Обзор исследований взаимосвязи циркадианных ритмов и канцерогенеза, выполненных на экспериментальных моделях

Автор: Киреева Галина Сергеевна, Губарева Екатерина Александровна, Майдин Михаил Александрович, Панченко Андрей Владимирович, Тындык Маргарита Леонидовна, Федорос Елена Ивановна, Круглов Степан Сергеевич, Осетник Владислав Константинович, Анисимов Владимир Николаевич

Журнал: Сибирский онкологический журнал @siboncoj

Рубрика: Обзоры

Статья в выпуске: 3 т.20, 2021 года.

Бесплатный доступ

Цель исследования - провести обзор экспериментальных исследований in vivo, посвященных изучению взаимосвязи и роли различных молекулярно-генетических компонентов системы циркадианных ритмов в процессе инициации и развития злокачественных новообразований. Интерес к исследованиям на животных моделях обусловлен тем, что, в отличие от клинических и эпидемиологических исследований по данному вопросу, на них возможно моделировать (в том числе на трансгенных моделях животных) различные изменения и нарушения в активности часовых генов и отслеживать результаты данных изменений. Материал и методы. В обзор включены данные исследований, выполненных за последние 10 лет на животных моделях, изучающих механизмы и эффекты нарушений в системе циркадианных ритмов в контексте формирования и развития опухолей. Источниками данных для обзора послужили базы данных Medline, Embase и Scopus. Результаты. Анализ литературы показал, что вмешательство в работу «биологических часов» путем изменений цикла освещенности, нарушения экспрессии часовых генов и других манипуляций является фактором, предрасполагающим к развитию опухолей. В опухолях различных типов экспрессия часовых генов зачастую рассогласована, причем неясно, на каком этапе их формирования это происходит. Помимо этого, само развитие опухолей нарушает циркадианный гомеостаз организма. Можно выделить три ключевых аспекта проводимых исследований, направленных на изучение роли циркадианных ритмов в развитии опухоли: нарушение циркадианных ритмов как канцерогенный фактор, нарушения в системе часовых генов в опухоли, нарушения в системе часовых генов всего организма, спровоцированные развитием опухоли. Заключение. Результаты исследований на животных моделях демонстрируют, что взаимосвязь между нарушением циркадианных ритмов и опухолевым процессом носит комплексный характер с не до конца изученной причинно-следственной связью. Поэтому перспектива направленной фармакологической корректировки циркадианных ритмов в клинической практике у онкологических пациентов в настоящее время не выглядит ближайшей.

Еще

Циркадианные ритмы, часовые гены, экспериментальные модели, канцерогенез, bmal1, clock, per, cry

Короткий адрес: https://sciup.org/140254504

IDR: 140254504   |   DOI: 10.21294/1814-4861-2021-20-3-134-143

Текст обзорной статьи Обзор исследований взаимосвязи циркадианных ритмов и канцерогенеза, выполненных на экспериментальных моделях

Активность большинства процессов, происходящих в организме, следует естественным ритмам. Те из них, длительность цикла которых составляет около 24 ч, получили название циркадианных (суточных) ритмов [1–3]. Во всех клетках есть молекулярные «часы», координированная работа которых поддерживает суточную ритмичность экспрессии генов, метаболизма и т.д. [1, 4]. У млекопитающих система циркадианных ритмов (ЦР) иерархически организована: центральный осциллятор (супрахи-азматическое ядро), получая сигналы из внешней среды, регулирует работу периферических «часов», которые имеются во всех тканях и клетках и, в свою очередь, являются самоподдерживающейся системой в отсутствие внешних сигналов [5]. Свет является главным стимулом, синхронизирующим внутреннее время с внешней средой.

На молекулярном уровне 24-часовые циклы реализуются благодаря нескольким транскрипционнотрансляционным контурам обратной связи, которые включают часовые гены (ЧГ) и соответствующие белки. Основные ЧГ входят в семейства Bmal, Clock, Per, Cry и кодируют транскрипционные факторы. Белки BMAL1 и CLOCK (или NPAS2), гетеродимеризуются и активируют транскрипцию генов, имеющих в промоторах специфическую последовательность ДНК из 6 нуклеотидов (E-box). Среди прочих CLOCK и BMAL1 запускают транскрипцию собстенных же супрессоров – PER и CRY [6]. Таким образом формируется основной контур обратной связи. Деградация циркадианных репрессоров PER и CRY восстанавливает CLOCK-BMAL1-опосредованную транскрипцию [7]. В клетке есть несколько дополнительных регуляторных контуров, необходимых для более точной подстройки «часового механизма», которые включают RORa, REV-ERBa и другие транскрипционные факторы.

Гены, находящиеся под контролем «клеточных часов», регулируют процессы пролиферации, метаболизма, репликации и репарации ДНК, апоптоза [8]. Доказана связь между 10 ключевыми признаками рака (hallmarks of cancer, [9]) и часовыми генами [10]. Некоторые исследователи предлагают добавить в список ключевых признаков рака выход из-под циркадианного контроля [11]. Связь между нарушениями ЦР и опухолевым процессом не является односторонней. Известно, что нарушение суточных ритмов способствует развитию опухолей. При этом в опухолях в принципе нарушается суточная координация экспрессии генов [12, 13]. Кроме этого, развитие опухоли оказывает системное негативное действие на организм, что включает нарушение некоторых ритмических показателей.

Целью исследования был анализ трех вышеперечисленных аспектов взаимосвязи между нарушением ритмов и развитием опухолей у экспериментальных животных.

