Подращивание молоди рака Cherax quadricarinatus (Von Martens, 1868) с применением кормов для осетровых видов рыб

Автор: Шумейко Д.В., Арыстангалиева В.А., Еврумова А.А.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Аквакультура

Статья в выпуске: 4 т.57, 2022 года.

Бесплатный доступ

Культивирование австралийского красноклешневого рака Cherax quadricarinatus (Von Martens, 1868) еще недостаточно отработано и распространяется в странах с умеренным и субтропическим климатом, где выращивание начинается в контролируемых условиях. В России технологии выращивания C. quadricarinatus находятся на стадии разработки и показатели биопродукции намного скромнее. Молодь рака более требовательна к кормам, для ее быстрого роста необходимо содержание в них белка не менее 30-50 %. Стартовые корма для осетровых видов рыб имеют соответствующие показатели, что открывает перспективы их применения в раководстве. В настоящей работе впервые установлены нормы кормления, скорость роста, выживаемость и гематологические показатели молоди рака при использовании специализированных кормов для осетровых видов рыб с содержанием белка 46 %. Цель исследования - изучить эффективность применения комбикормов для осетровых видов рыб и их влияние на показатели гемолимфы при выращивании молоди австралийского красноклешневого рака. Эксперимент проводили на базе бизнес-инкубатора Кубанского государственного университета с 21 июля по 22 августа 2019 года. Использовали многоярусную установку замкнутого водоснабжения. Для экспериментов отобрали одновозрастную молодь австралийского красноклешневого рака со средней массой 150 мг (480 экз.) от трех самок. В выростные емкости рассаживали по 160 особей. Формировали три группы, различающиеся суточной нормой кормления (в процентах от биомассы): I группа - 9 %, II группа - 6 %, III группа - 3 %. Молодь кормили два раз в сутки (в 900 и 1800) гранулированным кормом для осетровых видов рыб Сoppens vital («Alltech Coppens B.V.», Нидерланды) (0,8-1,2 мм) с содержанием белка 46,0 %. Каждые 8 сут (21 июля, 29 июля, 6 августа, 14 августа, 22 августа) оценивали выживаемость, индивидуальную массу, прирост биомассы и корректировали фактическую суточную норму кормления с учетом изменения численности и биомассы экспериментальных групп. В конце эксперимента (на 32-е сут) отбирали по 13 особей массой от 0,67 до 1,39 г, подвергали их варке, после чего индивидуально взвешивали и отделяли мясо от карапакса и других несъедобных частей тела, мясо взвешивали. В конце эксперимента определяли общее числу гемоцитов (ОЧГ) и долю гранулоцитов в гемолимфе рака. Прокалывали кутикулу в основании первой пары плеопод с вентральной стороны первого сегмента абдомена и микропипеткой изымали небольшое количество гемолимфы. Медианы как усредненные показатели в конце эксперимента были следующими: длина раков в I и II группах - 3,50 см, в III - 3,40 см; масса в I группе - 0,94 г, во II - 0,98 г, в III - 0,89 г. Статистически значимых различий между группами не выявили. В начале работы в емкости рассаживали по 160 особей, итоговый отход составил в I группе 57 экз. (35,6 %), во II - 62 экз. (38,7 %), в III - 58 экз. (36,2 %). Не наблюдалось статистически значимых различий по ОЧГ и доле гранулоцитов между группами. Средние значения ОЧГ находились в диапазоне от 1005 до 1073 шт/мкл, доли гранулоцитов - от 20,1 до 21,1 %. Медианы по ОЧГ были следующими: I группа - 965 шт/мкл, II - 840 шт/мкл, III - 1101 шт/мкл; по доле гранулоцитов в I группе - 21,1 %, во II - 20,1 %, в III - 20,6 %. Общее число гемоцитов у раков при разных суточных нормах кормления не зависело от доли гранулоцитов с коэффициентами корреляции от -0,02 до -0,08. Относительный прирост биомассы снижался от 99,8 до 17,6 % в I группе, от 102,6 до 19,1 % - во II группе, от 105,4 до 16,9 % - в III группе. Удельная скорость роста биомассы составила от 8,6 до 2,0 % - в I группе, от 8,8 до 2,2 % - во II группе, от 9,0 до 2,0 % - в III группе. Выход мяса в опытных группах у молоди рака достоверно не различался. Средние показатели находились в пределах от 31,1 до 32,5 %. У I опытной группы были зафиксированы наибольшие затраты корма, равные 2,00 ед., тогда как во II - 1,47 ед., в III - 0,72 ед. Низкие затраты корма в III опытной группе с суточной нормой кормления 3 % при близких показателях прироста, выживаемости, средних масс, длин и их медиан свидетельствуют об эффективном усвоении корма молодью C. quadricarinatus и избыточной норме кормления в остальных группах.

