Поддержание мультипотентных мезенхимных стволовых клеток сельскохозяйственных животных в криогелях на основе полимеров природного происхождения

Поддержание мультипотентных мезенхимных стволовых клеток сельскохозяйственных животных в криогелях на основе полимеров природного происхождения

Автор: Коровина Д.Г., Стаффорд В.В., Гулюкин А.М., Родионов И.А., Кулакова В.К., Лозинский В.И., Савченкова И.П.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Культуры клеток

Статья в выпуске: 6 т.54, 2019 года.

Бесплатный доступ

Мультипотентные мезенхимные стволовые клетки (ММСК) сельскохозяйственных животных, рост которых в культуре определяется прикрепленностью к твердому субстрату, - перспективный клеточный материал для ветеринарной медицины, биотехнологии, вирусологии. Один из методов преодоления клеточной адгезии в суспензионных биореакторах с целью получения большого количества клеток с постоянными показателями приемлемого качества - использование пористых носителей, сформированных из полимеров природного происхождения. Мы впервые представляем данные, которые позволяют обосновать параметры культивирования адгезивных культур животных ММСК с использованием объемных криогелевых носителей на белковой основе для последующего суспензионного культивирования полученных конструкций. Целью работы было изучение возможности культивирования ММСК сельскохозяйственных животных в трехмерных губчатых матрицах, представляющих собой криогели на основе желатина, суммарного белка плазмы крови и сыворотки крови плодов крупного рогатого скота (КРС). В качестве биологического объекта использовали ММСК, выделенные из костного мозга (КМ) и жировой ткани (ЖТ) КРС и КМ овцы, а также мышиные фибробласты линии STO. Пористыми носителями для культивирования клеток служили криогели на основе желатина, а также суммарного белка плазмы или сыворотки крови КРС. Установлена оптимальная концентрация клеток для заселения клеточной суспензии методом естественного всасывания при набухании отжатых губок объемом 0,24 см3 - 1,0×106 клеток в 100 мкл среды в течение 2 ч насыщения. Эффективность загрузки ММСК в губчатые носители составляла 98 %. Анализ гистологических срезов (не менее 10 для каждого образца) трех криогелей продемонстрировал способность всех трехмерных пористых носителей поддерживать клетки в культуре на протяжении 14 сут. Губки были заполнены клетками, которые сохраняли морфологию и размножались в местах прикрепления к полимерной поверхности. Все клетки мигрировали из монослоя в объеме криогеля с нижней стороны и не обнаруживались на верхних сторонах исследуемых криогелей. На 10-е сут культивирования было выявлено распространение фибробластов линии STO в объеме губчатых носителей на основе желатина, белка плазмы крови и сыворотки крови плодов коров (СКПК) («GE Healthcare», США) на расстояние соответственно 2990, 2871 и 1930 мкм. ММСК, выделенные из ЖТ КРС, мигрировали вглубь пористой структуры губчатых матриц соответственно на 607, 1364 и 657 мкм. Распространение ММСК, выделенных из КМ КРС и овец, в криогелях на основе разных материалов, существенно не отличалось от степени миграции ММСК ЖТ. Способность ММСК сельскохозяйственных животных на ранних (2-3-й) и поздних (9-10-й) пассажах культивирования прикрепляться к макропористым криогелям существенно не различалась. Сравнительный анализ полученных результатов в трех повторных экспериментах продемонстрировал, что макропористые матрицы на основе желатина, белков плазмы крови КРС и СКПК поддерживают жизнеспособность ММСК в течение краткосрочного культивирования, способствуют клеточной адгезии, пролиферации и миграции. Полученные данные позволяют прогнозировать использование этих криогелей в качестве матриц для ММСК, полученных от сельскохозяйственных животных, для исследовательских и прикладных целей.