Нарушение циркадианных ритмов как фактор, провоцирующий развитие опухолей

В 2010 г. МАИР официально признало сменную работу, вызывающую нарушение суточных ритмов, вероятным канцерогенным фактором (группа 2А) для человека [14]. Такое решение было вынесено на основании эпидемиологических и экспериментальных исследований на клеточных линиях и лабораторных животных. У людей, работающих в ночные смены, выявлено повышение риска рака молочной железы, простаты и пищеварительной системы [15, 16]. При этом в некоторых исследованиях не было подтверждено влияние сменной работы на развитие рака молочной железы [17]. В любом случае, сменная ночная работа негативным образом сказывается на суточных ритмах организма и циклах сна-бодрствования [18]. Кроме этого, у работающих в ночные смены выявлено снижение уровня синтеза и секреции мелатонина [19], что косвенно указывает на повышение риска развития опухолей.

На лабораторных животных показано, что нарушение светового режима, которое вызывает нарушение ЦР, негативно сказывается и на других физиологических функциях организма. К примеру, у мышей линии CBA/N хронический джет-лаг вызывает сдвиг фазы экспрессии часовых генов в СХЯ и печени, активацию экспрессии p53 и c-Myc и снижение экспрессии мелатонинового рецептора 1 и глюкокортикоидного рецептора [20]. У крыс LIO постоянное освещение или естественный режим освещения за Полярным кругом ускоряют старение, негативно влияют на метаболизм, уменьшают продолжительность жизни и увеличивают частоту спонтанных опухолей [21]. Нарушение ЦР, вызванное дисфункцией ЧГ, приводит к ускоренному старению и раннему проявлению различных патологических состояний. Мыши, мутантные по гену Clock (ClockΔ19/Δ19), имеют фенотип, имитирующий нарушения обмена веществ, включая ожирение, гиперфагию, гиперлипидемию, гиперлептинемию, гипергликемию, гипоинсулинемию и стеатоз пече- ни, нарушение цикла питания и снижение расхода энергии [22, 23]. Мыши, нокаутные по Bmal1, демонстрируют признаки преждевременного старения, включая раннюю смерть, метаболические нарушения, стерильность, артропатию и остеопороз, отсутствие некоторых типичных суточных ритмов, например в уровнях глюкозы и триглицеридов. Одновременное выключение генов Per1 и Per2 приводит к отсутствию суточных ритмов, неконтролируемой пролиферации остеобластов и в результате – к возраст-зависимому увеличению костной массы [23].

Многочисленные экспериментальные исследования подтверждают, что нарушение ЦР влияет на рост спонтанных, перевиваемых, химически индуцированных опухолей и ксенографтов у лабораторных животных (таблица). Показано, что в условиях постоянного освещения или хронического джет-лага наблюдается более быстрый рост химически индуцированных опухолей [24, 25], перевиваемых опухолей [26], опухолей-ксенографтов [27, 28] и опухолей у генетически модифицированных животных [29]. Нарушение суточных ритмов, вызванное выключением ЧГ, также способно влиять на канцерогенез. Показано, что делеция или мутация Per2 и сама по себе, и в комбинации с делецией Per1 во всех случаях увеличивает частоту образования опухолей при использовании различных моделей генетически или радиационно индуцированного канцерогенеза [29–33]. В то же время в нескольких исследованиях сообщается о различном влиянии выключения генов Cry1 и Cry2 на канцерогенез. В нескольких работах показано, что у двойных нокаутов по Cry повышена частота спонтанных опухолей печени, а также опухолей, вызванных гамма-облучением или индуцированных канцерогеном [30, 32, 34]. Кроме того, описано отсутствие влияния выключения генов Cry1 и Cry2 на канцерогенез [35]. Кроме того, у мышей, мутантных по p53, выключение генов Cry1 и Cry2 продлевает латентный период развития опухолей (преимущественно лимфом) и вследствие этого увеличивает продолжительность жизни [36]. Что касается гена Clock, мутация в обеих его копиях не влияет на частоту спонтанных и вызванных гамма-облучением опухолей [37]. Для гена Bmal1 также не описано повышение уровня спонтанного канцерогенеза. Это может быть объяснено тем, что мыши с дисфункциональными Bmal1 и Clock имеют сниженную продолжительность жизни и погибают от различных заболеваний, ассоциированных с возрастом [23, 37, 38]. При этом системное выключение гена Bmal1 у мышей, мутантных по K-ras и p53, промотирует канцерогенез легкого, вызванный инъекцией вирусного вектора, эксперссирующего Cre-рекомбиназу [29]. Также сообщается, что тканеспецифичное выключение гена Bmal1 в печени у мышей ведет к повышению частоты спонтанных гепатокарцином [32].

Таблица/table

Экспериментальные исследования влияния нарушения циркадианных ритмов на канцерогенез experimental studies of circadian rythms disruption stimulating carcinogenesis

Вид и линия животных/ Type and line of animals

Модель опухолевого роста/

Tumor growth model

Модель нарушения ЦР/ CR violation model

Влияние нарушения ЦР на канцерогенез/ Influence of CR violation on carcinogenesis

Авторы/ Authors

Мыши Balb/c/ Balb/c mice

Перевиваемая ОМЖ 4T1/ Transplanted breast cancer 4T1

CL

↑ скорости роста опухолей/ ↑ the rate of tumor growth

Schwimmer et al., 2014 [27]

Мыши С57/ Mice С57

Перевиваемая меланома В16/ Transplantable melanoma B16

CL

↑ скорости роста опухолей и метастазирования/

↑ the rate of tumor growth and metastasis

Otálora et al., 2008

[40]

