Особенности выделения белков для анализа протеома растений гороха Pisum sativum L. при симбиозе с клубеньковыми бактериями
Автор: Кириенко А.Н., Леппянен И.В., Грибченко Э.С., Долгих Е.А.
Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology
Рубрика: Симбиогенетика
Статья в выпуске: 5 т.52, 2017 года.
Бесплатный доступ
Горох посевной Pisum sativum L. - удобная модель для изучения молекулярно-генети-ческих механизмов становления азотфиксирующего симбиоза с клубеньковыми бактериями, поскольку для этого вида создана представительная коллекция мутантов с нарушением процесса развития симбиоза на разных стадиях. Сравнительный анализ протеомов у исходных сортов, линий гороха и мутантов может быть удобным подходом при выявлении и анализе регуляторов, контролирующих процесс образования азотфиксирующих клубеньков. Однако, как показывает обзор данных литературы, дифференциальные изменения протеома корней гороха при симбиозе почти не изучались. Подготовка проб - ключевой этап в протеомных исследованиях. От эффективности выделения белков из исходного материала и очистки от небелковых примесей зависят качество получаемых после двумерного (2-D) электрофореза гелей и возможность их анализа. К методам выделения белков для протеомных исследований предъявляются особые требования по минимизации числа этапов работы, что необходимо для сохранности белков, а также по эффективному удалению примесей, которые могут негативно влиять на качество разделения и последующую оценку изменений в синтезе белков. Наша работа была посвящена поиску наиболее эффективного способа выделения общего пула белков из корней гороха посевного ( P. sativum L.), инокулированного ризобиями. Для этого мы сравнили три метода выделения белка: стандартный, предлагаемый компанией «Bio-Rad Laboratories» (США); метод, основанный на использовании фенола и ацетата аммония; метод с применением трихлоруксусной кислоты. В работе использовали растения гороха сорта Frisson, для инокуляции применяли штамм Rhizobium leguminosarum bv. viciae CIAM1026. После выделения белков из корней проростков гороха, зараженных ризобиями (1 сут после инокуляции), было показано, что лучший результат достигается при использовании фенола с последующим осаждением белков ацетатом аммония. Гели анализировали на наличие примесей, затрудняющих поиск различающихся белковых продуктов, эффективность выделения общего белка и видимые следы деградации белков. Для выделенных белков был проведен дифференциальный 2-D электрофорез с использованием флуоресцентных меток цианин-2 (Cy2) и цианин-5 (Cy5), основанный на изоэлектрическом фокусировании белков с помощью стрипов с диапазоном рН 3-10 и последующим разделением в полиакриламидном геле (ПААГ). Установлено, что при выделении белков с помощью фенола и ацетата аммония удалось получить достаточно представительные протеомы корней проростков гороха. Дифференциальный 2-D электрофорез позволил выявить различия между контрольным вариантом (неинокулированные корни) и вариантом, полученным после инокуляции ризобиями (инокулированные корни). Разработанный метод может быть использован в дальнейшем для протеомных исследований на растениях гороха.
Горох посевной, бобово-ризобиальный симбиоз, протеомный анализ, дифференциальный 2-d электрофорез
Короткий адрес: https://sciup.org/142214078
IDR: 142214078 | DOI: 10.15389/agrobiology.2017.5.1012rus
Список литературы Особенности выделения белков для анализа протеома растений гороха Pisum sativum L. при симбиозе с клубеньковыми бактериями
- Genre A., Russo G. Does a common pathway transduce symbiotic signals in plant-microbe interactions? Front Plant Sci., 2016, 7: 96 ( ) DOI: 10.3389/fpls.2016.00096
- Young J., Kambere M., Trask B., Lane R. Divergent V1R repertoires in five species: Amplification in rodents decimation in primates, and a surprisingly small repertoire in dogs. Genome Res., 2005, 15: 231-240 ( ) DOI: 10.1101/gr.3339905
- Cook D., Dreyer D., Bonnet D., Howell M., Nony E., VandenBosch K. Transient induction of a peroxidase gene in Medicago truncatula precedes infection by Rhizobium meliloti. Plant Cell, 1995, 7: 43-55 ( ) DOI: 10.1105/tpc.7.1.43
- Breakspear A., Liu C., Roy S., Stacey N., Rogers C., Trick M., Morieri G., Mysore K.S., Wen J., Oldroyd G.E., Downie J.A., Murray J.D. The root hair «infectome» of Medicago truncatula uncovers changes in cell cycle genes and reveals a requirement for Auxin signaling in rhizobial infection. Plant Cell, 2014, 26(12): 4680-4701 ( ) DOI: 10.1105/tpc.114.133496
- van Zeijl A., Op den Camp R.H., Deinum E.E., Charnikhova T., Franssen H., Op den Camp H.J., Bouwmeester H., Kohlen W., Bisseling T., Geurts R. Rhizobium lipo-chitooligosaccharide signaling triggers accumulation of cytokinins in Medicago truncatula roots. Mol. Plant., 2015, 8: 1213-1226 ( ) DOI: 10.1016/j.molp.2015.03.010
- Larrainzar E., Riely B.K., Kim S.C., Carrasquilla-Garcia N., Yu H.J., Hwang H.J., Oh M., Kim G.B., Surendrarao A.K., Chasman D., Siahpirani A.F., Penmetsa R.V., Lee G.S., Kim N., Roy S., Mun J.H., Cook D.R. Deep sequencing of the Medicago truncatula root transcriptome reveals a massive and early interaction between nodulation factor and ethylene signals. Plant Physiol., 2015, 169: 233-265 ( ) DOI: 10.1104/pp.15.00350
- Saalbach G., Erik P., Wienkoop S. Characterisation by Proteomics of peribacteroid space and peribacteroid membrane preparations from pea (Pisum sativum) symbiosomes. Proteomics, 2002, 2: 325-337 (doi: 10.1002/1615-9861(200203)2:33.0.CO;2-W).
