Мультибиоконверсионные твердофазные биопрепараты нового поколения на основе Bacillus subtilis и Trichoderma asperellum повышают эффективность защиты картофеля от фитофтороза

Автор: Титова Ю.А., Новикова И.И., Бойкова И.В., Павлюшин В.А., Краснобаева И.Л.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Картофелеводство: наука и технологии

Статья в выпуске: 5 т.54, 2019 года.

Бесплатный доступ

Против болезней картофеля в России в настоящее время используют 17 биопрепаратов на основе штаммов-продуцентов Bacillus subtilis и Trichoderma asperellum ( = T. harzianum ). В мире накоплен большой опыт получения и применения традиционных сухих и жидких препаративных форм промышленных биопрепаратов. Однако недостаточны сведения об эффективности форм, разрабатываемых на основе мультибиоконверсии техногенных отходов, что актуально в связи с экологической значимостью этой проблемы и поиском ресурсов дешевого и доступного сырья. Настоящая работа представляет успешный опыт использования растительных отходов в качестве субстрата при выращивании съедобных грибов, а затем микробных штаммов и получения гранулированных антифунгальных биопрепаратов. Это актуальный подход к биотехнологиям более безопасного использования отходов и превращения их в полезные продукты. Цель исследования - получить экспериментальные образцы принципиально новых мультибиоконверсионных препаратов на основе микробов-антагонистов для защиты картофеля от болезней и оценить их эффективность. Технология включала мультибиоконверсию растительных отходов (смесь опилок с пшеничными отрубями) посредством выращивания последовательно Lentinula edodes (Berk.) Pegler (шиитаке) и Pleurotus ostreatus (Jacq.: Fr.) P. Kummer НК-35 (вешенка), а затем штаммов-продуцентов B. subtilis B-10 и T. asperellum Т-36. Оценка питательной ценности субстрата, полученного в результате разложения целлюлозы и лигнина из первичной смести отходов, выявила более высокое содержание белка (9,4±0,3 против 2,7±0,3 и 4,3±0,1 %) и азота (1,5±0,3 против 0,4±0,1 и 0,6±0,1 %), а также пониженное соотношение C:N (38,3 против 81,2 и 92,9) по сравнению с субстратом, обычно используемым для выращивания шиитаке, или с торфом как одним из субстратов для твердофазной ферментации. Жидкий инокулюм штаммов-продуцентов получали на стандартных питательных средах Чапека (ООО «Биокомпас-С», Россия) и кукурузно-мелассовой («Каргилл», ООО «Агроресурс», Россия). При твердофазной ферментации дважды (мульти-) биоконвертированный субстрат (последовательное выращивание шиитаке и вешенки) инокулировали B. subtilis B-10 (0,9×109 сп/мл) и T. asperellum T-36 (2,8×1010 КОЕ/мл) и культивировали в