Мыши FVB/N, трансгенные по HER2/neu/ HER2/neu transgenic FVB/N mice

Спонтанные ОМЖ/ Spontaneous breast tumors

CL

↑ множественности опухолей/

↑ multiple tumors

Baturin et al., 2001

[39]

Мыши B6D2F(1)/ Mice B6D2F(1)

Перевиваемая остеосаркома Глазго/ Transplantable Glasgow osteosarcoma

CL

Хронический джет-лаг/ Chronic jet lag

↑ скорости роста опухолей/ ↑ rate of tumor growth

Filipski et al., 2004

[26]

Мыши C57BL/6J, мутантные по p53/ C57BL/6J mice, p53 mutant

Спонтанные опухоли/ Spontaneous tumors

Per2m

↑ частоты лимфом, сарком и опухолей печени/ ↑ frequency of lymphomas, sarcomas and liver tumors

Gu et al., 2012 [31]

Мыши C57BL/6J mice/ C57BL / 6J mice,

Спонтанные опухоли печени/ Spontaneous liver tumors

Per1-/-;Per2-/-Cry1-/-;Cry2-/-

Bmal-/- в печени

↑ частоты гепатокарцином/ ↑ frequency of hepatocarci-nomas

Kettner et al., 2016 [32]

Мыши C57BL/6/mice/ Mice C57BL/6/mice

Спонтанные опухоли; Сублетальное гамма-облучение/ Spontaneous tumors; Sublethal gamma irradiation

Bmal1+/-, Cry1-/-;Cry2-/-

Per1-/-;Per2m/m или Per2-/-

↑ частоты спонтанных опухолей различных локализаций;

↑ частоты опухолей после гамма-облучения/ ↑ frequency of spontaneous tumors of various localizations;

↑ frequency of tumors after gamma irradiation

Fu et al., 2002; S. Lee et al., 2010 [30, 33]

Мыши C57BL/6J, мутантные по p53/ C57BL / 6J mice, p53 mutant

Спонтанные опухоли/ Spontaneous tumors

Cry1-/- Cry2-/-

↑ латентного периода развития опухолей/

↑ latent period of tumor development

Ozturk et al., 2009 [36]

Мыши C57BL/6J/ Mice C57BL/6J

Спонтанные опухоли; Сублетальное гамма-облучение/ Spontaneous tumors; Sublethal gamma irradiation

Clockm/m

Antoch et al., 2008 [37]

Мыши FVB, мутантные по p53/ P53 mutant FVB mice

Спонтанные опухоли молочной железы/ Spontaneous breast tumors

Инверсия режима освещения еженедельно/ Light mode inversion weekly

↑ латентного периода развития опухолей/ ↑ latent period of tumor development

Dycke et al., 2015 [43]

Мыши C57BL/6J/ Mice C57BL/6J

Сублетальное гамма-облучение/ Sublethal gamma irradiation

Cry1-/- Cry2-/-

Gauger & Sancar, 2005 [35]

Окончание таблицы/end of table

Мыши, мутантные по K-ras и p53/ K-ras and p53 mutant mice

Индукция опухолей легкого путем интра-трахеальной инъекции вирусного вектора, эксперссирующего/ Induction of lung tumors by intratracheal injection of a viral vector expressing recombinase

Джет-лаг/ Jet lag

Выключение гена Per2 или Bmal1/ Switching off the Per2 or Bmal1 gene

↑ площади опухолей, ↑ злокачественности опухолей/

↑ area of tumors, ↑ malignancy of tumors ↑ площади опухолей, ↑ злокачественности опухолей/

↑ tumor size, ↑ malignancy of tumors

Papagiannakopou-los et al., 2016 [29]

Мыши C57BL/6/ Mice C57BL/6

Индукция опухолей печени ДЭНА/ Induction of liver tumors DENS

Cry1-/-Cry2-/-

↑ частоты гепато- и холан-гиокарцином/

↑ frequency of hepato- and cholangiocarcinomas

Mteyrek et al., 2017 [34]

Мыши C57BL/6/ Mice C57BL/6

Перевиваемая меланома B16/ Transplantable melanoma B16

Per1-/-Per2-/-

нет влияния на рост опухолей;

↓ резистентности к ХТ/ no effect on tumor growth; ↓ resistance to chemotherapy

Dakup et al., 2017 [44]

Крысы-самки LIO/ Female rats LIO

Спонтанные опухоли различных локализаций/

Spontaneous tumors of various sites

CL, NL

число крыс с опухолями при NL/

↑ number of rats with tumors at NL

Vinogradova, 2012

[21]

Крысы-самцы LIO/ Male LIO rats

Спонтанные опухоли различных локализаций/

Spontaneous tumors of various sites

CL, NL

Крысы Sprague-Daw-ley/

Rats Sprague-Dawley

Индуцированные ДМБА ОМЖ/ DENS-induced breast tumors

Пинеалэктомия Pinealectomy

↑ частоты опухолей/ ↑ tumor frequency

Tamarkin et al., 1981 [42]

Крысы/ Rats

Перевиваемая ОМЖ MCF-7/ Transplanted MCF-7 breast tumor

CL

↑ скорости роста опухолей, ↑ резистентности к ХТ/ ↑ rate of tumor growth, ↑ resistance to chemotherapy

Dauchy et al., 2014 [28]

Крысы/ Rats

Индукция опухолей печени ДЭНА/ Induction of liver tumor DENS

CL

↑ частоты и множественности опухолей/ ↑ frequency and multiple tumors

van den Heiligenberg et al., 1999 [24]

Примечание: CL – постоянное освещение, ДЭНА – диэтилнитрозамин.

