНК. Можно утверждать, что в настоящее время так называемая РНК-интерференция представляет собой весьма острую проблему для совершенствования трансгенеза (43).

Технология получения трансгенных эмбриональных химер пока остается основной при создании коммерчески значимых трансгенных линий птицы. Это сложный и дорогостоящий подход, предполагающий выделение и культивирование первичных половых клеток, их последующую трансфекцию чужеродной ДНК и подсадку в ранние эмбрионы (44-46).

Получение трансгенной птицы с использованием искусственного осеменения (традиционный и распространенный в птицеводстве прием) рассматривается как очень перспективное. Способность сперматозоидов связывать чужеродную ДНК была показана в работе B.G. Brackett с соавт. в 1971 году (47). Впервые трансгенез с помощью сперматозоидов в качестве векторов для переноса экзогенной ДНК был продемонстрирован на мышах в 1989 году (48), и на него возлагали большие надежды. ДНК связывается со сперматозоидами определенным образом. У большинства видов животных место связывания преимущественно локализовано в пост-акросомальной области головки сперматозоида (49). Для увеличения эффективности переноса гена с помощью сперматозоидов (sperm-mediated gene transfer, SMGT) предложено несколько подходов. Так, при применении липофектина 51,6 % сперматозоидов петуха содержали экзогенную ДНК (50). В результате искусственного осеменения кур семенем, трансфе-цированным с помощью липофектина, экзогенная ДНК выявлялась в бластодерме 67 % оплодотворенных яиц. Однако включения чужеродной ДНК в геном вылупившихся цыплят не наблюдали, хотя у этих цыплят была отмечена эписомальная интеграция чужеродной ДНК.

Было предложено дополнить метод SMGT использованием рестрикционных ферментов (restriction enzyme mediated integration, REMI). Линейная ДНК вместе с рестриктазой вводится в клетку-мишень посредством липофекции или электропорации. Предполагается, что рестриктаза затем разрезает геномную ДНК для облегчения интеграции экзогенной ДНК с соответствующими липкими концами. При использовании описанной технологии на курах 90 % цыплят (17 из 19) экспрессировали GFP (green fluorescent protein) и у 80 % их потомков (25 из 30) проявлялся тот же эффект (51). С помощью сперматозоидов петуха как векторов были получены трансгенные куриные эмбрионы с генами в -галактозидазы. Эффективность трансформации яйцеклеток составила 23 % от числа оплодотворенных яиц (52, 53). Методом искусственного осеменения трансфеци-рованной спермой с применением липосом созданы трансгенные куры с геном гранулоцитарного колониестимулирующего фактора человека (52). Однако все упомянутые способы характеризуются плохой воспроизводимостью, что свидетельствует о необходимости дальнейшей научной проработки проблемы (54).

Микроинъекция ДНК в извлеченную яйцеклетку с последующей трансплантацией в яйцевод курицы. Интерес представляет метод непосредственной инъекции ДНК в яйцеклетку. У птицы можно получить свежеоплодотворенную яйцеклетку, вскрыв брюшную полость на определенной этапе овуляторного цикла (установленное время после снесения курицей яйца). Однако добиться нормального эмбрионального развития этой яйцеклетки составляет проблему. Здесь возможны два варианта. Один из них реализован при разработке системы культивирования куриных яйцеклеток in vitro в условиях, максимально приближенных к естественным. Яйцеклетку, извлеченную из верхней части белкового отдела яйцевода, инкубируют в скорлупе другого яйца (55, 56). Создание трансгенных цыплят таким методом — достаточно сложная задача, а показатель вылупления низок (в пределах 15 %). Однако анализ на трансгенность эмбрионов и цыплят, полученных в этих экспериментах, обнадеживает. При использовании полимеразной цепной реакции (ПЦР) показано, что образцы ДНК почти от половины эмбрионов и цыплят, проживших последние 12 сут культивирования, содержат трансген. Двое из вылупившихся цыплят содержали трансген в хориоаллантоисной мембране, крови и пульпе ребра. У одного петушка количество трансгена сохранялось до половой зрелости. Его сперма также содержала трансген (конструкцию репортерного гена), который был успешно передан к 3,4 % его потомства

(14 из 412 полученных от него цыплят) (57).