течение 10 сут при 25-28 °С. Лабораторные образцы биопрепаратов тестировали в полевых условиях на картофеле сорта Елизавета (ПК «Шушары», Ленинградская обл., 2011 год). Применили взаимоортогональную организацию полевого опыта со сплошным размещением вариантов в 4-кратной повторности на площади 0,5 га; площадь учетной делянки - 10 м2, общий объем выборки - 482 растения. Препараты применяли 1-кратно: при посадке (12 мая 2011 года) клубни перемешивали в бункере картофелесажающего агрегата с твердофазными мультиковерсионными биопрепаратами при норме расхода в каждом варианте 1 кг на 1,5 т клубней (2 кг/га). Препараты сочетали с базовыми агротехническими и защитными мероприятиями, используемыми при выращивании сорта. Они включали послепосадочную обработку почвы гербицидом Sencor® (Зенкор Ультра, КС, 800 г/л; «Bayer Crop Science», Германия); послевсходовые 2-кратные (интервал 1 нед) внесения комплексного минерального препарата Terraflex® (Террафлекс 17/17/17, П, 2,8 и 1,6 кг/га; «Nu3 N.V.», Бельгия); послевсходовые 1-кратные внесения содержащего микро- и мезоэлементы комплекса Аквадон микро (2,0 л/га; «Оргполимерсинтез», Россия), микробиологического удобрения Экстрасола® (2 л/га; «Бисолби-Интер», Россия), стимулятора роста Циркон, Р (0,1 г/л; 10 г/га; АНО «НЭСТ М», Россия) и обработки гербицидами Лазурит Т, СП (700 г/кг; 0,5 л/га; АО «Август», Россия) и Titus™ (Титус, СТС, 250 г/кг; 20 г/га; «DuPont», США); также после смыкания рядков растения обрабатывали фунгицидами: Bravo® (Браво, КС, 500 г/л; 1,5 л/га; «Syngenta AG», Швейцария) и Ridomil gold® (Ридомил Голд, ВДГ, 640 + 40 г/кг; 1,5 л/га; «Syngenta AG», Швейцария) - через 2 нед, Revus® (Ревус, КС, 250 г/л; 250 г/га; «Syngenta AG», Швейцария) - через 4 нед и Shirlan® (Ширлан, СК, 500 г/л; 0,4 л/га; «Syngenta AG», Швейцария) - через 6 нед. Последнюю подкормку Террафлекс финал (2,8 кг/га) в сочетании с обработкой Ширлан, СК (0,4 л/га) проводили за 2 нед до уборки урожая. Вариант без применения биопрепаратов служил контролем. Использовали стандартные методы учета урожайности, биометрических (рост, облиственность) и фитопатологических (распространенность и развитие болезней) показателей, статистической обработки результатов (расчеты средних и их стандартных ошибок, дисперсионный анализ ANOVA). Статистическую значимость различий оценивали по t -критерию Стьюдента для попарного сравнения вариантов. Биометрические учеты с фиксацией появления симптомов заболеваний проводили на 3-недельных проростках (1-2-й ярус листьев) и при смыкании рядков, два фитопатологических учета - в начале и в конце цветения; финальный учет выполняли при сборе урожая клубней.