Еще

Cherax quadricarinatus, австралийский красноклешневый рак, молодь, кормление, гемолимфа, гемоциты, гранулоциты, установка замкнутого водоснабжения

Короткий адрес: https://sciup.org/142236354

IDR: 142236354   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2022.4.803rus

Список литературы Подращивание молоди рака Cherax quadricarinatus (Von Martens, 1868) с применением кормов для осетровых видов рыб

  • Лагуткина Л.Ю., Кузьмина Е.Г., Таранина А.А., Ахмеджанова А.Б., Ясинский В.С., Пономарев Р.А. Фактологическое обеспечение практик повышения эффективности выращивания тропических пресноводных видов. Вестник Астраханского государственного технического университета. Серия: Рыбное хозяйство, 2020, 2: 94-105 (doi: 10.24143/2073-55292020-2-94-105).
  • Арыстангалиева В.А. Разработка технологии выращивания посадочного материала австралийского красноклешневого рака (Cherax quadricarinatus) в установке с замкнутым водоис-пользованием. Канд. дис. М., 2017.
  • Лагуткина Л.Ю., Кузьмина Е.Г., Бирюкова М.Г., Першина Е.В. Биопродуктивность прудов VI рыбоводной зоны. Вестник Астраханского государственного технического университета. Серия: Рыбное хозяйство, 2019, 4: 87-94 (doi: 10.24143/2073-5529-2019-4-87-94).
  • Shumeyko D., Tsimbal N., Abramchuk A., Moskul G., Taranik A. Biotechnology of Australian red-claw crayfish ( Cherax quadricarinatus) juvenile ongrowing in recirculating aquaculture system. E3S Web of Conferences, 2020, 175: 02005 (doi: 10.1051/e3sconf/202017502005).
  • Шокашева Д.И. Рост молоди австралийского рака Cherax quadricarinatus в индустриальных условиях в зависимости от температуры среды. Вестник Астраханского государственного технического университета. Серия: Рыбное хозяйство, 2018, 2: 98-103 (doi: 10.24143/20735529-2018-2-98-103).
  • Жигин А.В., Борисов Р.Р., Ковачева Н.П., Загорская Д.С., Арыстангалиева В.А. Выращивание австралийского красноклешневого рака в циркулярной установке. Рыбное хозяйство, 2017, 1: 61-65.
  • Cheng S., Wei Y.-c., Jia Y.-y., Li F., Chi M.-l., Liu S.-l., Zheng J.-b., Wang D.-l., Gu Z.-m. A study on primary diets for juveniles of red claw crayfish Cherax quadricarinatus. Aquaculture Research, 2021, 52(5): 2138-2145 (doi: 10.1111/are.15066).
  • Muzinic L., Thompson K., Morris A., Webster C., Rouse D., Manomaitis L. Partial and total replacement of fish meal with soybean meal and brewer's grains with yeast in practical diets for Australian red claw crayfish Cherax quadricarinatus. Aquaculture, 2004, 230(1-4): 359-376 (doi: 10.1016/S0044-8486(03)00420-4).
  • Qian D., Yang X., Xu C., Chen C., Jia Y., Gu Z., Li E. Growth and health status of the red claw crayfish, Cherax quadricarinatus, fed diets with four typical plant protein sources as a replacement for fish meal. Aquaculture Nutrition, 2021, 27(3): 795-806 (doi: 10.1111/anu.13224).
  • Foysal M.J., Chua E.G., Gupta S.K., Lamichhane B., Tay C.Y., Fotedar R. Bacillus mycoides supplemented diet modulates the health status, gut microbiota and innate immune response of freshwater crayfish marron (Cherax cainii). Animal Feed Science and Technology, 2020, 262: 114408 (doi: 10.1016/j.anifeedsci.2020.114408).
  • Lai Y., Luo M., Zhu F. Dietary Bacillus amyloliquefaciens enhance survival of white spot syndrome virus infected crayfish. Fish & Shellfish Immunology, 2020, 102: 161-168 (doi: 10.1016/j.fsi.2020.04.033).
  • Kong F., Zhu Y., Yu H., Wang X., Abouel Azm F.R., Yuan J., Tan Q. Effect of dietary vitamin C on the growth performance, nonspecific immunity and antioxidant ability of red swamp crayfish (Procambarus clarkii). Aquaculture, 2021, 541: 736785 (doi: 10.1016/j.aquaculture.2021.736785).
