Нативный полиморфизм двойных спиралей ДНК

Нативный полиморфизм двойных спиралей ДНК

Автор: Чесноков Юрий Валентинович

Журнал: Овощи России @vegetables

Рубрика: Селекция и семеноводство сельскохозяйственных растений

Статья в выпуске: 6 (56), 2020 года.

Бесплатный доступ

Дезоксирибонуклеиновая кислота (ДНК) является одним из основных носителей наследственной информации. Структурная физико-химическая информация ДНК определяет в конечном счете строение и функционирование всех живых организмов. В ДНК же накапливаются разнообразные мутационные и происходят рекомбинационные события, которые приводят к изменчивости организмов и подлежат как естественному, так и искусственному отбору. Взаимодействие «генотип-среда» присущее всем живым организмам свойственно и ДНК, которая находится во внутриклеточном и внутриядерном физико-химическом окружении молекул воды, сахаров, ионов металлов, рН, нуклеотидов и других компонентов. Установление и изучение физико-химических свойств нативной ДНК способствует не только пониманию механизмов строения основной наследственной биомолекулы, но и выяснить их функционирование, а также взаимодействие с другими молекулами на молекулярном уровне. Обнаружение разнообразных форм двойных спиралей: A, A', B, α-B', β-B', C, C′, C′′, D, E и Z наталкивает на мысль о молекулярно-генетическом разнообразии существующем на уровне ДНК и установление их структурно-функциональных особенностей способно привести к пониманию реализации генетической информации на общебиологическом уровне. Структура природных ДНК в целом, по-видимому, не зависит от последовательности и нуклеотидного состава. Для природных молекул - сателлитных ДНК с повторами или ДНК без повторов, подтверждено наличие только А-, В- и С-форм. Структура ДНК зависит не только от температуры, но и от природы присутствующих катионов. Наличие в среде определенного количества ионов металлов может приводить к переходу В-формы ДНК в Z-форму. В ↔ Z-переход модифицирует общую структуру ДНК, а, следовательно, может оказаться важным для регуляции генной экспрессии. Изучение биологической роли Z-ДНК возможно в ближайшем будущем поможет понять механизм экспрессии генов, прежде всего эпигенетического характера, который до конца пока еще не выяснен.

Еще

Днк, физико-химическое строение, структурные переходы, регуляция генной экспрессии