Во Всероссийском научно-исследовательском и технологическом институте птицеводства разработан другой метод получения трансгенной птицы при микроинъекции чужеродной ДНК в яйцеклетки, когда образование оболочек яйцеклетки происходит естественным образом в половых путях птицы (58-60). Основное достоинство такого подхода заключается в отсутствии необходимости использовать сложную аппаратуру и среды для культивирования эмбрионов in vitro, выделения и пересадки бластодермальных или примордиальных клеток. Основу предложенного метода трансгенеза составляет хирургическая операция. Принципиальная возможность такой операции была продемонстрирована ранее (61).

Было установлено, что у используемых в эксперименте кур овуляция происходит через 20-25 мин после снесения яйца. Спустя примерно 5 мин после овуляции яйцеклетка захватывается воронкой яйцевода. Прохождение яйцеклеткой воронки яйцевода до входа в белковый отдел занимает несколько минут. В воронке происходит ее оплодотворение. После вскрытия брюшной полости курицы под местной новокаиновой анестезией яйцеклетку осторожно выдавливали из воронки яйцевода в подогретую чашечку с жидкой фракцией куриного яичного белка, разбавленного солевым раствором, и помещали под стереомикроскоп. Жидкость необходима для предотвращения обсыхания яйцеклетки на воздухе; добавка яичного белка, как показал наш опыт, увеличивает механическую прочность ви-теллиновой мембраны яйцеклетки. Пронуклеусы в куриной яйцеклетке не видны, поэтому инъекцию проводили в цитоплазму, в зону расположения ядерного материала, то есть в центр бластодиска. После инъекции яйцеклетку помещали обратно в яйцевод курицы через его воронку с использованием специально разработанного приспособления или без него (58). При естественном овуляторном процессе у курицы незадолго до овуляции воронка яйцевода активируется, она достаточно эластична и прочна для того, чтобы ее можно было растянуть вручную и в образовавшееся отверстие вставить трансплантируемую яйцеклетку. Однако такое состояние воронки сохраняется очень недолго, в течение примерно 5 мин. Утратившая активность воронка уменьшается в размерах, становится чрезвычайно рыхлой и рвется при попытке растянуть ее до нужных для вхождения яйцеклетки размеров. Этого времени часто не хватало, и для преодоления такого ограничения было изготовлено приспособление, позволяющее растянуть, зафиксировать воронку яйцевода и при необходимости продвинуть трансплантируемую яйцеклетку в яйцевод давлением воздуха. Брюшную полость зашивали, кур возвращали в их клетки. Яйца, снесенные прооперированными курами на следующий день, собирали и инкубировали. В результате 49 операций было получено шесть цыплят.

Инъекции ДНК (линеаризованная плазмида, содержащая металло-тионеиновый промотор и ген гормона роста человека) описанным способом дали следующие результаты. В крови у двух цыплят иммунофермент-ным и радиоиммунологическим методами был обнаружен гормон роста человека в концентрации 0,5-1,0 нг/мл. Дот- и блот-гибридизационному анализу была подвергнута ДНК, выделенная из полученных биопсией тканей гребня, кожи, мышц, печени и крови цыплят. У одного из двух цыплят, положительных по тесту на гормон, в ДНК из гребня и кожи были обнаружены последовательности гена гормона роста человека, но в количествах существенно меньше одной копии на геном. По-видимому, полученные особи были мозаичными (как между тканями, так и по ткани) по интегрированному трансгену, причем в клетки зародышевой линии трансген не встроился, поскольку в потомстве этих цыплят трансгенные особи не были обнаружены (62).