  • Xiao C., Zhang Y., Zhu F. Effect of dietary sodium butyrate on the innate immune response of Procambarus clarkii and disease resistance against white spot syndrome virus. Aquaculture, 2021, 541: 736784 (doi: 10.1016/j.aquaculture.2021.736784).
  • Stumpf L., Cárdenas P.N.S., Timpanaro S., Greco L.L. Feasibility of compensatory growth in early juveniles of «red claw» crayfish Cherax quadricarinatus under high density conditions. Aquaculture, 2019, 510: 302-310 (doi: 10.1016/j.aquaculture.2019.05.053).
  • Castillo Díaz F., Tropea C., Stumpf L., López Greco L.S. Effect of food restriction on female reproductive performance in the redclaw crayfish Cherax quadricarinatus (Parastacidae, Decap-oda). Aquaculture Research, 48(8): 4228-4237 (doi: 10.1111/are.13244).
  • Luo S., Li X., Onchari M.M., Li W., Bu Y., Lek S., Zhang T., Wan Z., Jin S. High feeding level alters physiological status but does not improve feed conversion efficiency and growth performance of juvenile red swamp crayfish Procambarus clarkii (Girard, 1852). Aquaculture, 2021, 537: 736507 (doi: 10.1016/j.aquaculture.2021.736507).
  • Hou J., Wang X., Xu Q., Cao Y., Zhang D., Zhu J. Rice-crayfish systems are not a panacea for sustaining cleaner food production. Environmental Science and Pollution Research, 2021, 28(18): 22913-22926 (doi: 10.1007/s11356-021-12345-7).
  • Cortés-jacinto E., Villarreal-colmenares H., Civera-cerecedo R., Naranjo-páramo J. Effect of dietary protein level on the growth and survival of pre-adult freshwater crayfish Cherax quadricarinatus (von Martens) in monosex culture. Aquaculture Research, 2004, 35(1): 71-79 (doi: 10.1111/j.1365-2109.2004.00988.x).
  • Cortés-Jacinto E., Villarreal-Colmenares H., Cruz-Suárez L. E., Civera-Cerecedo R., Nolasco-Soria H., Hernández-Llamas A. Effect of different dietary protein and lipid levels on growth and survival of juvenile Australian redclaw crayfish, Cherax quadricarinatus (von Martens). Aquaculture Nutrition, 2005, 11(4): 283-291 (doi: 10.1111/j.1365-2095.2005.00353.x).
  • Cortés-Jacinto E., Villarreal-Colmenares H., Civera-Cerecedo R., Cruz-Suárez L.E. Studies on the nutrition of the freshwater crayfish Cherax quadricarinatus (von Martens): effect of the dietary protein level on growth of juveniles and pre-adults. Freshwater Crayfish, 2004, 14: 70-80.
  • Анкешева Б.М., Бедрицкая И.Н., Пятикопова О.В. Апробация экспериментального корма для молоди австралийского красноклешневого рака. Рыбоводство и рыбное хозяйство, 2021, 1: 70-79 (doi: 10.33920/sel-09-2101-06).
  • Галочкин В.А., Остренко К.С., Галочкина В.П., Федорова Л.М. Взаимосвязь нервной, иммунной, эндокринной систем и факторов питания в регуляции резистентности и продуктивности животных. Сельскохозяйственная биология, 2018, 53(4): 673-686 (doi: 10.15389/agrobiology.2018.4.673rus).
  • Jolly C.A., Fernandes G. Protein-energy malnutrition and infectious disease. Nutrition and immunology /M.E. Gershwin, J.B. German, C.L. Keen (eds.). Humana Press, Totowa, NJ, 2000: 195202 (doi: 10.1007/978-1-59259-709-3_16).
  • Sepici-Dinjel A., Alparslan Z.N., Benli A.Q.K., Selvi M., Sankaya R., Ozkul I.A., Erkoj F. Hemolymph biochemical parameters reference intervals and total hemocyte counts of narrow clawed crayfish Astacus leptodactylus (Eschscholtz, 1823). Ecological Indicators, 2013, 24: 305-309 (doi: 10.1016/j.ecolind.2012.07.002).
  • Safari O., Paolucci M., Motlagh H.A. Effects of synbiotics on immunity and disease resistance of narrow-clawed crayfish, Astacus leptodactylus leptodactylus (Eschscholtz, 1823). Fish & Shellfish Immunology, 2017, 64: 392-400 (doi: 10.1016/j.fsi.2017.03.049).
  • Lu X., Peng D., Chen X., Wu F., Jiang M., Tian J., Wei K. Effects of dietary protein levels on growth, muscle composition, digestive enzymes activities, hemolymph biochemical indices and ovary development of pre-adult red swamp crayfish (Procambarus clarkii). Aquaculture Reports, 2020, 18: 100542 (doi: 10.1016/j.aqrep.2020.100542).