Note: CL – constant lighting, DENS – diethylnitrosamine.

Отдельного упоминания заслуживают работы, посвященные изучению влияния мелатонина на опухолевый рост in vivo при нарушении ЦР. Такой экспериментальный дизайн использовался при исследовании спонтанных и перевиваемых опухолей молочной железы [27, 39] и перевиваемой меланомы [40] у мышей, спонтанных опухолей различной локализации [21], химически индуцированных опухолей молочной железы [41, 42] и толстой кишки [25], а также опухолей-ксенографтов [28] у крыс. В некоторых из них показано, что нарушение ЦР промотирует канцерогенез, а применение экзогенного мелатонина приводит к ингибированию опухолевого роста при сохранных и нарушенных циркадианных ритмах [27, 28, 41, 42]. Но в исследованиях, выполненных на мышах С57/Bl с пере- вивной меланомой В16, и на мышах, трансгенных по HER2/neu, с множественными спонтанными опухолями молочной железы, результаты отличаются от вышеописанных [39, 40]. В обоих случаях авторы наблюдали стимуляцию опухолевого роста при постоянном освещении (LL). При этом введение мелатонина ингибировало канцерогенез только у животных, содержащихся при стандартном освещении (группы LD + мелатонин). Более того, B.B. Otálora et al. [40] наблюдали повышение скорости роста меланомы В16 у мышей группы LLMT по сравнению с LL. На основании оценки суточных ритмов температуры тела, которая проводилась с использованием подкожных датчиков, авторы сделали вывод, что при постоянном освещении у мышей сдвигается фаза суточных ритмов, и вве- дение экзогенного мелатонина в вечерние часы приходится на «неправильную» фазу, что ведет к еще большему сбою «часов» в организме.

Таким образом, нарушение ЦР вследствие нарушения режима освещения или экспрессии ЧГ является фактором, способным промотировать опухолевый рост.

Разница в экпрессии ключевых часовых генов в опухолях и нормальных тканях Если нарушение клеточных часов благоприятствует развитию опухолей, логично предположить, что в опухолях они не работают. Опубликовано множество работ, в которых описаны изменения экспрессии ЧГ в опухолях человека по сравнению с нормальными тканями. Однако вопрос о наличии или отсутствии ритма их экспрессии остается открытым. В последние годы разработан новый подход к анализу транскриптома, в основе которого лежит оценка корреляции уровня экспрессии генов между собой. Показано существенное снижение корреляции уровня экспрессии ключевых ЧГ в опухолевых тканях по сравнению с нормальными тканями [12, 13].

Проведен ряд экспериментальных работ по исследованию ритмов экспрессии ЧГ в опухолях. M. Sotak et al. [55] показано, что амплитуда ритма экспрессии Per1, Per2, Rev-Erba и Dbp снижена в опухолях кишечника у мышей, индуцированных 1,2-диметилдиазен 1-оксидом (азоксиметаном) по сравнению с нормальными тканями кишечника, а ритм Bmal1 полностью отсутствует. S.A. Huisman et al. обнаружили в печеночных метастазах рака кишечника C26 у мышей ритмичную экспрессию Cry1 , в то время как для Rev-Erbα и Bmal1 ритм отсутствовал [45]. В клетках меланомы B16 у мышей описаны ритмичные изменения экспрессии Per1 и Bmal1 , хотя в данном исследовании относительная экспрессия была значительно снижена в большинстве временных точек по сравнению с нормальной кожей, в том числе прилегающей к опухоли [46]. В другой работе в клетках меланомы B16 не выявлено ритмической экспрессии ЧГ, но показано, что они могут быть восстановлены при применении дексаметазона (препарата с хронобиотической активностью). Более того, введение дексаметазона в опухолевые узлы значительно снижало темп их роста [47].

Нарушения в системе ЧГ в опухоли могут происходить под влиянием экспрессии онкогенов, в частности Myc . Было показано, что эктопическая экспрессия с-Myc в синхронизированной культуре клеток остеосаркомы вызывает нарушение ритма экспрессии ЧГ [48]. В то же время существуют данные о сохранении ритмов в опухолевых клетках. Так, исследования на модели карциномы слизистой оболочки щеки, индуцированной диметилбензантраценом (ДМБА) у золотистых хомячков, показали ритмичность генов Per1 и

Per2 , а также некоторых генов, находящихся под контролем часовых ( Vegf, C-Myc, P53, Cyclin D1 и Cdk1 ), в опухолевых и предраковых тканях. По мере процесса малигнизации ритм Per1, Per2 и p53 ослабляется; отсутствие ритма было показано для Ki67 и CyclinB1 [49, 50]. Такие неоднозначные результаты могут объясняться различиями между моделями опухолей, использованными в исследованиях. Химически индуцированные аутохтонные опухоли кишечника и слизистой оболочки щеки являются медленно прогрессирующими и могут сохранять автономно или системно регулируемую ритмичность экспрессии ЧГ. В противоположность этому штаммы перевиваемых опухолей являются низкодифференцированными [45, 46].

Влияние опухолевого процесса на циркадианные ритмы во всем организме

Среди нарушений, ассоциированных с раком, у больных наблюдаются нарушения ЦР, к примеру, циклов сна-бодрствования и ритма секреции глюкокортикоидов [51, 52]. Более того, показана связь между нарушением ритма секреции кортизола и смертностью при раке яичников [52].

