Оценка влияния индуцированного состояния иммуносупрессии на возможный исход экстракорпорального оплодотворения

EDN: TDFZDQ

Экстракорпоральное оплодотворение (ЭКО) – широко распространенный метод лечения бесплодия. Успех ЭКО зависит от множества факторов, включая возраст женщины, качество эмбрионов и состояние эндометрия. В последнее время все больше внимания уделяется роли иммунной системы в имплантации и развитии беременности после ЭКО [Andreescu et al., 2023; Ma, Gao, Li, 2023].

Иммунный статус бесплодных женщин характеризуется вторичным Т-иммунодефицитом и значительной активацией как В-лимфоцитов, так и клеточных эффекторов врожденного иммунитета (перифе- рических NK-клеток (CD16+) и нейтрофилов крови) [Амян и др., 2017; Михалева и др., 2022; Трунова, Гюльмамедова, 2024].

Для коррекции этих нарушений и подавления нежелательных иммунных реакций в клинической практике многих стран широко применяются малые дозы глюкокортикоидов. Так, использование дексаметазона при индукции овуляции в программах ЭКО направлено на усиление ответа яичников на экзогенные гонадотропины, что позволяет снизить частоту отмены циклов и улучшить исходы у пациенток с синдромом поликистозных яичников [Alizadeh et al., 2025]. Существуют данные о том, что назначение глюкокортикоидов в период переноса криоконсервированнных эмбрионов может способствовать повышению частоты наступления беременности за счет создания благоприятного иммунного фона [Wang et al., 2021].

Однако, несмотря на активное клиническое применение, вопрос биологической безопасности таких схем остается открытым. Глюкокортикоидные гормоны обладают способностью проникать через биологические барьеры и на уровне транскрипции влиять на экспрессию генов не только в клетках иммунной системы, но и во многих других типах клеток, включая ооциты и клетки развивающегося эмбриона. Существует риск того, что даже низкие концентрации дексаметазона могут оказывать прямое эмбриотокси-ческое действие, провоцируя морфологические аномалии развития, которые в дальнейшем способны привести к врожденным дефектам плода.

Оценка влияния иммуносупрессии на исход ЭКО сложна и неоднозначна. С одной стороны, определенный уровень иммуносупрессии необходим для успешной имплантации, так как материнский организм должен проявить толерантность к полуаллогенному эмбриону, предотвращая его отторжение. С другой стороны, избыточная иммуносупрессия может увеличить восприимчивость к инфекциям и воспалению, которые негативно сказываются на имплантации и развитии беременности [Матвеева и др., 2023].

Иммунологические механизмы тесно связаны с состоянием микробиома верхнего и нижнего отделов репродуктивного тракта. Здоровый микробиом влагалища, матки и фолликулярной жидкости, с преобладанием лактобактерий, способствует успешной имплантации. Нарушение баланса микробиоты с ростом анаэробных условно-патогенных микроорганизмов увеличивает риск неудач ЭКО. Воспалительные процессы, вызванные микробной инвазией, в частности грамотрицательными бактериями, стимулируют Th1-иммунный ответ, который является маркером неудачных имплантаций и исходов беременности [An-dreescu, 2023]. Влияние иммуносупрессивной терапии на стабильность микробиома в условиях стимуляции овуляции изучена недостаточно.

Таким образом, учитывая широкое использование малых доз дексаметазона в международной клинической практике в программах ЭКО, возникает острая необходимость в детальных доклинических исследованиях. Модели лабораторных животных дают возможность изучать различные биологические процессы, включая процессы иммунологического взаимодействия эмбриона и эндометрия, влияние иммунологических механизмов, защищающих плод от процессов отторжения, оценить схемы применения им-мунотропных препаратов на репродуктивный потенциал макроорганизма [Богачева и др., 2020].

Исходя из вышеизложенного, цель настоящей работы – изучение влияния иммуносупрессивной терапии на стабильность микробиома в условиях стимуляции овуляции. При этом было необходимо с использованием модели лабораторных животных оценить влияние низких доз дексаметазона на состояние микробиоты репродуктивного тракта и морфологические характеристики ооцитов, а также сопоставить эти изменения с динамикой иммунологических показателей для оценки безопасности применения препарата в программах ЭКО.