Еще

Биологическая эффективность биопрепаратов, биопрепараты для защиты картофеля от болезней, микробы-антагонисты, мультиконверсионные биопрепараты

Короткий адрес: https://sciup.org/142226338

IDR: 142226338   |   УДК: 635.21:632.4:632.937   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2019.5.1002rus

Novel solid-phase multibiorecycled biologics based on Bacillus subtilis and Trichoderma asperellum as effective potato protectants against phytophthora disease

A total of 17 biologics based on the producer strains Bacillus subtilis and Trichoderma asperellum (= T. harzianum ) are currently approved in Russia to protect potatoes from diseases. Great world experience has been gained in producing and use of traditional dry and liquid biologics. However, multirecycled industrial wastes as substrates for biologics are still not used anywhere in the world, and there is little information on effectiveness of formulations produced by industrial wastes’ multistage biorecycling. This paper reports a successful experience of the sequential use of plant wastes as substrates for mushrooms and then for microbial strains to produce granular antifungal biologics. This is a relevant approach to biotechnologies for safer utilization of wastes as resources of cheap and affordable raw materials and their transformation into useful products. Our objective was to develop brand new multirecycled biologics based on plant pathogen antagonists and to estimate their efficacy. Plant wastes were converted to substrates for B. subtilis B-10 and T. asperellum T-36 producer strains by shiitake Lentinula edodes (Berk.) Pegler and oyster mushroom Pleurotus ostreatus (Jacq.: Fr.) P. Kummer НК-35 serial cultivation. The nutritional value of the obtained double biorecycled substrate, due to decomposition of cellulose and lignin of sawdust and wheat bran mixture by shiitake and oyster mushroom, was higher as compared to that of the initial substrate used for shiitake growing or of peat, a common solid-phase fermentation substrate. In particular, the protein content was higher (9.4±0.3 % vs. 2.7±0.3 % and 4.3±0.1 %, respectively), the nitrogen level was higher (1.5±0.3 % vs. 0.4±0.1 % and 0.6±0.1 %), and the C:N ratio reduced (38.3 vs. 81.2 and 92.9). Liquid microbial inoculums were cultured in standard Czapek (Biocompas-С Ltd., Russia) and corn-molasses (Carguil Ltd., Agroresource Ltd., Russia) nutrient media. Solid-phase fermentation of the double biorecycled lignin- and cellulose-containing substrate inoculated with 0.9×109 spores/ml B. subtilis B-10 and 2.8×1010 CFU/ml T. asperellum T-36 to produce the biologics took 10 days at 25-28 °C. The obtained biologics were tested on potato cv. Elizaveta in plot trials in the Leningrad Province (Producers’ Cooperative Shushary, 2011). A reciprocally orthogonal scheme was used, and the plots were arranged in 4 replicates over 0.5 ha, with 10 m2 test plot size and 482 plants sampled in total. A single application was performed at planting on May 12, 2011. The tubers were mixed with the biologics in the bunker of the potato-planting unit at a rate of 1 kg per 1.5 ton tubers (2 kg/ha). The basic potato growing technology included i) post-planting application of Sencor® herbicide (800 g/l, Bayer Crop Science, Germany); ii) post-germination double application (with one-week interval) of Terraflex® 17/17/17 inoculant (2.8 and 1.6 kg/ha, Nu3 N.V., Belgium); iii) post-germination single application of Aquadon micro inoculant (2.0 l/ha, Orgpolymersyntes, Russia), Extrasol® microbe fertilizer agent (2.0 l/ha, BisolbyInter Ltd., Russia), Zircon inoculant (10 g/ha, ANO Nest-M, Russia), herbicides Lazurite (0.5 l/ha, AO Avgust, Russia) and Titus™ (20 g/ha, DuPont, USA); and iv) treatments with fungicides after row closure as follows: Bravo® (1.5 l/ha, Syngenta AG, Switzerland) and Ridomil gold® (1.5 l/ha, Syngenta AG, Switzerland) in 2 weeks; Revus® (250 g/ha, Syngenta AG, Switzerland) in 4 weeks, and Shirlan® (0.4 l/ha, Syngenta AG, Switzerland) in 6 weeks. The final fertilization with Terraflex® (2.8 kg/ha) combined with Shirlan® treatment (0.4 l/ha) were carried out 2 weeks before harvesting. The basic agrotechnology without biologics served as the control. Standard biometric and phytopathological indicators were used. The disease signs and biometric parameters were assessed in 3-week seedlings (1-2 leaf layer phase) and at row closure. Then two disease surveys were performed at the beginning and at the end of blooming, and final indicators for tubers were estimated at harvesting. Data processing by ANOVA and Student’s t -test for pairwise comparison revealed that the biologics caused a significant increase in plant growth rate and the leaf area growth at the beginning of vegetation. The healthy tuber yield was 240 and 690 g/m2 higher for B. subtilis B-10 and T. asperellum T-36 biologics, respectively, as compared to the control (р ≤ 0.10). Due to the biologics, the late blight intensity was 7.2 times lower and 11.6 times lower, respectively (р ≤ 0.01). The number of affected tubers, including those with signs of secondary bacterial infection, decreased almost 2 times, by 140 and 130 g/m2, respectively (р ≤ 0,01). Thus, solid plant waste multirecycling is a prospective way to produce granular environmentally safe biologics for plant protection against diseases.

Еще

Список литературы Мультибиоконверсионные твердофазные биопрепараты нового поколения на основе Bacillus subtilis и Trichoderma asperellum повышают эффективность защиты картофеля от фитофтороза

