Особенности совместного культивирования Pseudomonas chlororaphis и Saccharomyces cerevisiae для создания комплексного биопрепарата

Автор: Пронин А.С., Колмыкова Т.С., Лукаткин А.С.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Биостимуляторы, биопестициды

Статья в выпуске: 1 т.57, 2022 года.

Бесплатный доступ

В современном сельском хозяйстве наблюдается тенденция к увеличению использования биологических продуктов, в том числе средств защиты растений. Активно ведутся разработки по созданию и оптимизации технологий производства новых биопрепаратов, включающих линии бактерий (plant growth promoting bacteria, PGPB) или грибов (plant growth promoting fungi, PGPF). Грибы и бактерии совместно существуют в ризосфере, между ними происходит постоянное взаимодействие. В последние годы на рынок агрохимикатов и пестицидов выходят биопрепараты, в состав которых входят бактерии и грибы (инсектицид Биостоп, фунгицид Споробактерин). Трудности производства совместного бактериально-грибного биопрепарата связаны с особыми требованиями микроорганизмов к составу питательной среды, аэрации и режимам культивирования. В настоящей работе мы впервые установили положительное влияние Saccharomyces cerevisiae Y-4317 на рост Pseudomonas chlororaphis subsp . auerofaciens , а также выявили оптимальные режимы культивирования и состав питательной среды для совместного роста микроорганизмов различных таксономических категорий (PGPB и PGPF). Показана высокая эффективность использования свекловичной мелассы для совместного выращивания P. chlororaphis и S. cerevisiae . Выявлено стимулирующее влияние полученной культуральной жидкости (КЖ) на энергию прорастания и всхожесть семян культурных злаков. Цель работы - изучить возможность совместного куль-тивирования бактерии Pseudomonas chlororaphis subsp . auerofaciens B-5326 и дрожжей Saccharo-myces cerevisiae Y-4317 и оптимизировать параметры их выращивания для получения культуральной жидкости, стимулирующей прорастание семян и начальный рост злаковых растений. В качестве посадочного материала использовали штаммы бактерии Pseudomonas chlororaphis subsp. aureofaciens B-5326 и дрожжей Saccharomyces cerevisiae Y-4317. Штаммы микроорганизмов были получены в виде лиофилизата в ампулах из Всероссийской коллекции промышленных микроорганизмов НИЦ Курчатовский институт - ГосНИИгенетика (г. Москва). Растительные объекты - семена кукурузы ( Zea mays L.) гибрида Делитоп, пшеницы ( Triticum aestivum L.) сорта Мироновская 808, ячменя ( Нordeum vulgare L.) сорта Скипетр. После восстановления жизнеспособности микробиологических культур готовили посадочный материал, который объединяли и выращивали 48 ч, используя шейкер-инкубатор, в трех вариантах питательных сред, различающихся по источнику углерода (глюкоза, фруктоза, свекловичная меласса). При совместном культивировании в динамике (от 0 до 72 ч) с использованием шейкера-инкубатора SPH-2102 («BIORUS», Республика Беларусь) и в лабораторном ферментере BIORUS GJ («BIORUS», Республика Беларусь) оценивали жизнеспособность (колониеобразующие единицы, КОЕ) и биомассу микроорганизмов при разных температурах (от 20 до 32 °С) и скорости подачи воздуха (от 1 до 6 л/ч). Семена сельскохозяйственных растений опрыскивали полученной культуральной жидкостью в разных разведениях (от 1:200 до 1:25), спустя 12 ч семена помещали на воду в чашки Петри. Энергию прорастания и всхожесть определяли спустя соответственно 3 и 7 сут. Показано, что при совместном культивировании P. chlororaphis и S. cerevisiae свекольная меласса полностью удовле-творяет потребность микроорганизмов в основных питательных веществах: количество клеток не опускалось ниже 6½108 и 3½106 КОЕ/мл. Общая биомасса составила 20,4 г/л, что было на 17-22 % выше, чем на средах с глюкозой или фруктозой. Нами подобраны оптимальные условия совместного культивирования: температура 30 °С, режим аэрации 4 л/ч, продолжительность культивирования 24 ч. Продемонстрировано положительное влияние S. cerevisiae на жизнеспособность P. chlororaphis при длительном совместном культивирование (72 ч): количество жизнеспособных клеток P. chlororaphis в присутствии S. сerevisiae составило 1½106 КОЕ/мл против 5½104 при росте P. chlororaphis отдельно от дрожжей . Вероятно, продуцирование фитогормонов S. cerevisiae в КЖ при совместном культивировании обусловливало активный рост и высокую жизнеспособность P. сhlororaphis . Предварительные опыты по применению комплексного биопрепарата, разработанного на основе совместной культуры, для предпосевной обработки семян показали его стимулирующее действие на энергию прорастания и всхожесть семян ячменя, пшеницы и кукурузы. Четкую тенденцию к увеличению энергии прорастания и всхожести семян злаковых культур отмечали при всех разведениях. Наибольшую эффективность комплексный биопрепарат показал в отношении всхожести семян кукурузы. Максимальное повышение энергии прорастания и всхожести семян всех изучаемых культур было выявлено при разведении биопрепарата 1:200. Выполненное исследование позволило выявить ключевые параметры совместного культивирования PGPB P. chlor-oraphis и PGPF S. cerevisiae и тем самым создать предпосылки для последующего создания биопрепарата на основе сочетания микроорганизмов различных таксономических групп.