Материалы и методы исследования

В работе использовали крыс Wistar обоего пола в возрасте 3 месяцев массой 290±20 г: 12 самок и 2 самца. Самок разделили на 2 группы по 6 в каждой: 1-я группа контрольная – препарат для формирования иммуносупрессии не вводили, 2-я – экспериментальная. Животные были получены из питомника ООО «СМК СТЕЗАР» (г. Владимир). Все эксперименты были проведены в соответствии с директивой 2010/63/EU Европейского парламента и Совета Европейского союза по охране животных, используемых в научных целях, «Правилами лабораторной практики в Российской Федерации», утвержденными приказом Министерства здравоохранения РФ № 708н от 23.08.2010 г. Проведение эксперимента одобрено локально-этическим комитетом ФГБОУ ВО Кировский ГМУ Минздрава России (протокол № 16/2022 от 24 октября 2022 г.).

Для исключения мужского фактора фертильности проводили отбор самцов с одинаковым средним количеством сперматозоидов в эякуляте. Для получения эякулята использовали «Электростимулятор ректальный для получения эякулята у животных» [Богачева и др., 2024]. Подсчет среднего содержания сперматозоидов в 1 мл эякулята проводили при помощи цифрового микроскопа «Levenhuk D90L LCD» (Китай).

Оценку иммунного статуса крыс проводили по уровню содержания в периферической крови относительного и абсолютного количества лимфоцитов, а также по фагоцитарному индексу нейтрофилов периферической крови.

Для определения уровня относительного содержания лимфоцитов в периферической крови животных использовали проточный цитофлуориметр BD FACSCanto II (BD Biosciences, США), оборудованный двухлазерной оптической системой (488 нм и 633 нм). В работе применяли моноклональные антитела: CD3-FITC, CD45-APC-Fire (750), CD8-Alexa (647), CD45RA-PE (уникальная изоформа общего лейкоцитарного антигена – маркер B-лимфоцитов у крыс (аналог CD19)), CD4 PerCP-Cy5.5 (BioLegend, США). Абсолютное количество лейкоцитов (количество клеток в одном мкл крови – кл/мкл) определяли методом кондуктометрии с гидродинамическим фокусированием на гематологическом анализаторе XT-4000i (Sysmex Corporation, Япония) с использованием стандартного комплекта реагентов. Абсолютное количество популяций и субпопуляций лимфоцитов рассчитывали от известного, определенного на геманализа-торе абсолютного количества лейкоцитов, используя относительные значения содержания соответствующих клеток (в %), определенные методом проточной цитофлуориметрии, принимая при этом лейкоциты за 100%. Кровь из сердца крыс, находящихся в состоянии эфирного наркоза, брали в пробирку с антикоагулянтом K2EDTA («МиниМед», Россия).

Для определения фагоцитарной активности нейтрофилов использовали частицы латекса размером 0.8 мкм («Sigma-Aldrich», США). Латекс предварительно разводили раствором Хенкса в 10 раз. Гепаринизированную кровь смешивали с готовым раствором латекса в соотношении 2:1. Инкубацию смеси проводили в течение 30 мин с трехкратным перемешиванием через каждые 10 мин. По окончании инкубации делали мазки, фиксировали их раствором Май-Грюнвальда, после чего окрашивали азур-эозином. Используя микроскоп («Микмед-2», Россия), определяли фагоцитарный индекс – процент клеток, участвующих в фагоцитозе.

Для создания состояния иммуносупрессии на самках крыс использовали дексаметазона натрия фосфат («Дексаметазон» в ампулах по 4 мг/мл, «Эллара», Российская Федерация; далее по тексту – дексаметазон). До начала эксперимента пересчитывали максимальную дозу дексаметазона с учетом видового метаболизма [Богачева и др., 2021]. Препарат без разведения вводили животным туберкулиновым шприцом внутрибрюшинно по 80 мкл, содержащих 320 мкг дексаметазона, в течение 3 дней.

Состав микрофлоры влагалища и кишечника определяли до и на 4 день после окончания введения дексаметазона. Биологический материал помещали в пробирки со средой Эймса (ФБУН «ГНЦ ПМБ», Россия) и немедленно доставляли на исследование в централизованную клинико-диагностическую лабораторию КОГБУЗ «Кировская областная клиническая больница», г. Киров. Для выделения чистых культур использовали набор селективных и дифференциально-диагностических питательных сред: агар MRS, энтерококк-агар, манит-солевой агар, кровяной агар, среду Эндо (ФБУН «ГНЦ ПМБ», Россия). Микробиологическую идентификацию выделенных чистых культур проводили методом прямого белкового профилирования на масс-спектрометре Vitek MS (BioMerieux, Франция) с использованием матрицы CHCA и реактива Vitek MS V2. Анализ полученных масс-спектров осуществляли с помощью программного обеспечения Myla и базы данных Vitek MS Knowledge Base, содержащей эталонные профили клинически значимых микроорганизмов.