  • Зейрук В.Н., Кузьмичев А.А., Глез В.М., Деревягина М.К., Васильева С.В., Абашкин О.В. Фитосанитарное состояние и мероприятия по борьбе с основными болезнями и вредителями в период вегетации и хранения картофеля. М., 2014.
  • Kubicek C.P., Komon-Zelazowska M., Druzhinina I.S. Fungal genus Hypocrea/Trichoderma: from barcodes to biodiversity. Zhejiang University Science B, 2008, 9(10): 753-763 ( ). DOI: 10.1631/jzus.B0860015
  • Reino L.R., Raul F., Hernandez-Galan G.R., Collado I.G. Secondary metabolites from species of the biocontrol agent Trichoderma. Phytochemistry Reviews, 2008, 7: 89-123 ( ). DOI: 10.1007/s11101-006-9032-2
  • Moradi H., Bahramnejad B., Amini J., Siosemardeh A., Haji-Allahverdipoor K. Suppression of chickpea (Cicer arietinum L.) Fusariums wilt by Bacillus subtilis and Trichoderma asperellum. Plant Omics Journal, 2012: 68-74.
  • Ru Zh., Di W. Trichoderma spp. from rhizosphere soil and their antagonism against Fusarium sambucinum. African Journal of Biotechnology, 2012, 11(18): 4180-4186 ( ). DOI: 10.5897/AJB11.3426
  • Kubicek C.P., Mach R.L., Peterbauer C.K., Lorito M. Trichoderma: from genes to biocontrol. Journal of Plant Pathology, 2001, 83: 11-23.
  • Benítez T., Rincon F.M., Limon M.C., Codon A.C. Biocontrol mechanisms of Trichoderma strains. International Microbiology, 2004, 7(4): 249-260 ( ).
  • DOI: 10.2436/im.v7i4.9480
  • Актуганов Г.Э., Галимзянова Н.Ф., Мелентьев А.И., Кузьмина Л.Ю. Внеклеточные гидролазы штамма Bacillus sp. 739 и их участие в лизисе клеточных стенок микромицетов. Микробиология, 2007, 76: 471-479 ( ).
  • DOI: 10.1134/S0026261707040054
  • Чеботарь B.К., Макарова Н.М., Шапошников А.И., Кравченко Л.В. Антифунгальные и фитостимулирующие свойства ризосферного штамма Bacillus subtilis Ч-13 - продуцента биопрепаратов. Прикладная биохимия и микробиология, 2009, 45(4): 465-471 ( ).
  • DOI: 10.1134/S0003683809040127
  • Аринбасарова А.Ю., Баскунов Б.П., Меденцев А.Г. Низкомолекулярный антимикробный пептид из Trichoderma cf. aureoviride Rifai ВКМF-4268D. Микробиология, 2017, 86(2): 258-260 ( ).
  • DOI: 10.7868/S0026365617020057
  • Коломиец Э.И., Бусько И.И., Ананьева И.Н., Абакшонок B.C. Биологическая эффективность препарата Бактосол против клубневых гнилей картофеля при хранении. Картофелеводство, 2013, 21(1): 220-227.
  • Джалилов Ф.С. Биологические препараты против болезней растений. Картофель и овощи, 2018, 8: 2-4 ( ).
  • DOI: 10.25630/PAV.2018.8.18269
  • Коломбет Л.В., Жиглецова С.К., Дербышев В.В., Ежов Д.В., Косарева Н.И., Быстрова Е.В. Микофунгицид - препарат на основе Trichoderma viride для борьбы с болезнями растений. Прикладная биохимия и микробиология, 2001, 37(1): 110-114.
  • Заика Н.А., Громовых Т.И., Ушанова В.М. Перспективы использования растительных субстратов для получения биопрепаратов защиты сеянцев хвойных. В сб.: Лесной и химический комплексы - проблемы и решения (экологические аспекты). Красноярск, 2004, 3: 34-37.
  • Sánchez C. Modern aspects of mushroom culture technology. Applied Microbiology and Biotechnology, 2004, 64(6): 756-762 ( ).
  • DOI: 10.1007/s00253-004-1569-7
  • Sánchez C. Cultivation of Pleurotus ostreatus and other edible mushrooms. Applied Microbiology and Biotechnology, 2010, 85(7): 1321-1337 ( ).
  • DOI: 10.1007/s00253-009-2343-7
  • Chitamba J., Dube F., Chiota W.M., Handiseni M. Evaluation of substrate productivity and market quality of oyster mushroom (Pleurotus ostreatus) grown on different substrates. International Journal of Agricultural Research, 2012, 7(2): 100-106 ( ).