Короткий адрес: https://sciup.org/140250352

IDR: 140250352   |   DOI: 10.18619/2072-9146-2020-6-51-57

Список литературы Нативный полиморфизм двойных спиралей ДНК

  • Сивожелезова Н.А., Мишакова В.Н. Значение открытия структуры ДНК для молекулярной генетики и сельского хозяйства. Известия Оренбургского государственного аграрного университета. 2014;(4):164-167.
  • Чесноков Ю.В. Закон гомологических рядов в наследственной изменчивости и молекулярная гомология генов. Сельскохозяйственная биология. 2007;(5):9-14.
  • Broadhurst L., Breed M., Lowe A., Bragg J., Catullo R., Coates D.J., Ensinas-Viso F., Gellie N., James E., Krauss S., Potts B., Rossetto M., Shepherd M., Byrne M. Genetic diversity and structure of the Australian flora. Divers. Distrib. 2017;(23):41-52. DOI: 10.1111/ddi.12505
  • Coates D.J., Byrne M., Moritz C. Genetic Diversity and Conservation Units: Dealing With the Species-Population Continuum in the Age of Genomics. Front. Ecol. Evol. 2018;(6):165. DOI: 10.3389/fevo.2018.00165
  • Leslie A.G.W., Arnott S., Chandrasekaran R., Ratliff R.L. Polymorphism of DNA double helices. J. Mol. Biol. 1980;(143):49-72. DOI: 10.1016/0022-2836(80)90124-2
  • Arnott S., Hukins D.W.L. Opimised parameters for a-DNA and B-DNA. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1972;(47):1504-1509.
  • DOI: 10.1016/0006-291x(72)90243-4
  • Arnott S., Chandrasekaran R. Fibrous polynucleotide duplexes have very polymorphic secondary structures. In Biomolecular stereodynamics (ed. R.H. Sarma). Adenine Press, New York. 1981;(I): 99-122.
  • Marvin D.A., Spencer M., Wilkins M.H.F., Hamilton L.D. The molecular configuration of DNA. III. X-ray diffraction study of the C form of the lithium salt. J. Mol. Biol. 1961;(3):547-565.
  • DOI: 10.1016/s0022-2836(61)80021-1
  • Arnott S., Chandrasekaran R., Hukins D.W.L., Smith P.L.C., Watts L. Structural details of a double-helix observed for DNAs containing alternating purine-pyrimidine sequences. J. Mol. Biol. 1974;(88):523-533. https://doi.org/10.1016.0022-2836(74)90499-9
  • Wang A.H.-J., Quigley G.J., Kolpak F.J., Crawford J.L., Boom J.H. van, Marel G van der, Rich A. Molecular structure of a left-handed double helical DNA fragment at atomic resolution. Nature. 1979;(282):680-686.
  • DOI: 10.1038/282680a0
  • Ghosh A., Bansal M. A glossary of DNA structures from A to Z. Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. 2003;(59):620-626.
  • DOI: 10.1107/s0907444903003251
  • Du Y., Zhou X. Targeting non-B-form DNA in living cells. Chem. Rec 2013;(13):371-384.
  • DOI: 10.1002/tcr.201300005
  • Waters J.T., Lu X.-J., Galindo-Murillo R., Gumbart J.C., Kim H.D., Cheatham T.E. III, Harvey S.C. Transitions of Double-Stranded DNA Between the A- and B-Forms. J. Phys. Chem B. 2016;(120):8449-8456.
  • DOI: 10.1021/acs.jpcb.6b02155
  • Bram S. Secondary structure of DNA depends on base composition. Nature New Biol. 1971;(232):174-176.
  • DOI: 10.1038/newbio232174a0
  • Bram S., Tougard P. Polymorphism of natural DNA. Nature New Biol. 1972;(239):128-131.
  • DOI: 10.1038/newbio239128a0
  • Pilet J., Blicharski J., Brahms J. Conformations and structural transitions in polydeoxynucleotides. Biochemistry. 1975;(14):1869-1876.
  • DOI: 10.1016/0022-2836(80)90124-2
  • Gray D.M., Gall J.G., The circular dichroism spectra of three Drosophila virilis satellite DNA's. J. Mol. Biol. 1974;(85):665-679.
  • DOI: 10.1016/S0022-2836(75)80112-4
  • Arnott S. The sequence dependence of circular dichroism spectra of DNA duplexes. Nucl. Acids Res. 1975;(2):1493-1502.
  • DOI: 10.1093/nar/2.9.1493
  • Selsing E., Arnott S. Conformations of A-T rich DNA's. Nucl. Acids Res. 1976;(3):2443-2450.
  • DOI: 10.1093/narZ3.10.2443
