МИКРОФЛЮИДНОЕ УСТРОЙСТВО "ОРГАН-НА-ЧИПЕ" С ПОРИСТОЙ МЕМБРАНОЙ ДЛЯ ДЛИТЕЛЬНОГО КУЛЬТИВИРОВАНИЯ КЛЕТОК

Л. А. Алтынбаев; П. С. Плешаков; Н. А. Филатов; А. С. Букатин; L. A. Altynbaev; P. S. Pleshakov; N. A. Filatov; A. S. Bukatin

МИКРОФЛЮИДНОЕ УСТРОЙСТВО "ОРГАН-НА-ЧИПЕ" С ПОРИСТОЙ МЕМБРАНОЙ ДЛЯ ДЛИТЕЛЬНОГО КУЛЬТИВИРОВАНИЯ КЛЕТОК

Автор: Л. А. Алтынбаев, П. С. Плешаков, Н. А. Филатов, А. С. Букатин

Журнал: Научное приборостроение @nauchnoe-priborostroenie

Рубрика: Приборостроение физико-химической биологии

Статья в выпуске: 3, 2025 года.

Бесплатный доступ

В настоящее время микрофлюидные устройства "орган-на-чипе" рассматриваются в качестве альтернативы для тестирования лекарственных препаратов в ходе проведения доклинических исследований. В них можно моделировать строение и функции отдельных органов и систем органов человека, таких как легкие, печень, почки, кишечник и др., и тестировать на них разнообразные вещества. Одним из ключевых элементов устройств "орган-на-чипе" является гибкая пористая мембрана, использование которой для роста клеток позволяет изучать отклик клеток на механические и химические сигналы. В настоящей работе был разработан метод изготовления микрофлюидных устройств "орган-на-чипе" с гибкой подвешенной пористой мембраной из полидиметилсилоксана с добавлением многостенных углеродных нанотрубок, повышающих механическую прочность мембраны и не влияющих на ее оптические свойства. Использование углеродных нанотрубок позволило увеличить площадь изготавливаемых мембран и снизить вероятность их разрыва в процессе изготовления. Для роста клеток в изготовленных устройствах "орган-на-чипе" использовалась пассивная смена питательной среды, основанная на периодическом изменении угла наклона устройства, расположенного на качающейся платформе. Такой подход позволил культивировать клетки модельных клеточных линий в течение более 7 дней с жизнеспособностью более 95%. Полученные результаты свидетельствуют о хорошей биосовместимости используемого композита и его применимости для изготовления гибких пористых мембран в устройствах "орган-на-чипе".

Еще

Микрофлюидика, микрофлюидное устройство, микрофлюидный чип, орган-на-чипе, тканевая инженерия, тестирование лекарств, полидиметилсилоксан, пористая мембрана

Короткий адрес: https://sciup.org/142245621

IDR: 142245621 | УДК: 57.085.23

MICROFLUIDIC ORGAN-ON-A-CHIP DEVICE WITH POROUS MEMBRANE FOR LONG-TERM CELL CULTIVATION

Currently, microfluidic organ-on-a-chip devices are considered as an alternative for drug testing in preclinical studies. They can simulate the structure and functions of individual human organs and organ systems, such as lungs, liver, kidneys, intestines, etc. for screening various substances. One of the key elements of organ-on-achip devices is a flexible porous membrane. Cell growth on such membranes allows studying the cellular response to mechanical and chemical stimuli. In this research, we developed a method for fabricating microfluidic organ-on-a-chip devices containing a flexible suspended porous membrane made of polydimethylsiloxane (PDMS) with the addition of multi-walled carbon nanotubes, which increase the mechanical strength of the membrane and do not affect its optical properties. The use of carbon nanotubes made it possible to increase the surface area of the obtained membranes and reduce their rupture during production. For cell growth in the organ-on-a-chip devices, a passive change of the nutrient medium was used. It was based on periodic changes in the tilt angle of the device located on an oscillating platform. This approach allowed growing cells of model cell lines for more than 7 days with a viability of more than 95%. The results obtained indicate good biocompatibility of the used material and its applicability for the fabrication of flexible porous membranes in organ-on-a-chip devices.