Еще

Мультипотентные мезенхимные стволовые клетки, жировая ткань, костный мозг, сельскохозяйственные животные, адгезия, миграция, жизнеспособность, криогели, желатин, макропористые губки, белки плазмы и сыворотки крови крупного рогатого скота

Короткий адрес: https://sciup.org/142226281

IDR: 142226281   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2019.6.1214rus

Список литературы Поддержание мультипотентных мезенхимных стволовых клеток сельскохозяйственных животных в криогелях на основе полимеров природного происхождения

  • Савченкова И.П., Гулюкин М.И. Перспективы использования стволовых клеток в ветеринарии. Ветеринария, 2011, 7: 3-5.
  • Роговая О.C., Краснов М.С., Косовская Е.В., Косовский Г.Ю. Мезенхимные стволовые клетки как иммуносупрессоры в клеточной терапии. Сельскохозяйственная биология, 2011, 2: 15-20.
  • Panchalingam K.M., Jung S., Rosenberg L., Behie L.A. Bioprocessing strategies for the large-scale production of human mesenchymal stem cells: a review. Stem Cell Res. Ther., 2015, 6: 225 ( ). DOI: 10.1186/s13287-015-0228-5
  • Tavassoli H., Alhosseini S.N., Tay A., Chan P.P.Y., Weng Oh S.K., Warkiani M.E. Large-scale production of stem cells utilizing microcarriers: A biomaterials engineering perspective from academic research to commercialized products. biomaterials, 2018, 181: 333-346 ( ). DOI: 10.1016/j.biomaterials.2018.07.016
  • Grein T.A., Leber J., Blumenstock M., Petry F., Weidner T., Salzig D., Czermak P. Multiphase mixing characteristics in a microcarrier-based stirred tank bioreactor suitable for human mesenchymal stem cell expansion. Process Biochemistry, 2016, 51(9): 1109-1119 ( ). DOI: 10.1016/j.procbio.2016.05.010
  • Moloudi R., Oh S., Yang C., Teo K.L., Lam A.T-L., Warkiani M.E., Naing M.W. Inertial-based filtration method for removal of microcarriers from mesenchymal stem cell suspensions. Scientific Reports, 2018, 8: 12481 ( ).
  • DOI: 10.1038/s41598-018-31019-y
  • Rafiq Q.A., Ruck S., Hanga M.P., Heathman T.R.J., Coopman K., Nienow A.W., Williams D.J., Hewitt C.J. Qualitative and quantitative demonstration of bead-to-bead transfer with bone marrow-derived human mesenchymal stem cells on microcarriers: utilising the phenomenon to improve culture performance. Biochemical Engineering Journal, 2018, 135: 11-21 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.bej.2017.11.005
  • Nienow А.W., Hewitt C.J., Heathman T.R.J., Glyn V.A.M., Fonte G.N., Hanga M.P., Coopman K., Rafiq Q.A. Agitation conditions for the culture and detachment of hMSCs from microcarriers in multiple bioreactor platforms. Biochemical Engineering Journal, 2016, 108: 24-29 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.bej.2015.08.003
  • Li B., Wang X., Wang Y., Gou W., Yuan X., Peng J., Guo Q., Lu S. Past, present, and future of microcarrier-based tissue engineering. Journal of Orthopaedic Translation, 2015, 3(2): 51-57 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.jot.2015.02.003
  • Volkova I.M., Korovina D.G. Three-dimensional matrixes of natural and synthesic origin for cell biotechnology. Applied Biochemistry and Microbiology, 2015, 51(9): 841-856 ( ).
  • DOI: 10.1134/S0003683815090082
  • Лозинский В.И. Криогели на основе природных и синтетических полимеров: получение, свойства и области применения. Успехи химии, 2002, 71(6): 559-585 ( ).
  • DOI: 10.1070/RC2002v071n06ABEH000720