- Castillejo M.Á., Curto M., Fondevilla S., Rubiales D., Jorrín J.V. Two-dimensional electrophoresis based proteomic analysis of the pea (Pisum sativum) in response to Mycosphaerella pinodes. J. Agric. Food Chem., 2010, 58(24): 12822-1283 ( ) DOI: 10.1021/jf1036917
- Castillejo M.Á., Fernández-Aparicio M., Rubiales D. Proteomic analysis by two-dimensional differential in gel electrophoresis (2D DIGE) of the early response of Pisum sativum to Orobanche crenata. J. Exp. Bot., 2011, 63(1): 107-119 ( ) DOI: 10.1093/jxb/err246
- Schiltz S., Gallardo K., Huart M., Negroni L., Sommerer N., Burstin J. Proteome reference maps of vegetative tissues in pea. An investigation of nitrogen mobilization from leaves during seed filling. Plant Physiol., 2004, 135: 2241-2260 ( ) DOI: 10.1104/pp.104.041947
- Bourgeois M., Jacquin F., Savois V., Sommerer N., Labas V., Henry C., Burstin J. Dissecting the proteome of pea mature seeds reveals the phenotypic plasticity of seed protein composition. Proteomics, 2009, 9: 254-271 ( ) DOI: 10.1002/pmic.200700903
- Bourgeois M., Jacquin F., Cassecuelle F., Savois V., Belghazi M., Aubert G., Quillien L., Huart M., Marget P., Burstin J. A PQL (protein quantity loci) analysis of mature pea seed proteins identifies identifies loci determining seed protein composition. Proteomics, 2011, 9: 1581-1594 ( ) DOI: 10.1002/pmic.201000687
- Dumont E., Bahrman N., Goulas E., Valot B., Sellier H., Hilbert J.L., Lejeune-Hénaut I., Delbreil B. A proteomic approach to decipher chilling response from cold acclimation in pea (Pisum sativum L.). Plant Sci., 2011, 180: 86-98 ( ) DOI: 10.1016/j.plantsci.2010.09.006
- Тарчевский И.А., Яковлева В.Г., Егорова А.М. Протеомный анализ салицилат-индуцированных белков листьев гороха (Pisum sativum L.). Биохимия, 2010, 75(5): 689-697.
- Тарчевский И.А., Егорова А.М. Протеомный анализ влияния циклогексимида на корни гороха. Физиология растений, 2015, 62(6): 883-895.