Еще

Список литературы МИКРОФЛЮИДНОЕ УСТРОЙСТВО "ОРГАН-НА-ЧИПЕ" С ПОРИСТОЙ МЕМБРАНОЙ ДЛЯ ДЛИТЕЛЬНОГО КУЛЬТИВИРОВАНИЯ КЛЕТОК

1. Ingber D.E. Human organs-on-chips for disease modelling, drug development and personalized medicine // Nat Rev Genet. 2022. Vol. 23. P. 467–491. DOI: 10.1038/s41576-022-00466-9
2. Mullard A. Parsing clinical success rates // Nat. Rev. Drug Discov. 2016. Vol. 15. Id. 447. DOI: 10.1038/nrd.2016.136
3. Pippin J.J., Cavanaugh S.E., Pistollato F. Ch. 20. Animal Research for Alzheimer Disease: Failures of Science and Ethics // Animal experimentation: working towards a paradigm change. Series: Human-Animal Studies, Vol. 22, 2019. P. 480–516. URL:
https://www.jstor.org/stable/10.1163/j.ctvjhzq0f.27
4. Seok J., Warren H.S., Cuenca A.G., et al. Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013. Vol. 110, no. 9. P. 3507–3512. DOI: 10.1073/pnas.1222878110
5. Lozupone M., Dibello V., et al. Lessons learned from the failure of solanezumab as a prospective treatment strategy for Alzheimer's disease // Expert. Opin. Drug. Discov. 2024. Vol. 19, iss. 6. P. 639–647. DOI: 10.1080/17460441.2024.2348142
6. Teixeira Carvalho D.J., Moroni L., Giselbrecht S. Clamping strategies for organ-on-a-chip devices // Nat. Rev. Mater. 2023. Vol. 8. P. 147–164. DOI: 10.1038/s41578-022-00523-z
7. Huh D., Matthews B.D., Mammoto A., et al. Reconstituting organ-level lung functions on a chip // Science. 2010. Vol. 328. P. 1662–1668. DOI: 10.1126/science.1188302
8. Yang J., Hirai Y., Iida K., et al. Integrated-gut-liver-on-achip platform as an in vitro human model of non-alcoholic fatty liver disease // Commun. Biol. 2023. Vol. 6. Id. 310. DOI: 10.1038/s42003-023-04710-8
9. Lee J., Kim S. Kidney-on-a-Chip: A New Technology for Predicting Drug Efficacy, Interactions, and Drug-induced Nephrotoxicity // Curr. Drug. Metab. 2018. Vol. 19, iss. 7. P. 577–583. DOI: 10.2174/1389200219666180309101844
10. Nguyen O.T.P., Misun P.M., Hierlemann A, Lohasz C.A. Versatile Intestine-on-Chip System for Deciphering the Immunopathogenesis of Inflammatory Bowel Disease // Adv. Healthc. Mater. 2024. Vol. 13, iss. 7. Id. 2302454. DOI: 10.1002/adhm.202302454
11. Werdich A.A., Lima E.A., Ivanov B., et al. A microfluidic device to confine a single cardiac myocyte in a subnanoliter volume on planar microelectrodes for extracellular potential recordings // Lab Chip. 2004. Vol. 4. P. 357–362. DOI: 10.1039/B315648F
12. Servais B., Mahmoudi N., Gautam V. et al. Engineering Brain-on-a-Chip Platforms // Nature Reviews Bioengineering. 2024. Vol. 2. P. 691–709. DOI: 10.1038/s44222-024-00184-3
13. Leung C. M., de Haan P., Ronaldson-Bouchard K., et al. A guide to the organ-on-a-chip // Nature Reviews Methods Primers. 2022. Vol. 2. Id. 33. DOI: 10.1038/s43586-022-00118-6