Микроинъекции ДНК в куриную яйцеклетку без извлечения ее из яйцевода. Дальнейшее совершенствование этой технологии позволило проводить инъекции ДНК в яйцеклетки без их извлечения из половых путей птицы, вследствие чего существенно возросла эффективность метода. Самая ответственная и трудоемкая стадия в описанной выше технологии — имплантация яйцеклетки в яйцевод. Только из половины имплантированных яйцеклеток получали морфологически нормальные яйца. Чтобы избежать эту процедуру, проводили инъекции ДНК в бластодиск яйцеклетки, не извлекая ее (через прозрачную стенку воронки яйцевода). У кур учитывали овуляторные циклы, ежедневно регистрируя время снесения ими яиц. На операцию брали кур с ожидаемой овуляцией (через 15-20 мин после снесения яйца). Под местной анестезией вскрывали брюшную полость. Раствор ДНК инъецировали стеклянной микропипеткой (диаметр острия 2-4 мкм) в объеме 150-300 пкл в центр зародышевого диска яйцеклетки через стенку воронки (к сожалению, проконтролировать глубину погружения микропипетки в яйцеклетку не удалось из-за отсутствия подходящей оптики). После микроинъекции ДНК (линеаризованная плазмида, содержащая металлотионеиновый промотор и ген гормона роста человека) брюшную полость зашивали и помещали кур в клетки. Снесенные на следующий день яйца инкубировали, полученных цыплят выращивали.

Гибридизационный анализ ДНК у полученных из таких яиц кур выявил нуклеотидные последовательности инъецированной плазмиды у четырех из 21 особи. Интенсивность сигналов на радиоавтографах различалась не только между особями, но и для ДНК из разных тканей каждой курицы. Количество интегрированного трансгена, судя по сравнительной денситометрии полос с сигналами от плазмиды, варьировало для разных препаратов ДНК от нескольких копий до существенно меньших значений, чем одна копия на геном. Это служит свидетельством мозаичности полученных трансгенных кур. Концентрация соматотропина человека у них в крови составила 1,5-2,0 нг/мл. Анализ радиоавтографа блот-гиб-ридизации ДНК из разных тканей трансгенных кур показал, что произошла тандемная (нескольких повторов) интеграция трансгена, характерная для трансгенных животных, получаемых при микроинъекциях ДНК в яйцеклетки (63-65).

Микроиъекции ДНК в крупные фолликулы яичника кур. Описанные выше подходы позволяют за операцию получить от одной курицы максимум одну жизнеспособную яйцеклетку с инъецированным чужеродным генетическим материалом. Вариантом, позволившим резко увеличить это число, стало инъецирование в яйцеклетки, находящиеся в яичнике, то есть в фолликулы (59, 66). В яичнике курицы имеется 4-5 крупных фолликулов, которые мы могли использовать для проведения в них микроинъекций. Однако при таком подходе возрастают технические трудности. Хирургический доступ к яичнику более сложен, чем к яйцеводу, а фолликулярная оболочка толще и жестче стенки воронки яйцевода, но в целом преимуществ у такого варианта значительно больше, чем недостатков. В том числе отпадает необходимость устанавливать овуляторные циклы птицы, что существенно упрощает подготовку и выполнение эксперимента. Сложности визуального контроля за проведением микроинъекций, на наш взгляд, легко преодолеть, используя оптику и микротехнику, применяемые в офтальмологии или отоларингологии. Таким об- разом, гипотетически за одну операцию от одной курицы можно получить 4-5 яйцеклеток с инъецированным инородным генетическим материалом, причем без проблем, связанных с их возможным неоплодотворением или ненормальным образованием третичных оболочек.