  • Safari O., Paolucci M. Effects of dietary onion (Allium cepa) powder on growth performance, hemolymph indices and fillet organoleptic properties of juvenile narrow-clawed crayfish, Astacus leptodactylus leptodactylus Eschscholtz, 1823. Aquaculture Nutrition, 2017, 23(6): 1418-1428 (doi: 10.1111/anu.12517).
  • Huang Y., Ren Q. Research progress in innate immunity of freshwater crustaceans. Developmental & Comparative Immunology, 2019, 104: 103569 (doi: 10.1016/j.dci.2019.103569).
  • Лагуткина Л.Ю., Евграфова Е.М., Кузьмина Е.Г., Мазлов А.М. Гематологические и биохимические показатели гемолимфы австралийского красноклешневого рака. Вестник Астраханского государственного технического университета. Серия: Рыбное хозяйство, 2021, 2: 134-143 (doi: 10.24143/2073-5529-2021-2-134-143).
  • Щербина М.А., Гамыгин Е.А. Кормление рыб в пресноводной аквакультуре. М., 2006.
  • Ковачева Н.П., Александрова Е.Н. Гематологические показатели как индикаторы физиологического состояния декапод — камчатского краба Paralithodes camtschaticus и речных раков родов Astacus и Pontastacus. М., 2010.
  • Иванов А.А., Пронина Г.И., Корягина Н.Ю. Физиология гидробионтов. СПб, 2021.
  • Севастеев С.В., Асанова А.В., Литош Т.А. Динамика основных морфобиологических параметров у австралийского красноклешневого рака (Cherax quadricarinatus) при выращивании в УЗВ. В сб.: Сборник III национальной (всероссийской) научной конференции «Теория и практика современной аграрной науки». Новосибирск, 2020, 2: 705-709.
  • Gao F., Liu M., Tang J., Wang A., Tian H., Wen C., Chi C., Jiang G., Li X., Liu W., Zhang D. Partial replacement of dietary fish oil by beef tallow does not impair antioxidant capacity and innate immunity of red swamp crayfish, Procambarus clarkii. Aquaculture Research, 2021, 52(7): 3310-3321 (doi: 10.1111/are.15176).
  • Liu F., Shao G.-Y., Tian Q.-Q., Cheng B.-X., Shen C., Wang A.-M., Zhang J.-H., Tian H.-Y., Yang W.-P., Yu Y.-B. Enhanced growth performance, immune responses, immune-related gene expression and disease resistance of red swamp crayfish (Procambarus clarkii) fed dietary glycyr-rhizic acid. Aquaculture, 2021, 533: 736202 (doi: 10.1016/j.aquaculture.2020.736202).
  • Liu F., Geng C., Qu Y.-K., Cheng B.-X., Zhang Y., Wang A.-M., Zhang J.-H., Liu B., Tian H. Y., Yang W.-P., Yu Y.-B., Chen Z.-B. The feeding of dietary Codonopsis pilosula poly-saccharide enhances the immune responses, the expression of immune-related genes and the growth performance of red swamp crayfish (Procambarus clarkii). Fish & Shellfish Immunology, 2020, 103: 321-331 (doi: 10.1016/j.fsi.2020.05.034).
  • Vaezi M., Esmaeili Feridooni A., Manaffar R., Amini K. Effects of probiotic (Pediococcus acidi-lactici) on heamatological parameters, immunological responses and digestive enzymes of Astacus leptodactylus juveniles. Aquatics Physiology and Biotechnology, 2018, 6(3): 35-60 (doi: 10.22124/japb.2018.8702.1197).
  • Foysal M.J., Fotedar R., Siddik M.A.B., Tay A. Lactobacillus acidophilus and L. plantarum improve health status, modulate gut microbiota and innate immune response of marron (Cherax cainii). Scientific Reports, 2020, 10(1): 5916 (doi: 10.1038/s41598-020-62655-y).
  • Sun B., Quan H., Zhu F. Dietary chitosan nanoparticles protect crayfish Procambarus clarkii against white spot syndrome virus (WSSV) infection. Fish & Shellfish Immunology, 2016, 54: 241246 (doi: 10.1016/j.fsi.2016.04.009).
  • Лагуткина Л.Ю., Пономарев С.В. Способ выращивания австралийских раков (Cherax quadricarinatus). Естественные науки, 2010, 4 (33): 64-68.
Еще
Статья научная