Для выделения ооцитов использовали гормональную стимуляцию: животным внутрибрюшинно вводили гонадотропин сыворотки жеребых кобыл (ГСЖК) («Фоллимаг», АО «Мосагроген», Россия) в дозе 30 МЕ на 100 г массы тела. Через 48 ч тем же животным внутрибрюшинно вводили хорионический гонадотропин человека («Гонадотропин хорионический», ФГУП «Московский эндокринный завод», Россия) в дозе 30 МЕ на 100 г массы тела. Расчет концентрации препаратов проводили в соответствии с инструкциями к препаратам, весом животных и уровнем видового метаболизма. Гормональной стимуляции подвергали животных в обеих группах (контрольной и экспериментальной). В экспериментальной группе гормональную стимуляцию осуществляли одновременно с введением дексаметазона.

Статистический анализ полученных данных проводили с использованием программных пакетов MS Excel и Statsoft Statistica 10.0. Количественные показатели оценивали на предмет соответствия нормальному распределению с помощью критерия Колмогорова – Смирнова. Для показателей, имеющих нормальное распределение, использовали средние арифметические величины (M) и стандартные отклонения (SD), границ 95% доверительного интервала (95% ДИ). В случае отсутствия нормального распределения для количественных данных применяли медиану (Me), а также нижний и верхний квартили (Q1–Q3). Категориальные данные описывали с указанием абсолютных значений и процентных долей. Коэффициент корреляции Спирмена использовали при анализе корреляции между количеством лимфоцитов в крови крыс Wistar на фоне индуцированного состояния иммуносупрессии, и уровнем их репродуктивной способности, оцениваемом по количеству ооцитов и потомства.

Результаты и обсуждение

На первом этапе оценили влияние состояния индуцированной иммуносупрессии на состав микрофлоры влагалища и кишечника животных. Исследование проводили до и на четвертый день после введения дексаметазона.

Результаты оценки динамики содержания основных представителей микробиоты влагалища и кишечника у крыс до и после создания состояния иммуносупрессии представлены в табл. 1.

Таблица 1

Динамика содержания основных представителей микробиоты влагалища и кишечника до и после введения дексаметазона

[Dynamics of key vaginal and gut microbiota representatives before and after dexamethasone administration]

Среднее значение количества микроорганизмов (Ме (25–75%), выделенных

Представители микробиоты	из биологического материала влагалища крыс, lg КОЕ /тампон (n = 6)		из биологического материала кишечника (фекалий) крыс, lg КОЕ /г (n = 6)
	до введения дексаметазона	после введения дексаметазона	до введения дексаметазона	после введения дексаметазона
Lactobacillus spp.	5.59 (5.23; 5.81)	4.70 (3.08; 4.92)	6.74 (6.64;6.85)	6.24 (5.67; 6.53)
Bifidobacterium spp.	4.39 (4.00; 4.70)	3.87 (2.48; 4.08)	7.15 (6.89; 7.30)	6.39 (6.23; 6.63)
Enterococcus spp.	4.31 (3.83; 4.87)	3.70 (3.43; 3.74)	4.84 (3.96; 4.97)	4.19 (3.73; 4.85)
Staphylococcus spp.	4.39 (4.30; 4.72)	3.78 (2.77; 3.87)	2.48 (2.23; 2.72)	2.15 (1.99; 2.63)
Streptococcus spp.	3.95 (3.83; 4.15)	3.65 (3.36; 3.79)	Н	Н
Morganella morganii	4.65 (4.00; 4.79)	4.39 (3.81; 4.65)	Н	Н
Escherichia coli	4.81 (4.48; 4.86)	4.54 (3.94; 4.74)	7.54 (6.85; 7.70)	6.72 (6.48; 7.08)
Escherichia coli Lactosenegative	Н	Н	Н	Н
Haemophilus spp.	2.54 (2.43; 2.70)	2.30 (2.00; 2.60)	Н	Н
Candida spp.	Н	Н	Н	Н

Примечание: «Н» – микроорганизм не определялся.