Прежде чем проводить микроинъекции ДНК в фолликулы, следовало убедиться, что из фолликула с инъецированным материалом формируется яйцеклетка и полноценное яйцо. С этой целью на начальном этапе работы в желток фолликулов вводили краситель — метиленовый синий или тушь. Яйца от прооперированных кур собирали в течение 12 сут и вскрывали (67). Данные выполненных экспериментов свидетельствовали, что из обработанных фолликулов действительно образуются яйца. После 7-х сут краситель в яйцах не наблюдали. Следует отметить, что хирургическое вмешательство и инъекции могут нарушать иерархию фолликулов, согласно которой самый крупный должен овулировать первым. Достаточно часто краситель появлялся не в первых снесенных яйцах, а позднее, хотя три самых крупных фолликула обязательно помечали красителем. Вскрытие также показало, что некоторые фолликулы рассасываются. Довольно часто в яйцах наблюдали лишь следы красителя, то есть он достаточно интенсивно выводился из фолликула в процессе созревания последнего. Поэтому возможно, что некоторые яйца, зарегистрированные как не содержащие красителя, в действительности происходили из меченых фолликулов. Полученные результаты не позволяют сделать какие-либо строгие выводы об иерархии фолликулов, порядке их овуляции и т.д. Однако не вызывало сомнений, что в среднем не менее 50 % яиц, снесенных курицей в первые 7 сут после операции, происходят из фолликулов с инъецированным материалом.

На следующем этапе выполнялись опыты по введению чужеродной ДНК (67). Всех полученных цыплят исследовали на трансгенность. Человеческий гормон роста обнаруживался в крови у 10 из 40 особей. У двух в ДНК были выявлены нуклеотидные последовательности гена гормона роста человека. По-видимому, это стало результатом мозаичности полученных трансгенных особей.

Тем же методом получены трансгенные куры с геном в -галакто-зидазы (частота трансгенных особей составила 25 %). Из них значительная часть оказалась мозаичной по интегрированному трансгену (68, 69).

Изучение наследования трансгенности. Интеграция трансгена в геном клеток зародышевой линии, из которых формируются гонады, — одно из важнейших условий, поскольку это необходимо для передачи генетической модификации по наследству.

Для размножения были взяты три курицы, трансгенные по гену гормона роста человека, которых осеменяли спермой интактных петухов. Из 78 особей первого поколения трансгенными были пять (6 %). Во втором поколении частота появления трансгенов вместо теоретически ожидаемых 50 % составила 16 %. Возможное объяснение заключается в низкой жизнеспособности эмбрионов, получаемых от трансгенных кур: у них выводимость равнялась примерно 20 % против 90 % в контроле. Подавляющее большинство эмбрионов погибали на ранних стадиях развития. Возможно, к нарушениям развития приводила неконтролируемая экспрессия трансгена в клетках организма (67).

Были получены перепела с геном гормона роста крупного рогатого скота. Трансгенные перепела имели некоторые фенотипические особенности по сравнению с обычными. Самой заметной из них оказались яйца высокой весовой категории (14-21 г) (70). У использованных в экспери- менте перепелов эстонской породы масса яиц — 10-13 г (71). Проведенная многосторонняя оценка их качества показала, что химический и биохимический состав яиц оставался прежним (72, 73). Увеличение массы яиц у трансгенных перепелов наследовалось в ряде генераций (74).

Генная конструкция, интегрированная в геном перепелов, повлияла на функции эндокринной системы. Полученные данные по нарастанию титров антител в крови и желтке яиц в ответ на введение антигена свидетельствовали о повышении иммунного статуса у трансгенных перепелов, выраженном в ускоренной выработке антител к вводимому антигену. В качестве антигена использовали вакцинный вирус ньюкаслской болезни (штамм Ла-Сота) (75).

Одно из возможных направлений использования трансгенеза в практическом птицеводстве заключается в создании линий кур с наследственной устойчивостью к вирусным заболеваниям (например, при формировании в организме некоторого постоянного фона интерферона — антивирусного агента, синтезируемого в клетках в ответ на вирусное заражение). Добиться постоянного синтеза интерферона можно при внедрении в геном генной конструкции, в которой ген интерферона находится под контролем какого-либо постоянно действующего активного гена-регулятора. Им может быть металлотионеиновый промотор мыши (MT1), который активируется ионами тяжелых металлов. Их естественного фона в организме достаточно для экспрессии гена, находящегося под контролем MT1 (при необходимости индукцию можно усилить, добавляя в корм соли цинка).