В ряде экспериментальных работ исследовалось влияние опухолевого процесса на ЦР организма. Так, у мышей с перевиваемой неметастатической опухолью молочной железы была выявлена фрагментация сна [53]. Описаны изменения экспрессии ЧГ в нормальных тканях мышей с опухолями. В работе L.V.M. de Assis et al. [46] сообщалось о том, что ритм Per1 в СХЯ у мышей с меланомой В16 не изменялся, но экспрессия Per1 во временной точке ZT 14 в печени животных с опухолью превышала таковую у нормальных животных, а в легких – была ниже. Также отмечалась потеря пика экспрессии Bmal1 в СХЯ, печени и легких во временной точке ZT2. H. Hojo et al. [54] показали, что перевивка карциномы молочной железы 4T1 животным вызывает существенные изменения в экспрессии ЧГ. Эти изменения выражались в снижении пиковых значений и некотором сдвиге фазы для Rev-Erba, Bmal1 и Per2 ; при этом паттерн экспресcии Clock изменялся полностью.

Противоположные закономерности описаны в исследовании M. Sotak et al. [55], более выраженные пики экспрессии ЧГ были зафиксированы в печени мышей с опухолью кишечника, индуцированной азоксиметаном; при этом ритмы Bmal1, Rev-Erbα, Dbp и Wee1 были смещены по фазе, но сохраняли амплитуду. Другие авторы также сообщают о смещении фазы в печени и легких мышей с опухолью [45].

В отличие от всех вышеупомянутых работ, S. Masri et al. [56] не обнаружили различий в ритме экспрессии основных часовых генов у мышей с аденокарциномой легкого и интактных животных. При этом в этой работе было показано влияние опухолей легкого на суточные изменения транс-криптома и метаболома в печени. У животных с опухолями наблюдали активацию провоспалитель-ного сигнального каскада STAT3-Socs3 в печени, а также повышение уровня IL-6 в сыворотке крови. Также имеются сведения о перепрограммировании суточных изменений транскриптома в других тканях (печени, почек, легких и сердца) у мышей после перевивки клеток опухоли молочной железы [54].

Нарушение ритма пролиферации в нормальных тканях, ассоциированное с развитием опухолей, исследовано недостаточно широко. В разные годы опубликовано несколько работ, в которых показано снижение уровня пролиферации [57] или нарушение ритма пролиферации в тощей кишке [58, 59] мышей с опухолями. Также было показано негативное влияние опухолей на ритм пролиферации pars intermedia гипофиза [60]. Нарушение ритма экспрессии генов, пролиферации и других процессов в неопухолевых тканях может быть связано с повреждением ДНК, вызванным системным воспалительным ответом и оксидативным стрессом.

Заключение

Вмешательство в работу «биологических часов» путем изменений цикла освещенности, нарушения экспрессии ЧГ и других манипуляций являются фактором, предрасполагающим к развитию опухолей. В различных опухолях экспрессия ЧГ зачастую

Список литературы Обзор исследований взаимосвязи циркадианных ритмов и канцерогенеза, выполненных на экспериментальных моделях