Из данных, представленных в табл. 1, заметно, что на фоне состояния иммуносупрессии статистически значимых изменений среднего количества микроорганизмов не выявлено (p> 0.05). Количественные показатели как основных представителей микрофлоры влагалища и кишечника ( Lactobacillus spp., Bifidobacterium spp., Enterococcus spp.), так и условно-патогенных микроорганизмов ( Staphylococcus spp. Streptococcus spp., Morganella morganii, Escherichia coli ) сохранялись на уровне сопоставимом с контрольными значениями.

По результатам оценки иммунной системы животных было установлено, что на фоне введения дексаметазона сформировалось состояние иммуносупрессии. На 4 сутки в крови всех животных происходило статистически значимое снижение абсолютного количества Т- и В-лимфоцитов (р <0.05), преимущественно за счет Т-лимфоцитов. Произошло статистически значимое снижение обеих субпопуляций Т-лимфоцитов как Т-хелперов, так и Т-цитотоксических (рис. 2). У животных с состоянием иммуносупрессии снизилось относительное количество Т-лимфоцитов в 1.7 раз. При этом в динамике снижение Т-лимфоцитов хелперов произошло в 2.38 раз, Т-лимфоцитов цитотоксических – в 3.62 раза. Относительное количество В-лимфоцитов в динамике увеличилось в 2.18 раз.

На фоне созданного состояния иммуносупрессии проводили оценку репродуктивной способности крыс Wistar двумя способами: исследуя влияние состояния иммуносупрессии на овариальный резерв животных и их репродуктивный потенциал.

Всем самкам в контрольной и экспериментальной группах проводили гормональную стимуляцию препаратами «Фоллимаг» и «Гонадотропин хорионический» (ХГЧ). Препараты, согласно рассчитанным дозам, разводили стерильной водой для инъекций. Далее животным внутрибрюшинно вводили 90 МЕ препарата «Фоллимаг» и размещали в отдельные клетки со стандартными условиями пребывания, едой и водой. Через 48 ч после введения первого препарата внутрибрюшинно вводили 90 МЕ ХГЧ. По истечению 24 ч после введения препарата ХГЧ три самки были подвергнуты эвтаназии при помощи медицинского эфира для последующего извлечения яичников и маточных труб (рис. 2).

Сравнительная оценка количества ооцитов, выделенных у крыс в контрольной и экспериментальной (с состоянием иммуносупрессии) группах, представлена в табл. 2.

Рис. 1. Динамика абсолютного количества лейкоцитов на фоне введения дексаметазона при формировании иммуносупрессии в экспериментальной группе

[Dynamics of absolute leukocyte count during dexamethasone-induced administration during immunosuppression in the experimental group]

Рис. 2. Внешний вид извлеченных яичников и маточных труб крыс Wistar

[Gross appearance of ovaries and oviducts isolated from Wistar rats]

Таблица 2

Сравнительная оценка количества ооцитов, выделенных у крыс в контрольной и экспериментальной группах

[Comparative evaluation of the number of oocytes isolated from rats in the control and experimental groups]

Группа	Количество ооцит-кумулюсных комплексов	Среднее количество клеток
Контрольная (животные без иммуносупрессии), n = 3	27, 24, 21	24.0
Экспериментальная (животные с иммуносупрессией), n = 3	26, 23, 22	23.7

Исходя из полученных данных, следует, что среднее количество клеток, выделенных из яичников и маточных труб животных, в контрольной и экспериментальной (с состоянием иммуносупрессии) группах, не отличается (р> 0.05).

Кроме количественных показателей были оценены и качественные характеристики ооцитов (рис. 3).

Рис. 3. Результаты оценки овариального резерва в контрольной (А) и экспериментальной (после введения дексаметазона) группах животных (Б)

[Ovarian reserve results in control (A) and experimental (dexamethasone-treated) groups of animals (Б)]

В сравнении с контрольной группой ооциты, полученные у животных после введения дексаметазона, имели существенные аномалии строения, а именно дисморфизмы зоны пеллюцида, перивителлинового пространства, первого полярного тельца, а также аномалии формы и размера клеток.

Полученные результаты наглядно демонстрируют отрицательное влияние дексаметазона на процесс формирования ооцитов – оогенез, которое проявляется изменением качественных характеристик половых клеток.

