Микробиом кишечника телят при дисбактериозе

Микробиоценоз кишечника играет определяющую роль в этиологии желудочнокишечных заболеваний молодняка крупного рогатого скота [1]. Условно-патогенные микроорганизмы, постоянно обитающие в организме животного, в обычных условиях не вызывают нарушений функции желудочно-кишечного тракта, но при воздействии неблагоприятных факторов, а именно переохлаждения, несвоевременного выпаивания молозива, перехода на другой тип кормления и т.д., развивается дисбиоз, который сопровождается диареей [2; 3]. Практика показывает, что комплекс существующих в настоящее время технологических, зоогигиенических, ветеринарно-санитарных приемов при выращивании молодняка животных не позволяет поддерживать высокий уровень резистентности к бактериальным инфекциям, вызванным условно-патогенной микрофлорой. Нерациональное применение антибиотиков для лечения больных телят с желу-

дочно-кишечной патологией опасно и все менее эффективно. Действие ряда экзогенных и технологических факторов усиливает нарушения микроэкологического равновесия кишечной микрофлоры, что приводит к развитию дисбактериоза и проявлению клинических признаков дисбактериозной диареи [4]. Определение видового состава микрофлоры ЖКТ у телят с признаками дисбактериоза необходимо для разработки эффективных мер лечения и профилактики болезней, обусловленных условно-патогенной и патогенной микрофлорой. Наиболее часто при смешанной кишечной инфекции у молодняка сельскохозяйственных животных выделяют культуры Escherichia coli, Enterococсus faecalis, Enterococсus faecium, Proteus mirabilis, Proteus vulgaris и другие [5; 6]. Энзоотические вспышки колибактериоза телят наиболее часто вызывают кишечные палочки следующих О-серогрупп: О9, О78, О119, О86, О15, О20, О26, О117, О137, О2, О41, О127. Среди животных в одном неблагополучном хозяйстве (ферме) нередки случаи одновременного циркулирования возбудителя нескольких серологических вариантов [7]. Одной из главных причин гибели молодняка крупного рогатого скота являются инфекции, вызванные бактериями семейства Enterobacteriaceae [8].

Цель исследования – изучить видовой состав условно-патогенных энтеробактерий, доминирующих в микробиоценозе кишечника телят при проявлении клинических признаков дисбактериоза.

Материалы и методы

Исследования проводили в хозяйстве Омской области, где наблюдались массовые желудочно-кишечные заболевания новорожденных телят. Определение видового состава микрофлоры толстого кишечника осуществляли в отделе особо опасных инфекций БУ «Омская областная ветеринарная лаборатория» согласно методическим рекомендациям «Методы бактериологического исследования условно-патогенных микроорганизмов в клинической микробиологии» от 19 декабря 1991 г. [9]. Бактериологическое исследование проводили с использованием питательных сред ФГБНУН ГНЦПМиБ (г. Оболенск). Для биохимической идентификации энтеробактерий использовали набор RapID ONE System. Серологическую идентификацию культур E.coli проводили с использованием диагностических сывороток в соответствии с рекомендациями «Наставления по применению агглютинирующих О-коли сывороток» от 16 июня 1980 г. [10]. Патогенность выделенных микроорганизмов определяли путем постановки биопробы на белых мышах, которым внутрибрюшинно вводили суспензию из выделенных культур в дозе 0,5 мл, в концентрации 0,5 ∙ 109 м.т./мл. Контрольным животным вводили 0,5 мл стерильного 0,9%-ного физиологического раствора. Клиническое наблюдение за животными осуществляли в течение 5 суток. Чувствительность микроорганизмов к антибактериальным препаратам определяли с помощью диско-диффузионного метода (ДММ) в соответствии с МУК 4.2.1890-04 «Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам».

Объект исследования – телята в возрасте 5–10 дней (n = 14). Были отобраны пробы ректальных смывов от телят с диарейным симптомокомплексом, три пробы – от клинически здоровых телят (пробы № 12, 13, 14). Животные содержались в условиях, не соответствующих зооветеринарным требованиям: несвоевременная выпойка молозива, уборка навоза в цехе отела и других помещениях фермы, и, как следствие, загрязнение кормов фекальными массами и повышенное содержание аммиака и сероводорода в воздухе. Также животные были подвержены нерациональной антибиотикотерапии, которая сыграла негативную роль в формировании дисбактериоза у новорожденных телят.