  • Masri S., Sassone-Corsi P. The emerging link between cancer, metabolism, and circadian rhythms. Nat Med. 2018 Dec; 24(12): 1795-1803. https://doi.org/10.1038/s41591-018-0271-8.
  • Bass J. Circadian topology of metabolism. Nature. 2012 Nov 15; 491(7424): 348-56. https://doi.org/10.1038/nature11704.
  • Albrecht U., Eichele G. The mammalian circadian clock. Curr Opin Genet Dev. 2003 Jun; 13(3): 271-7. https://doi.org/10.1016/s0959-437x(03)00055-8.
  • Partch C.L., Green C.B., Takahashi J.S. Molecular architecture of the mammalian circadian clock. Trends Cell Biol. 2014 Feb; 24(2): 90-9. https://doi.org/10.1016/j.tcb.2013.07.002.
  • Welsh D.K., Takahashi J.S., Kay S.A. Suprachiasmatic nucleus: cell autonomy and network properties. Annu Rev Physiol. 2010; 72: 551-77. https://doi.org/10.1146/annurev-physiol-021909-135919.
  • Trott A.J., Menet J.S. Regulation of circadian clock transcriptional output by CLOCK:BMAL1. PLoS Genet. 2018 Jan 4; 14(1): e1007156. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1007156.
  • Cox K.H., Takahashi J.S. Circadian clock genes and the transcriptional architecture of the clock mechanism. J Mol Endocrinol. 2019 Nov; 63(4): R93-R102. https://doi.org/10.1530/JME-19-0153.
  • Shostak A. Circadian Clock, Cell Division, and Cancer: From Molecules to Organism. Int J Mol Sci. 2017; 18(4): 873. https://doi.org/10.3390/ijms18040873.
  • Hanahan D., Weinberg R.A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 2011 Mar 4; 144(5): 646-74. https://doi.org/10.1016/j.cell.2011.02.013.
  • Sulli G., Lam M.T.Y., Panda S. Interplay between Circadian Clock and Cancer: New Frontiers for Cancer Treatment. Trends Cancer. 2019 Aug; 5(8): 475-494. https://doi.org/10.1016/j.trecan.2019.07.002.
  • El-Athman R., Relógio A. Escaping Circadian Regulation: An Emerging Hallmark of Cancer? Cell Syst. 2018; 6(3): 266-7. https://doi.org/10.1016/j.cels.2018.03.006.
  • Shilts J., Chen G., Hughey J.J. Evidence for widespread dysregulation of circadian clock progression in human cancer. Peer J. 2018 Jan 31; 6: e4327. https://doi.org/10.7717/peerj.4327.
  • Ye Y., Xiang Y., Ozguc F.M., Kim Y., Liu C.J., Park P.K., Hu Q., Diao L., Lou Y., Lin C., Guo A.Y., Zhou B., Wang L., Chen Z., Takahashi J.S., Mills G.B., Yoo S.H., Han L. The Genomic Landscape and Pharmacogenomic Interactions of Clock Genes in Cancer Chronotherapy. Cell Syst. 2018; 6(3): 314-28. https://doi.org/10.1016/j.cels.2018.01.013.
  • IARC Working Group on the Evaluation of Carcinogenic Risks to Humans. Painting, firefighting, and shiftwork. IARC Monogr Eval Carcinog risks to humans. 2010; 98: 9-764.
  • Liu W., Zhou Z., Dong D., Sun L., Zhang G. Sex Differences in the Association between Night Shift Work and the Risk of Cancers: A Meta-Analysis of 57 Articles. Dis Markers. 2018; 2018: 7925219. https://doi.org/10.1155/2018/7925219.
  • Gan Y., Li L., Zhang L., Yan S., Gao C., Hu S., Qiao Y., Tang S., Wang C., Lu Z. Association between shift work and risk of prostate cancer: a systematic review and meta-analysis of observational studies. Carcinogenesis. 2018 Feb 9; 39(2): 87-97. https://doi.org/10.1093/carcin/bgx129.
  • Travis R.C., Balkwill A., Fensom G.K., Appleby P.N., Reeves G.K., Wang X.S., Roddam A.W., Gathani T., Peto R., Green J., Key T.J., Beral V. Night Shift Work and Breast Cancer Incidence: Three Prospective Studies and Meta-analysis of Published Studies. J Natl Cancer Inst. 2016 Oct 6; 108(12): djw169. https://doi.org/10.1093/jnci/djw169.
  • Boivin D.B., Boudreau P. Impacts of shift work on sleep and circadian rhythms. Pathol Biol (Paris). 2014; 62(5): 292-301. https://doi.org/10.1016/j.patbio.2014.08.001.
  • Hunter C.M., Figueiro M.G. Measuring Light at Night and Melatonin Levels in Shift Workers: A Review of the Literature. Biol Res Nurs. 2017 Jul; 19(4): 365-374. https://doi.org/10.1177/1099800417714069.
  • Iwamoto A., Kawai M., Furuse M., Yasuo S. Effects of chronic jet lag on the central and peripheral circadian clocks in CBA/N mice. Chronobiol Int. 2014 Mar; 31(2): 189-98. https://doi.org/10.3109/07420528.2013.837478.
  • Vinogradova I.A., Anisimov V.N. Svetovoi rezhim, preparaty epifiza, starenie i prodolzhitel'nost' zhizni. Lambert Academic Publishing. 2012. 444 p.
  • Turek F.W., Joshu C., Kohsaka A., Lin E., Ivanova G., McDearmon E., Laposky A., Losee-Olson S., Easton A., Jensen D.R., Eckel R.H., Takahashi J.S., Bass J. Obesity and metabolic syndrome in circadian Clock mutant mice. Science. 2005 May 13; 308(5724): 1043-5. https://doi.org/10.1126/science.1108750.
  • Birky T.L., Bray M.S. Understanding circadian gene function: animal models of tissue-specific circadian disruption. IUBMB Life. 2014 Jan; 66(1): 34-41. https://doi.org/10.1002/iub.1241.
  • van den Heiligenberg S., Deprés-Brummer P., Barbason H., Claustrat B., Reynes M., Lévi F. The tumor promoting effect of constant light exposure on diethylnitrosamine- induced hepatocarcinogenesis in rats. Life Sci. 1999; 64(26): 2523-34. https://doi.org/10.1016/s0024-3205(99)00210-6.