Для оценки влияния состояния иммуносупрессии на репродуктивный потенциал использовали 6 самок крыс Wistar. Все самки крыс были спарены с половозрелыми самцами со средней концентрацией сперматозоидов 8.82±0.2 млн клеток в 1 мл эякулята. После спаривания самок вплоть до родов содержали отдельно друг от друга в стандартных условиях при температуре 19–25°С и относительной влажности воздуха 30–70%. Далее после родов проводили оценку состояния потомства. Количественные показатели влияния индуцированного состояния иммуносупрессии на репродуктивную функцию представлены в табл. 3.

Таблица 3

Количественные показатели влияния индуцированного состояния иммуносупрессии на репродуктивную функцию

[Quantitative effects of induced immunosuppression on reproductive function]

Группа, n=3	Контрольная (особи без иммуносупрессии)	Экспериментальная (особи на фоне иммуносупрессии)
Количество потомства	15, 17, 20	9, 12, 14
Среднее количество потомства	17.3	11.6
Вес потомства при рождении, г	8.4, 7.2, 5.6	5.5; 5.3; 6.1
Средний вес потомства, г	7.06	5.60
Вес в динамике через месяц, г	50.0; 59.6; 48.2	60.2; 45.8; 54.1
Средний вес в динамике через месяц, г	52.6	53.6

Из данных, представленных в табл. 3, следует, что в экспериментальной группе количество потомства было в 1.5 раза меньше по сравнению с контрольной группой без состояния иммуносупрессии. При оценке веса установлены незначимые различия в контрольной и экспериментальной группах у потомства при рождении и в динамике – через месяц.

На сегодняшний день имеется ограниченное количество данных, посвященных изучению роли иммунологических механизмов в успехе имплантации при ЭКО и в течении беременности [Конкина и др., 2024].

В данной работе исследовали влияние искусственно индуцированной иммуносупрессии на овуляторный и репродуктивный потенциал животных. Параллельно проанализировали динамику микробиоты влагалища и кишечника у крыс Wistar на фоне формируемого состояния иммуносупрессии как дополнительный фактор, определяющий исход ЭКО. На фоне введения дексаметазона статистически значимых изменений состояния микробиоты влагалища и кишечника животных не выявлено: медиана количества

Lactobacillus spp. и Bifidobacterium spp. уменьшилась лишь в 1.1–1.2 раза. Содержание выделенных условно-патогенных микроорганизмов ( Enterococcus spp., Staphylococcus spp., Streptococcus spp., Morga-nella morganii, Escherichia coli, Haemophilus spp.) также оставалось стабильным. Динамика снижения количества основных представителей микробиоты с формированием комплексного дисбиоза в биотопах влагалища и кишечника на фоне состояния иммуносупрессии согласуется с данными, представленными в работе [Николаева и др., 2021].

Незначительные изменения в микробиоме сочетались со статистически значимыми изменениями в иммунном статусе животных (табл. 4).

Таблица 4

Динамика иммунологических показателей на фоне формирования индуцированного состояния иммуносупрессии

[Dynamics of immunological parameters during the development of induced immunosuppression]

Клетки крови (показатель)	Количество клеток, Ме (Q1–Q3) до введения (1) и после (2) введения дексаметазона
	абсолютное, кл./мкл			относительное, %
	1	2		1	2
Лейкоциты	7340 (6915.75–7907.50)	6127.50* (5552.50–6200.00)		100	100
Лимфоциты	3962.50 (3707.50– 4216.75)	2334.00* (2113.75– 2609.00)		65.9 (63.8;78.5)	58.7 (54.6; 80.1)
В-лимфоциты	1457.00(1269.75– 1894.00)	1466.50 (1287.25– 1685.50)		22.63 (21.1; 26.7)	49.37* (43.3; 50.4)
Т-лимфоциты	2364.00 (2012.75– 2511.25)	986.00* (872.00– 1116.50)		57.17 (51.2; 59.8)	32.12* (31.5; 36.7)
Т-хелперы	1571.50 (1281.25– 1780.75)	630.00* (568.00–771.50)		53.1 (50.3; 56.1)	22.5* (19.4; 25.3)
Цитотоксические Т-лимфоциты	776.50 (610.25–867.75)	360.00* (324.25– 415.25)		32.9 (31.2; 37.6)	49.4* (41.2; 53.8)
Индекс CD4/CD8	2.02	1.75		Н	Н
Фагоцитарный индекс (ФИ), %	Показатель, Ме (Q1–Q3)
	До введения дексаметазона		После введения дексаметазона
	70.50 (68.50–74.00)		62.50 (57.50–64.5)*

Примечание: 1. Ме – медиана; 2. Q1–Q3 (25–75%) – интерквартильный размах; 3. «*» – различие с показателями контрольной группы статистически значимо (p <0.05).