  • Premilat S., Albiser G. X-ray diffraction study of three DNA fibers with different base composition. J. Mol. Biol. 1975;(99):27-36.
  • DOI: 10.1006/viro.2002.1602
  • Klug A., Jack A., Viswamitra M.A., Kennard O., Shakked Z., Steitz T.A. A hypothesis on a specific sequence-dependent conformation of DNA and its relation to the binding of the lacrepressor protein. J. Mol. Biol. 1979;(131):669-680.
  • DOI: 10.1016/0022-2836(84)90176-1
  • Pilet J., Brahms J. Dependence of B-A conformational change in DNA on base composition. Nature New Biol. 1972;(236):99-100.
  • DOI: 10.1038/new-bio236099a0
  • Drew H., Takano T., Tapaka S., Itakura K., Dickerson R.E. High-salt d(CpGpCpG): A left-handed Z DNA double helix. Nature. 1980;(286):567-573.
  • DOI: 10.1038/286567a0
  • Svozil D., Kalina J., Omelka M., Schneider B. DNA conformations and their sequence preferences. Nucleic Acids Res. 2008;(36):3690-3706.
  • DOI: 10.1093/nar/gkn260
  • Dans P.D., Balaceanu A., Pasi M., Patelli A.S., Petkevičiuté D., Walther J., Hospital A., Bayarri G., Lavery R., Maddocks J.H., Orozco M. The static and dynamic structural heterogeneities of B-DNA: extending Calladine-Dickerson rules. Nucleic Acids Res. 2019;(47):11090-11102.
  • DOI: 10.1093/nar/gkz905
  • Langridge R., Marvin D.A., Seeds W.E., Wilson H.R., Hooper C.W., Wilkins M.H.F., Hamilton L.D. The molecular configuration of deoxyribonucleic acid. II. Molecular models and their Fourier transforms. J. Mol. Biol. 1960;(2):38-64.
  • DOI: 10.1016/0022-2836(79)90507-2
  • Marvin D.A., Spencer M., Wilkins M.H.F., Hamilton L.D. The molecular configuration of DNA. III. X-ray diffraction study of the C form of the lithium salt. J. Mol. Biol. 1961;(3):547-565.
  • DOI: 10.1016/S0022-2836(61)80021-1
  • Fuller W., Wilkins M.H.F., Wilson H.R., Hamilton L.D. The molecular configuration of deoxyribonucleic acid. IV. X-ray diffraction study of the A-form. J. Mol. Biol. 1965;(12):60-80.
  • DOI: 10.1016/s0022-2836(65)80282-0
  • Anderson P., Bauer W. Supercoiling in closed circular DNA: dependence upon ion type and concentration. Biochemistry. 1978;(17):594-601.
  • DOI: 10.1021/bi00597a006
  • Chan A., Kilkuskie R., Hanlon S. Correlation between the duplex winding angle and the circular dichroism spectrum of calf thymus DNA. Biochemistry. 1979;(18):84-91.
  • DOI: 10.1021/bi00568a013
  • Ivanov V.I., Minchenkova L.E., Schyolkina A.K., Poletayev A.I. Different con formations of double stranded nucleic acids in solution as revealed by circular dichroism. Biopolymers. 1973;(12):89-100
  • DOI: 10.1002/bip.1973.360120109
  • Weiner P.K., Langridge R., Blaney J.M., Schaefer R., Kollman P. Electrostatic potential molecular surfaces. Proc Natl. Acad. Sci. USA. 1982;(79):3754-3758.
  • DOI: 10.1073/pnas.79.12.3754
  • Barone G., Guerra C.F., Bickelhaupt F.M. B-DNA structure and stability as function of nucleic acid composition: Dispersion-corrected DFT study of dinucleoside monophosphate single and double strands. Chemistry Open. 2013;(2):186-193.
  • DOI: 10.1002/open.201300019
  • Wang J.C., Jacobsen J.H., Saucier J.-M. Physicochemical studies on interaction between DNA and RNA polymerase. Unwinding of the DNA helix by Escherichia coli RNA polymerase. Nucl. Acids Res. 1977;(4):1225-1241.
  • DOI: 10.1093/nar/4.5.1225
  • Dickerson R.E., Drew H.R., Conner B.N., Wing R.M., Fratini A.V., Kopka M.L. The anatomy of A-, B-, and Z-DNA. Science. 1982;(216):475-485.
  • DOI: 10.1126/science.7071593
  • Мокульский М.А., Капитонова К.А., Мокульская Т.Д. Вторичная структура ДНК фага Т2. Мол. Биол. 1972;(6):34-38. [Mokulsky M.A., Kapitonova K.A., Mokulskaya T.D. Secondary structure of T2 phage DNA. Mol. Biol. 1972;(6:)34-38. (in Russian)]