Еще

Pseudomonas chlororaphis, saccharomyces cerevisiae, биопрепарат, биомасса, режимы культивирования, ячмень, пшеница, кукуруза, всхожесть семян

Короткий адрес: https://sciup.org/142234463

IDR: 142234463

Список литературы Особенности совместного культивирования Pseudomonas chlororaphis и Saccharomyces cerevisiae для создания комплексного биопрепарата

  • Kocira S., Hara P., Szparaga A., Czerwiñska E., Beloev H., Findura P., Bajus P. Evaluation of the effectiveness of the use of biopreparations as seed dressings. Agriculture, 2020, 10(4): 90 (doi: 10.3390/agriculture10040090).
  • Yadav A.N., Verma P., Singh B., Chauhan V.S., Suman A., Saxena A.K. Plant growth promoting bacteria: Biodiversity and multifunctional attributes for sustainable agriculture. Advances in Biotechnology & Microbiology, 2017, 5(5): 555671 (doi: 10.19080/AIBM.2017.05.5556671).
  • El-Maraghy S.S., Tohamy A.T., Hussein K.A. Plant protection properties of the plant growth-promoting fungi (PGPF): Mechanisms and potentiality. Current Research in Environmental & Applied Mycology (Journal of Fungal Biology), 2021, 11: 391-415 (doi: 10.5943/cream/11/1/29).
  • Kumar A., Singh S., Gaurav A.K., Srivastava S., Verma J.P. Plant growth-promoting bacteria: Biological tools for the mitigation of salinity stress in plants. Frontiers in Microbiology, 2020, 11: 1216 (doi: 10.3389/fmicb.2020.01216).
  • Бурова Ю.А., Ибрагимова С.А., Ревин В.В. Действие культуральной жидкости бактерии Pseudomonas aureofaciens на развитие семян пшеницы и фитопатогенных грибов. Известия Тульского государственного университета. Естественные науки, 2012, 3: 198-206.
  • Бабенко Л.М., Романенко Е.А., Юнгин, О.С., Косаковская И.В. Ацилгомосеринлактоны как регуляторы урожайности и стрессоустойчивости сельскохозяйственных культур (обзор). Сельскохозяйственная биология, 2021, 56(1): 3-19 (doi: 10.15389/agrobiology.2021.1.3rus).
  • Bertani I., Zampieri E., Bez C., Volante A., Venturi V., Monaco S. Isolation and characterization of Pseudomonas chlororaphis strain ST9 and its potential as a bioinoculant for agriculture. BioRxiv, 2020, 10(7): 1466 (doi: 10.1101/2020.12.23.424151).
  • Jiménez J.A, Novinscak A., Filion M. Inoculation with the plant-growth-promoting rhizo-bacte-rium Pseudomonas fluorescens LBUM677 impacts the rhizosphere microbiome of three oilseed crops. Frontiers in Microbiology, 2020, 11: 569366 (doi: 10.3389/fmicb.2020.569366).
  • Zhang Y., Li T., Xu M., Guo J., Zhang C., Feng Z., Peng X., Li Z., Xing K., Qin S. Antifungal effect of volatile organic compounds produced by Pseudomonas chlororaphis subsp. aureofaciens SPS-41 on oxidative stress and mitochondrial dysfunction of Ceratocystis fimbriata. Pesticide Biochemistry and Physiology, 2021, 173: 104777 (doi: 10.1016/j.pestbp.2021.104777).
  • Salim H.A., Aziz A.K., Mahdi M.H., Ali M.A.K., Salman M.H., Hussein M.M., Mohammed L.K., Ahmed M.S., Khalil A.Y., Hadi T.A. Effect of bio-fertilizers Azotobacter chroococcum and Pseudomonas fluorescens on growth of broccoli (Brassica oleracea L. var. italica). Journal of Advances in Biology, 2018, 11(01): 2236-2240 (doi: 10.24297/jab.v11i1.7590).
  • Martínez-Carranza E., Ponce-Soto G.-Y., Servín-González L., Alcaraz L.D., Soberón-Chávez G. Evolution of bacteria seen through their essential genes: the case of Pseudomonas aeruginosa and Azotobacter vinelandii. Microbiology, 2019, 165(9): 976-984 (doi: 10.1099/mic.0.000833).
  • Сидоренко М.Л., Слепцова Н.А., Быковская А.Н., Бережная В.В., Клыков А.Г. Прорастание семян злаков под влиянием композиций азотфиксирующих и фосфатмо-билизующих бактерий из почв, возделываемых в условиях Дальнего Востока. Сельскохозяйственная биология, 2021, 56(1): 146-157 (doi: 10.15389/agrobiology.2021.1.146rus).