Результаты исследований

При проведении бактериологических исследований патологического материала из данного хозяйства от телят в возрасте 6–7 дней, была выделена условно-патогенная микрофлора, в том числе культура Enterococcus faecalis. При определении чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам обнаружили, что данная культура устойчива к азитромицину, гентамицину, доксициклину, канамицину, левомицетину, пефлоксацину, амикацину, тетрациклину, ципрофлоксацину, цефазолину, цефуроксиму, стрептомицину, энрофлоксацину и проявляет низкую чувствительность к фосфомицину.

Из ректальных смывов телят выделено 4 вида условно-патогенных микроорганизмов, относящихся к семейству Enterobacteriaceae, 2 вида микроорганизмов семейства Enterococcaceae (род Enterococcus), а также синегнойная палочка (табл. 1). В восьми пробах обнаружили E.coli (57,14%), относящиеся к энтеропатогенным серотипам О2 (пробы № 2, 7 и 8), О33 (пробы № 1, 6 и 7), О117 (проба № 10) и О78 (пробы № 11, 12). Также был обнаружен Proteus mirabilis (42,86%) в шести пробах (№ 3–7, 14). В пробах № 6 и 9 была выделена грамположительная кокковая микрофлора – Enterocoсcus fae-cium и Enterocoсcus faecalis соответственно. В пробах № 3 и 13 обнаружили культуру Citrobacter freundii, в пробе № 9 – ассоциацию Enterocoсcus faecalis и Providencia rettgeri. В пробах № 10 и 11 в ассоциации с кишечной палочкой была выделена культура Pseudomonas aeruginosa. В пробах № 13 и 14 были выделены непатогенные штаммы E.coli.

Число видов микроорганизмов, входящих в ассоциации, составило от 2 до 3. В большинстве случаев в составе ассоциации обнаруживали культуру Proteus mirabilis. В монокультуре выделяли E.coli серотипов O33, O2, О78.

Таблица 1

Микрофлора кишечника телят с признаками дисбактериоза

№ пробы	Выделенные культуры	Результаты биопробы
1	E.coli O33	Патогенная
2	E.coli O2	Патогенная
3	Proteus mirabilis Citrobacter freundii	Слабопатогенная Слабопатогенная
4	Proteus mirabilis	Слабопатогенная
5	Proteus mirabilis	Слабопатогенная
6	Proteus mirabilis Enterococсus faecium E. coli O33	Слабопатогенная Слабопатогенная Патогенная
7	Proteus mirabilis E.coli O33 E.coli O2	Слабопатогенная Патогенная Патогенная
8	E.coli O2	Патогенная
9	Enterococus faecalis Providencia rettgeri	Патогенная Слабопатогенная
10	E.coli O117 Pseudomonas aeruginosa	Слабопатогенная Патогенная
11	E.coli O78 Pseudomonas aeruginosa	Слабопатогенная Патогенная
12	E.coli O78	Слабопатогенная
13	E.coli Citrobacter freundii	Непатогенная Слабопатогенная
14	E.coli Proteus mirabilis	Непатогенная Слабопатогенная

Среди выделенных микроорганизмов одна культура по своим культуральноморфологическим свойствам неоднозначно идентифицировалась. Для дифференциации Providencia rettgeri от Morganella morganii и провиденций других видов провели исследование биохимической активности с помощью набора RapID ONE System (рисунок). Установлено, что исследуемая культура является Providencia rettgeri.

Биохимическая активность Providencia rettgeri с использованием экспресс-системы RapID ONE System

Провиденции представляют собой грамотрицательные, мелкие, прямые, подвижные палочки. Хорошо растут на питательных средах. На МПА образуют мелкие белые колонии с ровными краями. При определении биохимической активности Providencia rettgeri с использованием экспресс-системы RapID ONE System дифференцирующие признаки данного вида соответствовали данным определителя Берджи (1997).

Путем постановки биопробы с использованием белых мышей была установлена патогенность культур E.coli серотипов О2 и О33, Enterocoссus faecalis и Pseudomonas aeruginosa. При заражении культурами E.coli серотипов О117 и О78, Proteus mirabilis, Enterocoсcus faecium и Providencia rettgeri гибель мышей не регистрировали, но в период клинического наблюдения их состояние было угнетенным.