  • Lozinsky V.I. Polymeric cryogels as a new family of macroporous and supermacroporous materials for biotechnological purposes. Russ. Chem. Bull., 2008, 57(5): 1015-1032 ( ).
  • DOI: 10.1007/s11172-008-0131-7
  • Тихвинская О.А., Рогульская Е.Ю., Волкова Н.А., Грищук В.П., Ревенко Е.Б., Мазур С.П., Лозинский В.И., Петренко Ю.А., Петренко А.Ю. Макропористые носители на основе плазмы крови как биосовместимые покрытия для восстановления полнослойных эксцизионных ран. Проблеми крiобiологiї i крiомедицини, 2018, 28(1): 044-048 ( ).
  • DOI: 10.15407/cryo28.01.044
  • Geckil H., Xu F., Zhang X., Moon S., Demirci U. Engineering hydrogels as extracellular matrix mimics. Nanomedicine, 2010, 5(3): 469-484 ( ).
  • DOI: 10.2217/nnm.10.12
  • Katsen-Globa F., Meiser I., Petrenko Y.A., Ivanov R.V., Lozinsky V.I., Zimmermann H., Petrenko A.Y. Towards ready-to-use 3-D scaffolds for regenerative medicine: adhesion-based cryopreservation of human mesenchymal stem cells attached and spread within alginate-gelatin cryogel scaffolds. J. Mater. Sci.: Mater. Med., 2014, 25(3): 857-871 ( ).
  • DOI: 10.1007/s10856-013-5108-x
  • Afewerki S., Sheikhi A., Kannan S., Ahadian S., Khademhosseini A. Gelatin-polysaccharide composite scaffolds for 3D cell culture and tissue engineering: towards natural therapeutics. Bioengineering & Translational Medicine, 2019, 4(1): 96-115 ( ).
  • DOI: 10.1002/btm2.10124
  • Ghaderi Gandomani M., Sahebghadam Lotfi A., Kordi Tamandani D., Arjmand S., Alizadeh S. The enhancement of differentiating adipose derived mesenchymal stem cells toward hepatocyte like cells using gelatin cryogel scaffold. Biochemical and Biophysical Research Communications, 2017, 491(4): 1000-1006 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.bbrc.2017.07.167
  • Ferrero-Gutierrez A., Menendez-Menendez Y., Alvarez-Viejo M., Meana A., Otero J. New serum-derived albumin scaffold seeded with adipose-derived stem cells and olfactory ensheathing cells used to treat spinal cord injured rats. Histol. Histopathol., 2013, 28(1): 89-100 ( ).
  • DOI: 10.14670/HH-28.89
  • Gallego L., Junquera L., Meana A., Alvarez-Viejo M., Fresno M. Ectopic bone formation from mandibular osteoblasts cultured in a novel human serum-derived albumin scaffold. Journal of Biomaterials Applications, 2010, 25(4): 367-381 ( ).
  • DOI: 10.1177/0885328209353643
  • Peña G.I., Álvarez-Viejo M., Alonso-Montes C., Menéndez-Menéndez Y., Gutiérrez Á.F., de Vicente Rodríguez J.C., Otero Hernández J., Meana Infiestae Á. Regeneration of mandibular defects using adipose tissue mesenchymal stromal cells in combination with human serum-derived scaffolds. Journal of Cranio-Maxillofacial Surgery, 2016, 44(9): 1356-1365 ( ).
  • DOI: 10.1016/j.jcms.2016.06.012
  • Gallego L., Junquera L., García E., García V., Álvarez-Viejo M., Costilla S., Fresno M.F., Meana Á. Repair of rat mandibular bone defects by alveolar osteoblasts in a novel plasma-derived albumin scaffold. Tissue Engineering Part A, 2010, 16(4): 1179-1187 ( ).
  • DOI: 10.1089/ten.TEA.2009.0517
  • Elowsson L., Kirsebom H., Carmignac V., Mattiasson B., Durbeej M. Evaluation of macroporous blood and plasma scaffolds for skeletal muscle tissue engineering. Biomaterials Science, 2013, 4: 402-410 ( ).
  • DOI: 10.1039/C2BM00054G