  • Arnot S., Selsing E. The conformation of C-DNA. J. Mol. Biol. 1975;(98):265-269.
  • DOI: 10.1016/S0022-2836(75)80115-X
  • Brahms J., Pilet J., Lan T.-T.P., Hill L.R. Direct evidence of the C-like form of sodium deoxyribonucleate. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1973;(70):3352-3355.
  • DOI: 10.1073/pnas.70.12.3352
  • Rhodes N.J., Mahendrasingam A., Pigram W.J., Fuller W., Brahms J., Vergne J.,Warren R.A.J. The C conformation in low salt form of sodium DNA. Nature. 1982;(296):267-269.
  • DOI: 10.1038/296267a0
  • Ussery D.W. DNA Structure: A-, B- and Z-DNA helix families. Encyclopedia of Life Sciences. Macmillan Publishers Ltd, Nature Publishing Group. 2002. P.1-7.
  • DOI: 10.1038/npg.els.0003122
  • Pohl F.M., Jovin T.M. Salt-induced cooperative conformational change of a synthetic DNA: equilibrium and kinetic studies with poly d(G-C). J. Mol. Biol. 1972;(67):375-396.
  • DOI: 10.1016/0022-2836(72)90457-3
  • Razin A., Riggs A.D. DNA methylation and gene function. Science. 1980;(210):604-610. https://doi.orgV
  • DOI: 10.1126/science.6254144
  • Behe M., Felsenfeld G. Effects on methylation on a synthetic polynucleotide: The B-Z transition in poly(dG-m5C) • poly(dG-m5C). Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981;(78):1619-1623.
  • DOI: 10.1073/pnas.78.3.1619
  • Sande J.H. van de, Jovin T.M. Z*DANN, the left-handed helical from of poly[d(G-C)] in MgCl2-ethanol, is biologically active. EMBO J. 1982;(1):115-120.
  • DOI: 10.1002/j.1460-2075.1982.tb01133.x
  • Klysik J., Stirdivant S.M., Larson J.E., Hart P.A., Wells R.D. Left-handed DNA in restriction fragments and a recombinant plasmid. Nature. 1981;(290):672-677.
  • DOI: 10.1038/290672a0
  • Singleton C.K., Klysik J., Stirdivant S.M., Wells R.D. Left-handed Z-DNA is induced by supercoiling in physiological ionic conditions. Nature. 1982;(299):312-316.
  • DOI: 10.1038/299312a0
  • Santella R.M., Grunberger D., Weinstein I.B., Rich A. Induction of the Z conformation of poly(dG-dC) • poly(dG-dC) by binding of N-2-acetiylaminofluorene to guanine residues. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981;(78):1451-1455.
  • DOI: 10.1073/pnas.78.3.1451
  • Job D., Marmillot P., Job C., Jovin T.M. Transcription of left-handed Z-DNA templates: increased rate of single-step addition reactions catalyzed by wheat germ RNA polymerase II. Biochemistry. 1988;(27):6371-6378.
  • DOI: 10.1021/bi00417a027
  • Ferl R.J., Paul A.L. Chemical detection of Z-DNA within the maize Adh1 promoter. Plant Mol. Biol. 1992;(18):1181-1184.
  • DOI: 10.1007/BF00047722
  • Cerna A., Cuadrado A., Jouve N., Diaz dela Espina S.M., De la Torre C. Z-DNA, a new in situ marker for transcription. Eur. J. Histochem. 2004;(48):49-56.
  • DOI: 10.4081/856
  • Nicol J., Behe M., Felsenfeld G. Effect of the B-Z transition in poly(dG-dm5C) • poly(dG-dm5C) on nucleosome formation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1982;(79):1771-1775.
  • DOI: 10.1073/pnas.79.6.1771
  • Sande J.H. van de, Jovin T.M. Z*-DNA, the left-handed helical form of poly[d(G-C)] in MgCl2-ethanol, is biologically active. EMBO J. 1982;(1 ):115-120.
  • DOI: 10.1002/j.1460-2075.1982.tb01133.x
  • Zhou C., Zhou F., Xu Y. Comparative analyses of distributions and functions of Z-DNA in Arabidopsis and rice. Genomics. 2009;(93):383-391.
  • DOI: 10.1016/j.ygeno.2008.11.012
  • Vongsutilers V., Shinohara Y., Kawai G. Epigenetic TET-catalyzed oxidative products of 5-methylcytosine impede Z-DNA formation of CG decamers. ACS Omega. 2020;(5):8056-8064.
  • DOI: 10.1021/acsomega.0c00120
Еще
Статья обзорная
QR-код для установки приложения SciUp Наведите камеру и скачайте бесплатное приложение SciUp