В группе мышей (n = 6), зараженных культурой E.coli О2, на 4–5-е сутки погибло три особи. При бактериологическом посеве на МПА из внутренних органов (печень, почки, селезенка, брыжеечные лимфоузлы) выделили исходную культуру E.coli О2, а также возбудитель был обнаружен в мазках-отпечатках органов.

Две мыши, зараженные культурой E.coli О33, погибли на 5-е сутки. Из внутренних органов также выделили исходную культуру E.coli О33 и обнаружили возбудитель в мазках-отпечатках.

В группе мышей, зараженных культурой Enterococсus faecalis, пали две мыши через 4 суток. Исходную культуру Enterocoсcus faecalis выделили при посеве на МПА и обнаружили в мазках-отпечатках.

При заражении мышей культурой Pseudomonas aeruginosa через 3 суток погибла одна мышь, еще три пали через сутки. Аналогично выделили данную культуру путем бактериологического посева из органов мышей.

Для эффективной терапии больных животных была изучена чувствительность выделенных культур микроорганизмов к ряду антибактериальных препаратов (табл. 2).

По результатам проведенных исследований чувствительности выделенных от больных телят микроорганизмов к антибиотикам установлено, что к азитромицину чувствительны лишь три вида бактерий – E.coli O78 и оба вида энтерококков, остальные обладают либо промежуточной чувствительностью, либо являются устойчивыми к данному антибиотику. E.coli серотипов O2, О117, О78, а также E.faecalis чувствительны к доксициклину. К левомицетину чувствительны все культуры, кроме P.mirabilis, C.freundii и бактерии рода Enterococcus. К пефлоксацину чувствительны только энтерококки, остальные культуры показали промежуточную либо низкую чувствительность. К тетрациклину чувствительны только E.faecalis. К линкомицину оказались чувствительны все культуры, кроме P.rettgeri и P.aeruginosa, к ципролоксацину – E.coli серотипов О117 и О78, P.mirabilis и P.rettgeri. К энрофлоксацину чувствительны только E.coli серотипов О117 и О78. К цефазолину – все эшерихии, P.mirabilis и P.aeruginosa. К це-фуроксиму – также все эшерихии, C.freundii и энтерококки. К фосфомицину чувствительны все культуры, кроме P.rettgeri и P.aeruginosa. Ни одна культура не оказалась чувствительной к гентамицину, канамицину, стрептомицину.

Таким образом, для эффективного лечения молодняка крупного рогатого скота от кишечных инфекций рекомендованы линкомицин (чувствительны 8 культур из 10), це-фуроксим (чувствительны 7 культур из 10) и фосфомицин (чувствительны 9 культур из 10). Наибольшей резистентностью ко всем антибиотикам обладают C.freundii, P.rettgeri и P.aeruginosa. Наиболее чувствительными оказались E.coli серотипов O2, О117, О78 и E.faecalis.

Заключение

Проведенные исследования показали, что у новорожденных телят с клиническими признаками дисбактериоза, содержащихся в хозяйстве, в котором не соблюдаются зоо-гигиенические и ветеринарные требования, в толстом кишечнике регистрируют патогенные бактерии семейства Enterobacteriaceae различных видов, а именно: E.coli серотипов О2, О33, О117 и О78, Proteus mirabilis, Citrobacter freundii и относительно редко встречающийся вид – Providencia rettgeri. В ассоциации с энтеробактериями обнаружены бактерии семейства Enterococcaceae – Enterococcus faecium и Enterococcus faecalis, а также Pseudomonas aeruginosa.

Наиболее патогенными для белых мышей являются культуры E.coli серотипов О2 и О33, Enterococсus faecalis и Pseudomonas aeruginosa. С помощью диско-диффузного метода определены наиболее эффективные антибактериальные препараты для лечения больных животных – это линкомицин, цефуроксим и фосфомицин.

A.S. Konischeva, V.I. Pleshakova, N.A. Lescheva

Omsk State Agrarian University named after P.A. Stolypin, Omsk

Intestinal microbiomes of calves in dysbacteriosis