  • DOI: 10.3923/ijar.2012.100.106
  • Li C., Chen C., Wu X., Tsang C.-W., Mou J., Yan J., Liu Y., Lin C.S.K. Recent advancement in lignin biorefinery: with special focus on enzymatic degradation and valorization. Bioresource Technology, 2019, 291: 121898 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.biortech.2019.121898
  • Djarwanto, Tachibana S. Screening of fungi capable of degrading lignocellulose from plantation forests. Pakistan Journal of Biological Sciences, 2009, 12: 669-675 ( ).
  • DOI: 10.3923/pjbs.2009.669.675
  • Chukwurah N.F., Eze S.C., Chiejina N.V., Onyeonagu C.C., Ugwuoke K.I., Ugwu F.S.O., Nkwonta C.G., Akobueze E.U., Aruah C.B., Onwuelughasi C.U. Performance of oyster mushroom (Pleurotus ostreatus) in different local agricultural waste materials. African Journal of Biotechnology, 2012, 11(37): 8979-8985 ( ).
  • DOI: 10.5897/AJB11.2525
  • Čvančarová M., Křesinová Z., Filipová A., Covino S., Cajthaml T. Biodegradation of PCBs by ligninolytic fungi and characterization of the degradation products. Chemosphere, 2012, 88(11): 1317-1323 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.chemosphere.2012.03.107
  • Jafarpour M., Eghbalsaeed S. High protein complementation with high fiber substrates for oyster mushroom cultures. African Journal of Biotechnology, 2012, 11(14): 3284-3289 ( ).
  • DOI: 10.5897/AJB11.1473
  • Sales-Campos C., Pires D.A., Barbosa S.R.L., Abreu R.L.S., Andrade M.C.N. In vitro cultivation of Pleurotus ostreatus and Lentinula edodes in lignocellulosic residues from Amazon. African Journal of Biotechnology, 2013, 12(46): 6526-6531 ( ).
  • DOI: 10.5897/AJB2013.12854
  • Титова Ю.А., Хлопунова Л.Б., Федорова Р.А., Зыков И.О. Производство вешенки путем мультибиоконверсии отходов производства шиитаке. В сб.: Современная микология в России. М., 2017, т. 7: 389-391.
  • Титова Ю.А., Долгих В.В., Богданов А.И. Особенности биоконверсии компонентов растительных субстратов штаммами-продуцентами биопрепаратов. Вестник защиты растений, 2014, 3: 46-49.
  • Новикова И.И. Биологическое разнообразие микроорганизмов - основа для создания новых полифункциональных биопрепаратов для фитосанитарной оптимизации агроэкосистем. Вестник защиты растений, 2016, 87(3): 120-122.
  • Титова Ю.А. Методология получения мультиконверсионных биопрепаратов для защиты растений. Мат. III Всероссийского съезда по защите растений. СПб, 2013, 2: 396-400.
  • Segarra G., Aviles M., Casanova E., Borrero C., Trillas I. Effectiveness of biological control of Phytophthora capsici in pepper by Trichoderma asperellum strain T34. Phytopathologia Mediterranea, 2013, 52(1): 77-83 ( ).
  • DOI: 10.14601/Phytopathol_Mediterr-11242
  • Федоренко В.Ф., Мишуров Н.П., Коноваленко Л.Ю. Современные технологии производства пестицидов и агрохимикатов биологического происхождения. М., 2018.
  • Новикова И.И., Бойкова И.В., Павлюшин В.А., Зейрук В.Н., Васильева С.В., Деревягина М.К. Биологическая эффективность препаративных форм на основе микробов-антагонистов для защиты картофеля от болезней при вегетации и хранении. Вестник защиты растений, 2015, 86(4): 12-19.
  • Зейрук В.Н., Васильева С.В., Новикова И.И., Бойкова И.В. Перспективы развития экологически безопасной защиты картофеля. Защита картофеля, 2018, 1: 23-28.
  • Новикова И.И., Титова Ю.А., Бойкова И.В., Зейрук В.Н., Краснобаева И.Л. Биологическая эффективность новых биопрепаратов на основе микробов-антагонистов в контроле возбудителей болезней картофеля при вегетации и хранении клубней. Биотехнология, 2017, 33(6): 68-76 ( ).
