Оптимизация поиска высокоэффективных штаммов клубеньковых бактерий для инокуляции бобовых растений

Автор: Баймиев А.Х., Коряков И.С., Акимова Е.С., Владимирова А.А., Матниязов Р.Т., Баймиев А.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Сельскохозяйственная микробиология

Статья в выпуске: 5 т.58, 2023 года.

Бесплатный доступ

Высокоэффективные штаммы клубеньковых бактерий служат основой микроудобрений, используемых при выращивании бобовых растений. Применяя искусственную инокуляцию ризобиями, можно добиться значительного повышения урожайности этих культур. Самый распространенный способ поиска высокоэффективных штаммов указанных микроорганизмов - их выделение из клубеньков самих растений с последующей селекцией штаммов, наиболее эффективно влияющих на урожайность культуры. В настоящей работе нами были проанализированы бактерии, полученные из клубеньков, собранных на разных этапах развития растений трех видов бобовых - лядвенца рогатого ( Lotus corniculatus L.), клевера гибридного ( Trifolium hybridum L.), козлятника восточного ( Galega orientalis Lam.). Показано, что каждое растение вступает в симбиоз только с одним определенным видом бактерии, но с большим числом его генетических вариантов, каждый из которых потенциально может обладать индивидуальными симбиотическими характеристиками. Наибольшее разнообразие штаммов было обнаружено в клубеньках клевера гибридного, а высокой однородностью характеризовались микросимбионты козлятника восточного. Было установлено, что в начале развития всех трех взятых в анализ видов растений клубеньки сформированы наиболее разнообразными штаммами ризобий, обладающими высоким разбросом значений азотфиксирующей активности: для микросимбионтов лядвенца рогатого - от 3,17 до 32,70 N2·растение-1·ч-1, для микросимбионтов козлятника восточного - от 10,08 до 30,75 N2˛растение-1·ч-1, для микросимбионтов клевера гибридного - от 9,91 до 32,42 N2·растение-1·ч-1, и среди них чаще, чем в другие периоды, встречаются высокоэффективные штаммы. В середине же вегетационного периода бактерии, которые образуют клубеньки на корнях исследуемых бобовых растений, имеют относительно выравненные значения эффективности фиксации азота (для микросимбионтов лядвенца рогатого - от 6,35 до 19,13 N2·растение-1·ч-1, для микросимбионтов козлятника восточного - от 15,51 до 23,47 N2·растение-1·ч-1, для микросимбионтов клевера гибридного - от 11,61 до 20,53 N2·растение-1·ч-1), и по величине эти показатели ниже максимальной активности, обнаруживаемой у штаммов в клубеньках в начале вегетации. В конце жизненного цикла клубеньки на корнях анализируемых растений сформированы микроорганизмами, которые с разной эффективностью фиксируют азот, но все же уступают по этому показателю наиболее активным «весенним» штаммам. Таким образом, мы полагаем, что поиск эффективных штаммов клубеньковых бактерий наиболее продуктивен на начальном этапе развития растения.

Еще

Ризобии, бобовые растения, lotus corniculatus l, лядвенец рогатый, trifolium hybridum l, клевер гибридный, galega orientalis lam, козлятник восточный, фаза вегетации, азотфиксация, высокоэффективные штаммы

Короткий адрес: https://sciup.org/142239864

IDR: 142239864   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2023.5.864rus

Список литературы Оптимизация поиска высокоэффективных штаммов клубеньковых бактерий для инокуляции бобовых растений