  • Panchenko A.V., Petrishchev N.N., Kvetnoi I.M., Anisimov V.N. Kantserogenez v tolstoi kishke krys v usloviyakh razlichnykh rezhimov osveshcheniya. Voprosy onkologii. 2008; 54(3): 332-7.
  • Filipski E., Delaunay F., King V.M., Wu M.W., Claustrat B., Gréchez-Cassiau A., Guettier C., Hastings M.H., Francis L. Effects of chronic jet lag on tumor progression in mice. Cancer Res. 2004; 64(21): 7879-85. https://doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-04-0674.
  • Schwimmer H., Metzer A., Pilosof Y., Szyf M., Machnes Z.M., Fares F., Harel O., Haim A. Light at night and melatonin have opposite effects on breast cancer tumors in mice assessed by growth rates and global DNA methylation. Chronobiol Int. 2014 Feb; 31(1): 144-50. https://doi.org/10.3109/07420528.2013.842925.
  • Dauchy R.T., Xiang S., Mao L., Brimer S., Wren M.A., Yuan L., Anbalagan M., Hauch A., Frasch T., Rowan B.G., Blask D.E., Hill S.M. Circadian and melatonin disruption by exposure to light at night drives intrinsic resistance to tamoxifen therapy in breast cancer. Cancer Res. 2014 Aug 1; 74(15): 4099-110. https://doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-13-3156.
  • Papagiannakopoulos T., Bauer M.R., Davidson S.M., Heimann M., Subbaraj L., Bhutkar A., Bartlebaugh J., Vander Heiden M.G., Jacks T. Circadian Rhythm Disruption Promotes Lung Tumorigenesis. Cell Metab. 2016 Aug 9; 24(2): 324-31. https://doi.org/10.1016/j.cmet.2016.07.001.
  • Lee S., Donehower L.A., Herron A.J., Moore D.D., Fu L. Disrupting circadian homeostasis of sympathetic signaling promotes tumor development in mice. PLoS One. 2010 Jun 7; 5(6): e10995. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0010995.
  • Gu X., Xing L., Shi G., Liu Z., Wang X., Qu Z, Wu X., Dong Z., Gao X., Liu G., Yang L., Xu Y. The circadian mutation PER2(S662G) is linked to cell cycle progression and tumorigenesis. Cell Death Differ. 2012 Mar; 19(3): 397-405. https://doi.org/10.1038/cdd.2011.103.
  • Kettner N.M., Voicu H., Finegold M.J., Coarfa C., Sreekumar A., Putluri N., Katchy C.A., Lee C., Moore D.D., Fu L. Circadian Homeostasis of Liver Metabolism Suppresses Hepatocarcinogenesis. Cancer Cell. 2016; 30(6): 909-924. https://doi.org/10.1016/j.ccell.2016.10.007.
  • Fu L., Pelicano H., Liu J., Huang P., Lee C. The circadian gene Period2 plays an important role in tumor suppression and DNA damage response in vivo. Cell. 2002 Oct; 111(1): 41-50.
  • Mteyrek A., Filipski E., Guettier C., Oklejewicz M., van der Horst G.T., Okyar A., Lévi F. Critical cholangiocarcinogenesis control by cryptochrome clock genes. Int J Cancer. 2017 Jun 1; 140(11): 2473-2483. https://doi.org/10.1002/ijc.30663.
  • Gauger M.A., Sancar A. Cryptochrome, circadian cycle, cell cycle checkpoints, and cancer. Cancer Res. 2005 Aug 1; 65(15): 6828-34. https://doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-05-1119.
  • Ozturk N., Lee J.H., Gaddameedhi S., Sancar A. Loss of cryptochrome reduces cancer risk in p53 mutant mice. Proc Natl Acad Sci USA. 2009; 106(8): 2841-6. https://doi.org/10.1073/pnas.0813028106.
  • Antoch M.P., Gorbacheva V.Y., Vykhovanets O., Toshkov I.A., Kondratov R.V., Kondratova A.A., Lee C., Nikitin A.Y. Disruption of the circadian clock due to the Clock mutation has discrete effects on aging and carcinogenesis. Cell Cycle. 2008 May 1; 7(9): 1197-204. https://doi.org/10.4161/cc.7.9.5886.
  • Kondratov R.V., Kondratova A.A., Gorbacheva V.Y., Vykhovanets O.V., Antoch M.P. Early aging and age-related pathologies in mice deficient in BMAL1, the core componentof the circadian clock. Genes Dev. 2006 Jul 15; 20(14): 1868-73. https://doi.org/10.1101/gad.1432206.
  • Baturin D.A., Alimova I.N., Anisimov V.N., Popovich I.G., Zabezhinski M.A., Provinciali M., Mancini R., Franceschi C. The effect of light regimen and melatonin on the development of spontaneous mammary tumors in HER-2/neu transgenic mice is related to a downregulation of HER-2/neu gene expression. Neuro Endocrinol Lett. 2001 Dec; 22(6): 441-7.
  • Otálora B.B., Madrid J.A., Alvarez N., Vicente V., Rol M.A. Effects of exogenous melatonin and circadian synchronization on tumor progression in melanoma-bearing C57BL6 mice. J Pineal Res. 2008 Apr; 44(3): 307-15. https://doi.org/10.1111/j.1600-079X.2007.00531.x.
  • Shah P.N., Mhatre M.C., Kothari L.S. Effect of melatonin on mammary carcinogenesis in intact and pinealectomized rats in varying photoperiods. Cancer Res. 1984 Aug; 44(8): 3403-7.
  • Tamarkin L., Cohen M., Roselle D., Reichert C, Lippman M., Chabner B. Melatonin inhibition and pinealectomy enhancement of 7,12-dimethylbenz(a)anthracene-induced mammary tumors in the rat. Cancer Res. 1981 Nov; 41(11 Pt 1): 4432-6.
  • Van Dycke K.C., Rodenburg W., van Oostrom C.T., van Kerkhof L.W., Pennings J.L., Roenneberg T., van Steeg H., van der Horst G.T. Chronically Alternating Light Cycles Increase Breast Cancer Risk in Mice. Curr Biol. 2015 Jul 20; 25(14): 1932-7. https://doi.org/10.1016/j.cub.2015.06.012.
  • Dakup P.P., Porter K.I., Little A.A., Gajula R.P., Zhang H., Skornyakov E., Kemp M.G., Van Dongen H.P.A., Gaddameedhi S. The circadian clock regulates cisplatin-induced toxicity and tumor regression in melanoma mouse and human models. Oncotarget. 2018; 9(18): 14524-14538. https://doi.org/10.18632/oncotarget.24539.