  • DOI: 10.21519/0234-2758-2017-33-6-68-76
  • Доспехов Б.А. Методика полевого опыта. М., 1979.
  • Методы экспериментальной микологии: Справочник /Под ред. В.Н. Билай. Киев, 1982.
  • Методические указания по регистрационным испытаниям фунгицидов в сельском хозяйстве. СПб, 2009.
  • Иванов А.И., Корягин Ю.В., Анохин Р.В. Использование отработанного субстрата в качестве органического удобрения - важнейшее звено безотходной технологии выращивания грибов. XXI век: итоги прошлого и проблемы настоящего плюс, 2015, 27(5): 120-128.
  • Фомин И.В., Кшникаткин С.А. Производство органического удобрения в виде гранул из отработанного субстрата вешенки. Концепт, 2016, 11: 2791-2795.
  • Польских С.В., Мелькумова Е.А., Федюкина Ю.А., Одиловна Х.К. Влияние отдельных агроприемов и отработанных субстратных блоков вешенки обыкновенной Pleurotus ostreatus Fr. Kumm на формирование урожая поздних сортов картофеля. Вестник Мичуринского ГАУ, 2015, 2: 31-36.
  • Segarra G., Casanova E., Bellido D., Odena M.A., Oliveira E., Trillas I. Proteome, salicylic acid, and jasmonic acid changes in cucumber plants inoculated with Trichoderma asperellum strain T34. Proteomics, 2007, 7(21): 3943-3952 ( ).
  • DOI: 10.1002/pmic.200700173
  • Yoshioka Y., Ichikawa H., Naznin H.A., Kogure A., Hyakumachi M. Systemic resistance induced in Arabidopsis thaliana by Trichoderma asperellum SKT-1, a microbial pesticide of seedborne diseases of rice. Pest Management Science, 2012, 68(1): 60-66 ( ).
  • DOI: 10.1002/ps.2220
  • Singh V., Upadhyay R.S., Sarma B.K., Singh H.B. Trichoderma asperellum spore dose depended modulation of plant growth in vegetable crops. Microbiological Research, 2016, 193: 74-86 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.micres.2016.09.002
  • Zhang F., Ruan X., Wang X., Liu Z., Hu L., Li C. Overexpression of a chitinase gene from Trichoderma asperellum increases disease Resistance in transgenic soybean. Applied Biochemistry and Biotechnology, 2016, 180(8): 1542-1558 ( ).
  • DOI: 10.1007/s12010-016-2186-5
  • Su S., Zeng X., Bai L., Williams P.N., Wang Y., Zhang L., Wu C. Inoculating chlamydospores of Trichoderma asperellum SM-12F1 changes arsenic availability and enzyme activity in soils and improves water spinach growth. Chemosphere, 2017, 175: 497-504 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.chemosphere.2017.02.048
  • Asad S.A., Ali N., Hameed A., Khan S.A., Ahmad R., Bilal M., Shahzad M., Tabassum A. Biocontrol efficacy of different isolates of Trichoderma against soil borne pathogen Rhizoctonia solani. Polish Journal of Microbiology, 2014, 63(1): 95-103.
  • Mahmoud H.E.K., Amgad A.S., Anas E., Younes Y.M. Characterization of novel Trichoderma asperellum isolates to select effective biocontrol agents against tomato Fusarium wilt. The Plant Pathology Journal, 2015, 31(1): 50-60 ( ).
  • DOI: 10.5423/PPJ.OA.09.2014.0087
  • Li Y., Sun R., Yu J., Saravanakumar K., Chen J. Antagonistic and biocontrol potential of Trichoderma asperellum ZJSX5003 against the maize stalk rot pathogen Fusarium graminearum. Indian Journal of Microbiology, 2016, 56(3): 318-327 ( ).
  • DOI: 10.1007/s12088-016-0581-9
  • Qiong W., Ruiyan S., Mi N., Jia Y., Yaqian L., Chuanjin Y., Kai D., Jianhong R., Jie C. Identification of a novel fungus, Trichoderma asperellum GDFS1009, and comprehensive evaluation of its biocontrol efficacy. PLoS ONE, 12(6): e0179957 ( ).
  • DOI: 10.1371/journal.pone.0179957
Еще