- Yakovleva V.G., Egorova A.M., Tarchevsky I.A. Proteomic analysis of the effect of methyl jasmonate on pea seedling roots. Doklady Biochemistry and Biophysics, 2013, 449: 90-93 ( ) DOI: 10.1134/S1607672913020105
- Saravanan R.S., Rose J.K.C. A critical evaluation of sample extraction techniques for enhanced proteomic analysis of recalcitrant plant tissues. Proteomics, 2004, 4: 2522-2532 ( ) DOI: 10.1002/pmic.200300789
- Carpentier S.C., Witters E., Laukens K., Deckers R.S., Panis B. Preparation of protein extracts from recalcitrant plant tissues: An evaluation of different methods for two-dimensional gel electrophoresis analysis. Proteomics, 2005, 5: 2497-2507 ( ) DOI: 10.1002/pmic.200401222
- Hurkman W.J., Tanaka C.K. Solubilization of plant membrane proteins for analysis by two-dimensional gel electrophoresis. Plant Physiol., 1986, 81: 802-806 ( ) DOI: 10.1104/pp.81.3.802
- Westermeier R., Naven T. Proteomics in practice: a laboratory manual of proteome analysis. Wiley-VCH Verlag-GmbH, Weinheim, 2002: 342 ( ) DOI: 10.1002/3527600175
- van Brussel A.A.N., Tak T., Wetselaar A., Pees E., Wijffelman C.A. Small Leguminosae as test plants for nodulation of Rhizobium leguminosarum and other rhizobia and agrobacteria harbouring a leguminosarum sym-plasmid. Plant Sci. Lett., 1982, 27: 317-325 ( ) DOI: 10.1016/0304-4211(82)90134-1
- Isaacson T., Damasceno C.M.B., Saravanan R.S., He Y., Catala C. Sample extraction techniques for enhanced proteomic analysis of plant tissues. Nature Protocols, 2006, 1: 769-774 ( ) DOI: 10.1038/nprot.2006.102
- Freeman W.M., Hemby S.E. Proteomics for protein expression profiling in neuroscience. Neurochem Res., 2004, 29: 1065-1081 ( ) DOI: 10.1023/B:NERE.0000023594.21352.17
- Wang W., Scali M., Vignani R., Spadafora A., Sensi E. Protein extraction for two-dimensional Electrophoresis from olive leaf, a plant tissue containing high levels of interfering compounds. Electrophoresis, 2003, 24: 2369-2375 ( ) DOI: 10.1002/elps.200305500
- Rose J.K.C., Bashir S., James J.G., Jahn M.M., Saravanan R.S. Tackling the plant proteome: practical approaches, hurdles and experimental tools. Plant J., 2004, 39: 715-733 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-313X.2004.02182.x
- Vâlcu C.M., Schlink K. Efficient extraction of proteins from woody plant samples for two-dimensional electrophoresis. Proteomics, 2006, 6: 1599-1605 ( ) DOI: 10.1002/pmic.200500660
- Görg A., Weiss W., Dunn M.J. Current two-dimensional electrophoresis technology for Proteomics. Proteomics, 2004, 4(12): 3665-3685 ( ) DOI: 10.1002/pmic.200401031
- Leimgruber R.M., Malone J.P., Radabaugh M.R., LaPorte M.L., Violand B.N., Monahan J.B. Development of improved cell lysis, solubilization and imaging approaches for proteomic analyses. Proteomics, 2002, 2: 135-144 (doi: 10.1002/1615-9861(200202)2:2%3C135::AID-PROT135%3E3.0.CO;2-1).
- Morris A.C., Djordjevic M.A. Proteome analysis of cultivar-specific interactions between Rhizobium leguminosarum biovar trifolii and subterranean clover cultivar Woogenellup. Electrophoresis, 2001, 22(3): 586-598 (doi: 10.1002/1522-2683(200102)22:33.0.CO;2-L).
- Bodzon-Kulakowska A., Bierczynska-Krzysik A., Dylag T., Drabik A., Suder P. Methods for samples preparation in proteomic research. J. Chromatogr. B, 2007, 849: 1-31 ( ) DOI: 10.1016/j.jchromb.2006.10.040
- Schenkluhn L., Hohnjec N., Niehaus K., Schmitz U., Colditz F. Differential gel electrophoresis (DIGE) to quantitatively monitor early symbiosis-and pathogenesis-induced changes of the Medicago truncatula root proteome. J. Proteomics., 2010, 73(4): 753-768 ( ) DOI: 10.1016/j.jprot.2009.10.009
- Mijnsbrugge K.V., Meyermans H., Van Montagu M., Bauw G., Boerjan W. Wood formation in poplar: identification, characterization, and seasonal variation of xylem proteins. Planta, 2000, 210: 589-598 ( ) DOI: 10.1007/s004250050048
- Mihr C., Braun H.P. Proteomics in plant biology. In: Handbook of proteomics/P. Conn, (ed.). Humana Press, New Jersey, Totowa, 2003: 409-416 ( ) DOI: 10.1007/978-1-59259-414-6_28
- Nautrup-Pedersen G., Dam S., Laursen B.S., Siegumfeldt A.L., Nielsen K., Goffard N., Stærfeldt H.H., Friis C., Sato S., Tabata S., Lorentzen A., Roepstorff P., Stougaard J. Proteome analysis of pod and seed development in the model legume Lotus japonicus. J. Proteome Res., 2010, 9(11): 5715-5726 ( ) DOI: 10.1021/pr100511u
- Dam S., Dyrlund T.F., Ussatjuk A., Jochimsen B., Nielsen K., Goffard N., Ventosa M., Lorentzen A., Gupta V., Andersen S.U., Enghild J.J., Ronson C.W., Roepstorff P., Stougaard J. Proteome reference maps of the Lotus japonicus nodule and root. Proteomics, 2013, 14(2-3): 230-240 ( ) DOI: 10.1002/pmic.201300353