На 4-е сутки эксперимента наблюдали снижение абсолютного количества Т-лимфоцитов. При этом статистически значимое снижение абсолютного количества Т-лимфоцитов с 2364.00 (2012.75–2511.25) до 986.00 (872.00–1116.50) кл/мкл отразилось на соотношении Т- и В-лимфоцитов. Снижение уровня Т-клеточного звена иммунитета было наиболее выражено для Т-лимфоцитов хелперов, медиана для которых на фоне иммуносупрессии снизилась в 2.49 против 2.16 раз для Т-лимфоцитов цитотоксических. Относительное количество Т-лимфоцитов в динамике снижалось, В-лимфоцитов – повышалось, индекс CD4/CD8 и фагоцитарный индекс (ФИ) снизились в 1.15 и 1.13 раз соответственно. Полученные данные свидетельствуют о формирования состояния иммуносупрессии на фоне введения дексаметазона, что согласуются с результатами других исследований [Богачева и др., 2021].

Анализ влияния малых доз дексаметазона на исходы экстракорпорального оплодотворения проводили на крысах Wistar, оценивая репродуктивную способность и овариальный резерв животных. Результаты показали, что введение дексаметазона не оказало значительного влияния на количество получаемых ооцитов (23.7 в экспериментальной группе против 24.0 в контроле; уровень значимости р = 0.7728). Однако абсолютное количественное снижение Т- и В-лимфоцитов и относительное преобладание В-лимфоцитов сочеталось с развитием существенных морфологических аномалий ооцитов: нарушения структуры зоны пел-люцида и перивителлинового пространства, аномалии первого полярного тельца, изменение формы и размера ооцитов. Полученные данные согласуются с данными других исследований, посвященных влиянию состояния иммунной системы на нормальное течение беременности и ее исход, в том числе в условиях ЭКО [Есина, Логина, Аляутдина, 2013]. Даже если эти изменения встречались единично, они указывают на потенциальное эмбриотоксическое действие дексаметазона, связанное не только с иммуносупрессией, но и с прямым влиянием препарата на транскрипцию и экспрессию генов в клетках.

Иммунологические нарушения по результатам наших исследований привели и к снижению репродуктивной способности животных: у животных с иммуносупрессией среднее количество потомства составило 11.6 против 17.3 в контрольной группе (разница в 1.5 раза; уровень значимости р = 0.0209). При этом вес новорожденных и их развитие в течение первого месяца существенно не отличались между группа- ми. Полученные результаты указывают на то, что даже низкие дозы дексаметазона могут негативно влиять на оогенез и репродуктивный потенциал, что согласуется с данными других работ [Галкина, Макаренко, Окладников, 2022; Andreescu et al., 2023; Ma, Gao, Li, 2023]. Обнаруженные морфологические аномалии ооцитов требуют особого внимания, т. к. могут объяснять часть случаев неудач имплантации при ЭКО в клинической практике [Leroy et al., 2015].

Представляет также интерес анализ статистической закономерности между динамикой изменения уровня лимфоцитов на фоне состояния иммуносупрессии, с одной стороны, и репродуктивной, а также овариальной способностью животных – с другой [Михалёва и др., 2022; Трунова, Гюльмамедова, 2024]. В табл. 5 представлена оценка согласованности между разницей лимфоцитов до и после введения дексаметазона, количеством потомства и ооцитов у животных в экспериментальной группе.

Таблица 5

Оценка статистической согласованности между разницей лимфоцитов до и после введения дексаметазона, количеством потомства и ооцитов у животных в экспериментальной группе

[Assessment of statistical consistency between lymphocyte differences before and after dexamethasone administration, litter size, and oocyte count in experimental group animals]

Абсолютное количество клеток, кл./мкл	Согласованность ( р ) между разницей лимфоцитов до и после введения дексаметазона с
	количеством ооцитов	количеством потомства
Лейкоциты	0.348	0.377
Лимфоциты	0.319	0.377
В-лимфоциты	-0.029	-0.319
Т-лимфоциты	0.203	0.174
Т-хелперы	0.348	0.145
Цитотоксические Т-лимфоциты	-0.058	-0.261
Фагоцитарный индекс (ФИ)	0.326	0.356

Примечание: 1. ρ – ранговый коэффициент корреляции Спирмена; 2. Значения. выделенные жирным. имеют определенный уровень согласованности.