  • Терещенко H.1I. Биоудобрения на основе микроорганизмов. Томск, 2003.
  • Онищук О.П., Курчак О.Н., Кимеклис А.К., Аксенова Т.С., Андронов Е.Е., Проворов Н.А. Биоразнообразие симбиозов, образуемых клубеньковыми бактериями Rhizobium leguminosarum c бобовыми растениями галегоидного комплекса. Сельскохозяйственная биология, 2023, 58(1): 87-99 (doi: 10.15389/agrobiology.2023.1.87rus).
  • Ульянич П.С., Белимов А.А., Кузнецова И.Г., Сазанова А.Л., Юзихин О.С., Лактионов Ю.В., Карлов Д.С., Вишнякова М.А., Сафронова В.И. Эффективность азотфиксирующего симбиоза гуара (Cyamopsis tetragonoloba) со штаммами Bradyrhizobium retamae RCAM05275 и Ensifer aridi RCAM05276 в вегетационном опыте. Сельскохозяйственная биология, 2022, 57(3): 555-565 (doi: 10.15389/agrobiology.2022.3.555rus).
  • Проворов Н.А., Тихонович И.А. Сельскохозяйственная микробиология и симбиогенетика: синтез классических идей и конструирование высокопродуктив ных агроценозов (обзор). Сельскохозяйственная биология, 2022, 57(5): 821-831 (doi: 10.15389/agrobiology.2022.5.821rus).
  • Проворов Н.А., Воробьев Н.И. Генетические основы эволюции растительно-микробного симбиоза. СПб, 2012.
  • Ferguson B.J., Mens C., Hastwell A.H., Zhang M., Su H., Jones C.H., Chu X., Gresshoff P.M. Legume nodulation: the host controls the party. Plant Cell Environ, 2019, 42(1): 41-51 (doi: 10.1111/pce.13348).
  • Lindström K., Mousavi S.A. Effectiveness of nitrogen fixation in rhizobia. Microb. Biotechnol., 2020, 13(5): 1314-1335 (doi: 10.1111/1751-7915.13517.
  • Ledermann R., Schulte C.C.M., Poole P.S. How Rhizobia adapt to the nodule environment. J. Bacteriol., 2021, 203(12): e0053920 (doi: 10.1128/JB.00539-20).
  • Проворов Н.А. Эволюция генетических систем симбиоза у клубеньковых бактерий. Генетика, 1996, 32(8): 1029-1040.
  • Franche C., Lindström K., Elmerich C. Nitrogen-fixing bacteria associated with leguminous and non-leguminous plants. Plant Soil, 2009, 321: 35-59 (doi: 10.1007/s11104-008-9833-8).
  • Sachs J.L., Ehinger M.O., Simms E.L. Origins of cheating and loss of symbiosis in wild Bradyrhizobium. Journal of Evolutionary Biology, 2010, 23(5): 1075-1089 (doi: 10.1111/j.1420-9101.2010.01980.x).
  • Баймиев Ан.Х., Птицын К.Г., Баймиев Ал.Х. Влияние интродукции караганы древовидной на состав ее клубеньковых бактерий. Микробиология, 2010, 79(1): 123-128 (doi: 10.1134/S0026261710010157).
  • Williams J.G., Kubelik A.R., Livak K.J., Rafalski J.A., Tingey, S.V. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers. Nucleic Acids Research, 1990, 18(22): 6531-6535 (doi: 10.1093/nar/18.22.6531).
  • Laguerre G., Mavingui P., Allard M.R., Charnay M.P., Louvrier P., Mazurier S.I., Rigottrier- Gois L., Amarger N. Typing of rhizobia by PCR DNA fingerprinting and PCR-restriction fragment length polymorphism analysis of chromosomal and symbiotic gene regions: application to Rhizobium leguminosarum and its different biovars. Applied and Environmental Microbiology, 1996, 62(6): 2029-2036 (doi: 10.1128/aem.62.6.2029-2036.1996).
  • Weisburg W.G., Barns S.M., Pelletier D.A., Lane D.J. 16S ribosomal DNA amplification for phylogenetic study. Journal of bacteriology, 1991, 173(2): 697-703 (doi: 10.1128/jb.173.2.697-703.1991).
  • Баймиев Ан.Х., Иванова Е.С., Гуменко Р.С., Чубукова О.В., Баймиев Ал.Х. Анализ симбиотических генов клубеньковых бактерий бобовых растений Южного Урала. Генетика, 2015, 51(12): 1359-1367 (doi: 10.1134/S1022795415110034).
  • Умаров М.М. Ассоциативная азотфиксация. М., 1989.
  • Boivin S., Ait Lahmidi N., Sherlock D., Bonhomme M., Dijon D., Heulin-Gotty K., Le- Queré A., Pervent M., Tauzin M., Carlsson G., Jensen E., Journet E.P., Lopez-Bellido R., Seidenglanz M., Marinkovic J., Colella S., Brunel B., Young P., Lepetit M. Host-specific competitiveness to form nodules in Rhizobium leguminosarum symbiovar viciae. New Phytol., 2020, 226(2): 555-568 (doi: 10.1111/nph.16392).
  • Sijilmassi B., Filali-Maltouf A., Boulahyaoui H., Kricha A., Boubekri K., Udupa S., Kumar S., Amri A. Assessment of genetic diversity and symbiotic efficiency of selected Rhizobia strains nodulating lentil (Lens culinaris Medik.). Plants, 2020, 10(1): 15 (doi: 10.3390/plants10010015).
  • Lalitha S., Immanuel S.P. Biochemical characterization of Rhizobium and its impact on black gram and green gram plants. International Journal of Current Science, 2013, 9: 1-6.
  • Yang J., Lan L., Jin Y., Yu N., Wang D., Wang E. Mechanisms underlying legume-rhizobium symbioses. J. Integr. Plant Biol., 2022, 64(2): 244-267 (doi: 10.1111/jipb.13207).
  • Pervent M., Lambert I., Tauzin M., Karouani A., Nigg M., Jardinaud M.F., Severac D., Colella S., Martin-Magniette M.L., Lepetit M. Systemic control of nodule formation by plant nitrogen demand requires autoregulation-dependent and independent mechanisms. J. Exp. Bot., 2021, 72(22): 7942-7956 (doi: 10.1093/jxb/erab374).
  • Mwangi, S.N., Karanja N.K., Boga H., Kahindi J.H.P., Muigai A., Odee D., Mwenda G.M. Genetic diversity and symbiotic efficiency of legume nodulating bacteria from different land use systems in Taita Taveta, Kenya. Tropical and Subtropical Agroecosystems, 2011, 13(1): 109-118.
  • Meghvansi M.K., Prasad K., Mahna S.K. Symbiotic potential, competitiveness and compatibility of native Bradyrhizobium japonicum isolates to three soybean genotypes of two distinct agro-climatic regions of Rajasthan, India, Saudi. Journal of Biological Science, 2010, 17: 303-310 (doi: 10.1016/j.sjbs.2010.06.002).
  • Sethi D., Mohanty S., Pattanayak S.K. Acid and salt tolerance behavior of Rhizobium isolates and their effect on microbial diversity in the rhizosphere of redgram (Cajanus cajan L.). Indian Journal of Biochemistry and Biophysics, 2019, 56(3): 245-252 (doi: 10.56042/ijbb.v56i3.27652).
  • Румянцева М.Л., Владимирова М.Е., Мунтян В.С., Степанова Г.В., Саксаганская А.С., Кожемяков А.П., Орлова А.Г., Becker А., Симаров Б.В. Высокоэффективные штаммы клубеньковых бактерий люцерны (Medicago varia L.): молекулярно-генетическая характеристика и использование в сопряженной селекции. Сельскохозяйственная биология, 2019, 54(6): 1306-1323 (doi: 10.15389/agrobiology.2019.6.1306rus).
Еще
Статья научная