  • Tibbitt M.W., Anseth K.S. Hydrogels as extracellular matrix mimics for 3D cell culture. Biotechnol. Bioeng., 2009, 103(4): 655-663 ( ).
  • DOI: 10.1002/bit.22361
  • Волкова И.М., Викторова Е.В., Савченкова И.П., Гулюкин М.И. Характеристика мезенхимных стволовых клеток, выделенных из костного мозга и жировой ткани крупного рогатого скота. Сельскохозяйственная биология, 2012, 2: 32-38 ( ).
  • DOI: 10.15389/agrobiology.2012.2.32rus
  • Коровина Д.Г., Волкова И.М., Васильева С.А., Гулюкин M.И., Савченкова И.П. Мультипотентные мезенхимные стволовые клетки, выделенные из костного мозга овцы: получение и криоконсервирование. Цитология, 2019, 61(1): 35-44 ( ).
  • DOI: 10.1134/S0041377119010036
  • Lozinsky V.I., Kulakova V.K., Ivanov R.V., Petrenko A.Y., Rogulska O.Y., Petrenko Y.A. Cryostructuring of polymer systems. 47. Preparation of wide porous gelatin-based cryostructurates in sterilizing organic media and assessment of the suitability of thus formed matrices as spongy scaffolds for 3D cell culturing. e-Polymers, 2018, 18(2): 175-186 ( ).
  • DOI: 10.1515/epoly-2017-0151
  • Лозинский В.И., Константинова Н.Р., Соловьева Н.И. Способ получения пористого белкового геля. МПК A23J 3/00. Институт пищевых веществ РАН (РФ). № 2058083. Заявл. 24.02.1994. Опубл. 20.04.1996. Бюл. № 11.
  • Родионов И.А. Криогели на основе сывороточного альбумина: синтез, свойства, структура и возможности биомедицинского применения. Канд. дис. М., 2017.
  • Пирс Э. Гистохимия: Теоретическая и прикладная. М., 1962.
  • Петренко Ю.А., Иванов Р.В., Лозинский В.И., Петренко А.Ю. Сравнительное исследование методов заселения широкопористых носителей на основе альгинатного криогеля мезенхимальными стромальными клетками костного мозга человека. Клеточные технологии в биологии и медицине, 2010, 4: 225-228.
  • Савченкова И.П., Савченкова Е.А., Гулюкин М.И. Изменения мультипотентных мезенхимных стромальных клеток, выделенных из подкожно-жировой ткани человека, в результате длительного культивирования. Цитология, 2017, 59(5): 307-314 ( ).
  • DOI: 10.1134/S1990519X17050066
  • Allan I.U., Tolhurst B.A., Shevchenko R.V., Dainiak M.B., Illsley M., Ivanov A., Jungvid H., Galaev I.Y., James S.L., Mikhalovsky S.V., James S.E. An in vitro evaluation of fibrinogen and gelatin containing cryogels as dermal regeneration scaffolds. Biomaterials Science, 2016, 4(6): 1007-1014 ( ).
  • DOI: 10.1039/c6bm00133e
  • Chen C.H., Kuo C.Y., Wang Y.J., Chen J.P. Dual function of glucosamine in gelatin/hyaluronic acid cryogel to modulate scaffold mechanical properties and to maintain chondrogenic phenotype for cartilage tissue engineering. Int. J. Mol. Sci., 2016, 17(11): 1957 ( ).
  • DOI: 10.3390/ijms17111957
  • Wahl E.A., Fierro F.A., Peavy T.R., Hopfner U., Dye J.F., Machens H.G., Egaña J.T., Schenck T.L. In vitro evaluation of scaffolds for the delivery of mesenchymal stem cells to wounds. BioMed Research International, 2015, 2015: 108571 ( ).
  • DOI: 10.1155/2015/108571
  • Kang B.J., Kim Y., Lee S.H., Kim W.H., Woo H.M., Kweon O.K. Collagen I gel promotes homogenous osteogenic differentiation of adipose tissue-derived mesenchymal stem cells in serum-derived albumin scaffold. Journal of Biomaterials Science, Polymer Edition, 2013, 24(10): 1233-1243 ( ).
  • DOI: 10.1080/09205063.2012.745717
Еще
Статья научная
QR-код для установки приложения SciUp Наведите камеру и скачайте бесплатное приложение SciUp