В нашей работе (76) в яйцеклетки кур породы белый леггорн инъецировали генную конструкцию pMT-hIFNb1, содержащую ген человеческого в -интерферона под контролем металлотионеинового промотора мыши. ДНК анализировали на наличие нуклеотидных последовательностей гена человеческого в -интерферона ПЦР-амплификацией с помощью праймеров 3 ‘ -CCAACAAGTGTCTCCTCCAAATTGC-5 ‘ (прямой) и З ’ -САТТССА-GCCAGTGCTAGATGAATC-5 ’ (обратный). В качестве положительного контроля использовались ДНК человека и плазмида pMT-hIFNb1. После инъекции генной конструкции в 29 яйцеклеток получили 25 внешне нормальных яиц (во всех наблюдалось эмбриональное развитие), из 10 вывелись цыплята, из которых были выращены семь (два петуха и пять кур). ПЦР-анализ ДНК, выделенной из крови всех полученных особей, показал наличие у петушков последовательностей инъецированной генной конструкции. Следует отметить, что ген интерферона имеет очень маленький размер и для него сложно подобрать высокоспецифичные праймеры. Поэтому в ПЦР синтезировалось большое количество неспецифических продуктов. Соответственно, они отсутствовали в реакции, где матрицей служила сама генная конструкция. Ожидаемый фрагмент ДНК длиной 300 п.н. синтезировался в положительном контроле — на ДНК из клеток крови человека и на генной конструкции, а также на ДНК из крови цыплят № 3503 и № 3506. Этот амплифицированный фрагмент гена человеческого интерферона должен содержать один сайт рестрикции PstI, поэтому для дополнительной проверки синтезированную в ПЦР ДНК подвергали обработке указанной рестриктазой, при которой полученный ампликон размером 300 п.н. расщеплялся на два теоретически ожидаемых фрагмента длиной 200 и 100 п.н.

Таким образом, разработанные хирургические операции и приемы манипуляции с яйцеклеткой у птицы позволяют проводить микроинъекции ДНК в яйцеклетку и обеспечивают ее дальнейшее нормальное эмбри- ональное развитие. Методом микроинъекции ДНК в яйцеклетки получены трансгенные куры и перепела. Показана экспрессия и наследование трансгена. Следовательно, для трансгенеза птицы необязательно использовать ретровирусы и задача создания трансгенных популяций выполнима. Целью может быть фенотип, который по хозяйственно значимым признакам (например, по скорости роста, эффективности конверсии корма, яйценоскости, с уменьшенной ожиренностью тушки, повышенной устойчивостью к заболеваниям и т.д.) превосходит имеющиеся в птицеводстве. Трансгенная птица с генами, обеспечивающими производство полезных фармацевтических белков, накапливающихся в яйце, также может широко использоваться (77, 78).

Итак, применение трансгенеза для переноса полезного гена даже от одной линии птицы к другой (что достижимо обычными селекционными методами) дает минимум 7-8-летний выигрыш и, возможно, экономию денежных средств за счет исключения возвратных скрещиваний, необходимых для удаления ненужных генов, которые передаются при естественной половой гибридизации. В настоящее время трансгенез во многом сходен с мутацией — в значительной степени направленной, но сохраняющей множество неопределенностей. Процесс встраивания трансгена имеет вероятностный характер, поэтому для обеспечения наследуемого трансгенеза может потребоваться получение большого числа первичных трансгенных особей. Применение генетической модификации в животноводстве вообще и в птицеводстве в частности по большей части находится на раннем этапе. Основная часть результатов остается на уровне научных разработок, и пока не настало время их активного внедрения в практику.