  • Naserzadeh Y., Nafchi A.M., Mahmoudi N., Nejad D.K., Gadzhikurbanov A.S. Effect of combined use of fertilizer and plant growth stimulating bacteria Rhizobium, Azospirillum, Azotobacter and Pseudomonas on the quality and components of corn forage in Iran. RUDN Journal of Agronomy and Animal Industries, 2019, 14(3): 209-224 (doi: 10.22363/2312-797x-2019-14-3-209-224).
  • Ali S., Hameed S., Shahid M., Iqbal M., Lazarovits G., Imran A. Functional characterization of potential PGPR exhibiting broad-spectrum antifungal activity. Microbiological Research, 2020, 232: 126389 (doi: 10.1016/j.micres.2019.126389).
  • Streletskii R.A., Kachalkin A.V., Glushakova A.M., Demin V.V., Chernov I.Y. Quantitative determination of indole-3-acetic acid in yeasts using high performance liquid chromatography— tandem mass spectrometry. Microbiology, 2016, 85: 727-736 (doi: 10.1134/S0026261716060187).
  • Лукаткин А.С., Зауралов О.А. Экзогенные регуляторы роста как средство повышения холодоустойчивости теплолюбивых растений. Доклады Россельхозакадемии, 2009, 6: 20-22.
  • Колмыкова Т.С., Лукаткин А.С. Эффективность регуляторов роста растений при действии абиотических стрессовых факторов. Агрохимия, 2012, 1: 83-94.
  • Gruznova K.A., Bashmakov D.I., Miliauskiene J., Vastakaite V., Duchovskis P., Lukatkin A.S. The effеct of a growth regulator Ribav-Extra on winter wheat seedlings exposed to heavy metals Zemdirbyste-Agriculture, 2018, 105(3): 227-234 (doi: 10.13080/z-a.2018.105.029).
  • Yamagiwa Y., Inagaki Y., Ichinose Y., Toyoda K., Hyakumachi M., Shiraishi T. Talaromyces wortmannii FS2 emits p-caryphyllene, which promotes plant growth and induces resistance. Journal of General Plant Pathology, 2011, 77(6): 336-341 (doi: 10.1007/s10327-011-0340-z).
  • Bhattacharyya P.N., Jha D.K. Plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR): emergence in agriculture. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 2012, 28(4): 1327-1350 (doi: 10.1007/s11274-011-0979-9).
  • Khan A.L., Waqas M., Lee I.-J. Resilience of Penicillium resedanum LK6 and exogenous gibber-ellin in improving Capsicum annuum growth under abiotic stresses. Journal of Plant Research, 2015, 128(2): 259-268 (doi: 10.1007/s10265-014-0688-1).
  • Tian P., Razavi B.S., Zhang X., Wang Q., Blagodatskaya E. Microbial growth and enzyme kinetics in rhizosphere hotspots are modulated by soil organics and nutrient availability. Soil Biology and Biochemistry, 2020, 141: 107662 (doi: 10.1016/j.soilbio.2019.107662).
  • Ozimek E., Hanaka A. Mortierella species as the plant growth-promoting fungi present in the agricultural soils. Agriculture, 2021, 11(1): 7 (doi: 10.3390/agriculture11010007).
  • Taparia T., Krijger M., Haynes E., Elphinstone J.G., Noble R., van der Wolf J. Molecular characterization of Pseudomonas from Agaricus bisporus caps reveal novel blotch pathogens in Western Europe. BMC Genomics, 2020, 21(1): 505 (doi: 10.1186/s12864-020-06905-3).
  • Справочник пестицидов и агрохимикатов, разрешенных к применению на территории Российской Федерации. М., 2011.
  • Jacob F.F., Striegel L., Rychlik M., Hutzler M., Methner F.-J. Spent yeast from brewing processes: a biodiverse starting material for yeast extract production. Fermentation, 2019, 5(2): 51 (doi: 10.3390/fermentation5020051).
  • Anderson A.J., Kim Y.C. Insights into plant-beneficial traits of probiotic Pseudomonas chlorora-phis isolates. Journal of Medical Microbiology, 2020, 69(3): 361-371 (doi: 10.1099/jmm.0.001157).
  • Нетрусов А.И., Егорова М.А., Захарчук Л.М. Практикум по микробиологии /Под ред. А.И. Нетрусова. М., 2005.