14. Abrignani M.G., Gatta L., Gabrielli D., et al. Gastroprotection in patients on antiplatelet and/or anticoagulant therapy: a position paper of National Association of Hospital Cardiologists (ANMCO) and the Italian Association of Hospital Gastroenterologists and Endoscopists (AIGO) // Eur. J. Intern. Med. 2021. Vol. 85. P. 1–13. URL: https://www.ejinme.com/article/S0953-6205(20)30424-6/fulltext
15. Rumsey J.W., Lorance C., Jackson M., et al. Classical Complement Pathway Inhibition in a "Human-On-AChip" Model of Autoimmune Demyelinating Neuropathies // Adv. Ther. (Weinh). 2022. Vol. 5, iss. 6. DOI: 10.1002/adtp.202200030
16. FDA: Roadmap to Reducing Animal Testing in Preclinical Safety Studies. URL: https://www.fda.gov/media/186092/download
17. Zhang B., Korolj A., Lai B.F.L., Radisic M. Advances in organ-on-a-chip engineering // Nat. Rev. Mater., Springer, US. 2018. Vol. 3. P. 257–278. DOI: 10.1038/s41578-018-0034-7
18. Corral-Nájera K., Chauhan G., Serna-Saldívar S.O. et al. Polymeric and biological membranes for organ-on-a-chip devices // Microsyst. Nanoeng. 2023. Vol. 9. Id. 107. DOI: 10.1038/s41378-023-00579-z
19. Huh D., Kim H.J., Fraser J.P., et al. Microfabrication of human organs-on-chips // Nat Protoc. 2013. Vol. 8. P. 2135–2157. DOI: 10.1038/nprot.2013.137
20. Low L.A., Mummery C., Berridge B.R., et al. Organs-onchips: into the next decade // Nat. Rev. Drug. Discov. 2021. Vol. 20. P. 345–361. DOI: 10.1038/s41573-020-0079-3
21. Qin D., Xia Y., Whitesides G.M. Soft lithography for micro- and nanoscale patterning // Nat. Protoc. 2010. Vol. 5. P. 491–502. DOI: 10.1038/nprot.2009.234
22. Bukatin A.S., Malyshev E.I., Kukhtevich I.V., et al. Fabrication of High-Aspect-Ratio Microstructures in Polymer Microfluid Chips for in Vitro Single-Cell Analysis // Tech. Phys. 2016. Vol. 61, iss. 10. P. 1566–1571. DOI: 10.1134/S106378421610008X
23. Giulitti S., Magrofuoco E., Prevedello L., Elvassore N. Optimal periodic perfusion strategy for robust long-term microfluidic cell culture. // Lab Chip. 2013. Vol. 13. P. 4430–4441. DOI: 10.1039/C3LC50643F
24. Kim J., Hwang J.Y., Hwang H. et al. Simple and costeffective method of highly conductive and elastic carbon nanotube/polydimethylsiloxane composite for wearable electronics // Sci. Rep. 2018. Vol. 8. Id. 1375. DOI: 10.1038/s41598-017-18209-w
25. Du J., Wang L., Shi Y., et al. Optimized CNT-PDMS Flexible Composite for Attachable Health-Care Device // Sensors (Basel). 2020. Vol. 20, iss. 16. Id. 4523. DOI: 10.3390/s20164523
26. Chetyrkina M.R., Fedorov F.S., Nasibulin A.G. In Vitro Toxicity of Carbon Nanotubes: A Systematic Review // RSC Adv. 2022. Vol. 12. P. 16235–16256. DOI: 10.1039/D2RA02519A
27. Zhang W., Choi D.S., Nguyen Y.H., Chang J.C., Qin L. Studying Cancer Stem Cell Dynamics on PDMS Surfaces for Microfluidics Device Design // Scientific Reports. 2013. Vol. 3. Id. 2332. DOI: 10.1038/srep02332

Еще