  • Huisman S.A., Oklejewicz M., Ahmadi A.R., Tamanini F., Ijzermans J.N., van der Horst G.T., de Bruin R.W. Colorectal liver metastases with a disrupted circadian rhythm phase shift the peripheral clock in liver and kidney. Int J Cancer. 2015 Mar 1; 136(5): 1024-32. https://doi.org/10.1002/ijc.29089.
  • de Assis L.V.M., Moraes M.N., Magalhães-Marques K.K., Kinker G.S., da Silveira Cruz-Machado S., Castrucci A.M.L. Non-Metastatic Cutaneous Melanoma Induces Chronodisruption in Central and Peripheral Circadian Clocks. Int J Mol Sci. 2018 Apr 3; 19(4): 1065. https://doi.org/10.3390/ijms19041065.
  • Kiessling S., Beaulieu-Laroche L., Blum I.D., Landgraf D., Welsh D.K., Storch K.F., Labrecque N., Cermakian N. Enhancing circadian clock function in cancer cells inhibits tumor growth. BMC Biol. 2017 Feb 14; 15(1): 13. https://doi.org/10.1186/s12915-017-0349-7.
  • Altman B.J., Hsieh A.L., Sengupta A., Krishnanaiah S.Y., Stine Z.E., Walton Z.E., Gouw A.M., Venkataraman A., Li B., Goraksha-Hicks P., Diskin S.J., Bellovin D.I., Simon M.C., Rathmell J.C., Lazar M.A., Maris J.M., Felsher D.W., Hogenesch J.B., Weljie A.M., Dang C.V. MYC Disrupts the Circadian Clock and Metabolism in Cancer Cells. Cell Metab. 2015 Dec 1; 22(6): 1009-19. https://doi.org/10.1016/j.cmet.2015.09.003.
  • Ye H., Yang K., Tan X.M., Fu X.J., Li H.X. Daily rhythm variations of the clock gene PER1 and cancer-related genes during various stages of carcinogenesis in a golden hamster model of buccal mucosa carcinoma. Onco Targets Ther. 2015; 8: 1419-26. https://doi.org/10.2147/OTT.S83710.
  • Tan X.M., Ye H., Yang K., Chen D., Wang Q.Q., Tang H., Zhao N.B. Circadian variations of clock gene Per2 and cell cycle genes in different stages of carcinogenesis in golden hamster buccal mucosa. Sci Rep. 2015 May 7; 5: 9997. https://doi.org/10.1038/srep09997.
  • Otte J.L., Carpenter J.S., Manchanda S., Rand K.L., Skaar T.C., Weaver M., Chernyak Y., Zhong X., Igega C., Landis C. Systematic review of sleep disorders in cancer patients: can the prevalence of sleep disorders be ascertained? Cancer Med. 2015 Feb; 4(2): 183-200. https://doi.org/10.1002/cam4.356.
  • Schrepf A., Thaker P.H., Goodheart M.J., Bender D., Slavich G.M., Dahmoush L., Penedo F., DeGeest K., Mendez L., Lubaroff D.M., Cole S.W., Sood A.K., Lutgendorf S.K. Diurnal cortisol and survival in epithelial ovarian cancer. Psychoneuroendocrinology. 2015; 53: 256-67. https://doi.org/10.1016/j.psyneuen.2015.01.010.
  • Borniger J.C., Walker Ii W.H., Surbhi, Emmer K.M., Zhang N., Zalenski A.A., Muscarella S.L., Fitzgerald J.A., Smith A.N., Braam C.J., TinKai T., Magalang U.J., Lustberg M.B., Nelson R.J., DeVries A.C. A Role for Hypocretin/Orexin in Metabolic and Sleep Abnormalities in a Mouse Model of Non-metastatic Breast Cancer. Cell Metab. 2018; 28(1): 118-129.e5. https://doi.org/10.1016/j.cmet.2018.04.021.
  • Hojo H., Enya S., Arai M., Suzuki Y., Nojiri T., Kangawa K., Koyama S., Kawaoka S. Remote reprogramming of hepatic circadian transcriptome by breast cancer. Oncotarget. 2017; 8(21): 34128-40. https://doi.org/10.18632/oncotarget.16699.
  • Soták M., Polidarová L., Ergang P., Sumová A., Pácha J. An association between clock genes and clock-controlled cell cycle genes in murine colorectal tumors. Int J Cancer. 2013 Mar 1; 132(5): 1032-41. https://doi.org/10.1002/ijc.27760.
  • Masri S., Papagiannakopoulos T., Kinouchi K., Liu Y., Cervantes M., Baldi P., Jacks T., Sassone-Corsi P. Lung Adenocarcinoma Distally Rewires Hepatic Circadian Homeostasis. Cell. 2016 May 5; 165(4): 896-909. https://doi.org/10.1016/j.cell.2016.04.039.
  • Kovacs C.J., Evans M.J., Schenken L.L., Burholt D.R. Alterations in gastrointestinal steady-state kinetics associated with the growth of experimental tumours. Cell Tissue Kinet. 1981 May; 14(3): 241-50. https://doi.org/10.1111/j.1365-2184.1981.tb00529.x.
  • Barbeito C.G., Albarenque S.M., Reyna J.C., Flamini M.A., Laube P.F., Badrán A.F. Mitotic activity of the duodenal crypt enterocytes in mice transplanted with EA21a mammary carcinoma. Cell Biol Int. 2002; 26(1): 123-5. https://doi.org/10.1006/cbir.2001.0824.
  • Gubareva E.A., Maidin M.A., Tyndyk M.L., Vinogradova I.A., Panchenko A.V. Sutochnye ritmy proliferatsii v kishechnom epitelii i opukholyakh molochnoi zhelezy u HER-2/neu transgennykh myshei i myshei FVB/N dikogo tipa i ikh korrektsiya melatoninom. Voprosy onkologii. 2019; 65(1): 154-8.
  • Surur J.M., Catalano V.A., Flamini M.A., Barbeito C.G. Effects of tumors on the daily mitotic activity of mouse pars intermedia. Cell Biol Int. 2005 Feb; 29(2): 173-5. https://doi.org/10.1016/j.cellbi.2004.11.017.
  • Ashok Kumar P.V., Dakup P.P., Sarkar S., Modasia J.B., Motzner M.S., Gaddameedhi S. It’s About Time: Advances in Understanding the Circadian Regulation of DNA Damage and Repair in Carcinogenesis and Cancer Treatment Outcomes. Yale J Biol Med. 2019 Jun 27; 92(2): 305-316.
Еще
Статья обзорная