  • Casalone E., Barberio C., Cappellini L., Polsinelli M. Characterization of Saccharomyces cere-visiae natural populations for pseudohyphal growth and colony morphology. Research in Microbiology, 2005, 156(2): 191-200 (doi: 10.1016/j.resmic.2004.09.008).
  • Kasana R.C., Sharma U.K., Sharma N., Sinha A.K. Isolation and identification of a novel strain of Pseudomonas chlororaphis capable of transforming isoeugenol to vanillin. Current Microbiology, 2007, 54(6): 457-461 (doi: 10.1007/s00284-006-0627-z).
  • Jain R., Pandey A. A phenazine-1-carboxylic acid producing polyextremophilic Pseudomonas chlororaphis (MCC2693) strain, isolated from mountain ecosystem, possesses biocontrol and plant growth promotion abilities. Microbiological Research, 2016, 190: 63-71 (doi: 10.1016/j.mi-cres.2016.04.017).
  • ГОСТ 12038-84. Семена сельскохозяйственных культур. Методы определения всхожести. М., 2004.
  • Лакин Г.Ф. Биометрия. М., 1990.
  • Saric L.C., Filipcev B.V., Simurina O.D., Plavsic D.V., Saric B.M., Lazarevic J.M., Mi-lovanovic I.L. Sugar beet molasses: properties and applications in osmotic dehydration of fruits and vegetables. Food and Feed Research, 2016, 43(2): 135-144 (doi: 10.5937/FFR1602135S).
  • Kim H.-S., Cha E., Kim Y., Jeon Y.H., Olson B.H., Byun Y., Park H.-D. Raffinose, a plant galactoside, inhibits Pseudomonas aeruginosa biofilm formation via binding to LecA and decreasing cellular cyclic diguanylate levels. Scientific Reports, 2016, 6(1): 25318 (doi: 10.1038/srep25318).
  • Kuriyama H., Kobayashi H. Effects of oxygen supply on yeast growth and metabolism in continuous fermentation. Journal of Fermentation and Bioengineering, 1993, 75(5): 364-367 (doi: 10.1016/0922-338X(93)90135-U).
  • Shen X., Wang Z., Huang X., Hu H., Wang W., Zhang X. Developing genome-reduced Pseudomonas chlororaphis strains for the production of secondary metabolites. BMC Genomics, 2017, 18: 715 (doi: 10.1186/s12864-017-4127-2).
  • Moreno-Avitia F., Utrilla J., Bolivar F., Nogales J., Escalante A. Metabolic reconstruction of Pseudomonas chlororaphis ATCC 9446 to understand its metabolic potential as a phenazine-1-carboxamide-producing strain. Applied Microbiology and Biotechnology, 2020, 104(23): 1011910132 (doi: 10.1007/s00253-020-10913-4).
  • Romano J.D., Kolter R. Pseudomonas-Saccharomyces interactions: Influence of fungal metabolism on bacterial physiology and survival. Journal of Bacteriology, 2005, 187(3): 940-948 (doi: 10.1128/JB.187.3.940-948.2005).
  • Schleissner C., Reglero A., Luengo J.M. Catabolism of D-glucose by Pseudomonas putida occurs via extracellular transformation into D-gluconic acid and induction of a specific gluconate transport system. Microbiology, 1997, 143(5): 1595-1603 (doi: 10.1099/00221287-143-5-1595).
  • Limtong S., Koowadjanakul N. Yeasts from phylloplane and their capability to produce indole-3-acetic acid. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 2012, 28(12): 3323-3335 (doi: 10.1007/s11274-012-1144-9).
  • Nutaratat P., Srisuk N., Arunrattiyakorn P., Limtong S. Plant growth-promoting traits of epiphytic and endophytic yeasts isolated from rice and sugar cane leaves in Thailand. Fungal Biology, 2014, 118(8): 683-694 (doi: 10.1016/j.funbio.2014.04.010).
  • Pirog T.P., Iutynska G.O., Leonova N.O., Beregova K.A., Shevchuk T.A. Microbial synthesis of phytohormones. Biotechnologia Acta, 2018, 11(1): 5-24 (doi: 10.15407/biotech11.01.005).
  • Стрелецкий Р.А., Качалкин А.В., Федотов Г.Н. Влияние дрожжей-продуцентов фитогормонов на развитие проростков Lepidium sativum. Современные проблемы науки и образования, 2017, 1: 130.
Еще
Статья научная