Данные. представленные в таблице 5, свидетельствуют о наличии незначимой прямой согласованности между уровнем лейкоцитов, ФИ, с одной стороны, и количеством ооцитов, потомства – с другой. Следует предполагать, что чем меньше количество лейкоцитов в крови, показателя ФИ, тем меньше будет образовываться ооцитов в яичнике и меньшее количество потомства будет получено у животных с состоянием иммуносупрессии. Участие врожденного иммунитета в благополучном течении беременности отражено в научных работах [Dai et al., 2023].

Незначимая прямая согласованность между лимфоцитами и уровнем ооцитов. потомства у животных сопровождается подобной закономерностью со стороны Т-лимфоцитов хелперов. Следует предполагать. что чем больше Т-лимфоцитов хелперов, тем большее количество ооцитов, и наоборот, чем меньше количество Т-лимфоцитов, тем меньше ооцитов формируется в яичнике. Данные сопоставимы с результатом других исследований об участии и роли Т-лимфоцитов в формировании иммунологической толерантности и репродуктивной способности организма. Однако на благоприятный исход имплантации и течение беременности влияет соотношение субпопуляций Т-лимфоцитов, а именно Th1/Th2. Существует гипотеза, что во время беременности преобладает иммунный ответ Т-хелперов 2 (Th2), в то время как иммунный ответ Т-хелперов 1 (Th1) связан с отторжением эмбриона [Andreescu, 2023].

Обратная незначимая согласованность наблюдается между уровнем В-лимфоцитов и количеством потомства. Следует предполагать, что повышенное количество В-лимфоцитов приводит к уменьшению количества потомства у животных, и наоборот, снижение уровня В-лимфоцитов способствует повышению репродуктивной способности.

Изучение роли В-лимфоцитов в качестве иммунологической причины репродуктивных потерь активно изучается в последние годы. Активацию B-лимфоцитов связывают с продукцией аутоантител к гормонам, имеющим важнейшее значение для нормального развития беременности: эстрадиола, прогестерона, хорионического гонадотропина. Нормальный уровень активированных В-лимфоцитов должен быть не более 10%. При повышении относительного количества В-лимфоцитов, которое наблюдали по результатам нашего исследования, а также при наличии выявленной корреляции между количеством клеток и потомства у животных, следует ожидать больший процент активированных В-лимфоцитов, что считается патологическим для нормального развития беременности. Среди активированных могут присутствовать B-reg (В-лимфоциты регуляторные), которые способны подавлять через ИЛ-10 функцию других иммунных клеток, включая дендритные клетки (ДК) и Т-лимфоциты. Изменение уровня общих В-лимфоцитов в нашем исследовании не исключает влияние на нарушение численности и функциональ- ной активности клеток B-reg, которые, по данным последних лет, могут играть роль в развитии различных иммуноопосредованных патологий беременности, таких как повторные неудачи имплантации, привычное невынашивание беременности и преждевременные роды [Богданова, Артемьева, Болтовская, 2021]. Необходимо дополнительно изучить субпопуляционный состав В-лимфоцитов на процессы репродукции и ЭКО, в том числе при использовании лабораторных животных.

Заключение

Созданная лабораторная модель на крысах Wistar эффективно воспроизводит состояние иммуносупрессии. Статистически значимых изменений количества большей части выделенных микроорганизмов ( Lactobacillus spp., Bifidobacterium spp., Enterococcus spp., Staphylococcus spp., Streptococcus spp., Morga-nella morganii, Escherichia coli ) не выявлено. Репродуктивный потенциал животных в условиях иммуносупрессии снижается. Количество получаемых ооцитов не изменяется, однако их качество существенно ухудшается, что проявляется различными морфологическими дисморфизмами. Результаты подтверждают возможность прямого эмбриотоксического действия низких доз дексаметазона, что связано с его влиянием на транскрипцию и экспрессию генов не только в клетках иммунной системы, но и в клетках эмбриона. Полученные данные имеют важное значение для понимания причин неудач ЭКО у пациенток с иммунологическими нарушениями, а также подчеркивают необходимость обоснованного подхода к применению дексаметазона в клинической практике в программах ЭКО.