Получение удвоенных гаплоидов Brassica purpuraria

О вощное растение Brassica rapa L. ssp. сhinensis (L.)

Hanelt var. purpuraria (L.H. Bailey) Hanelt (синонимы: Brassica rapa ssp. сhinensis (Bailey) Hanelt var. purpuraria Kitam; Brassica campestris L. var. purpurea Bailey; Brassica rapa L. ssp. chinensis var. purpurea) не образует кочана и съедобной его частью являются красный стебель и листья. Выращивают B.рurpuraria в осенне-зимний период в Центральном Китае вдоль долины реки Янцзы, в России мало распространена. В Китае эта культура получила названия Purple cai-tai и Zicaitai. В России она пока мало распростра- нена и называется капуста пурпурная.

Благодаря высокому содержанию уникальных биологически активных соединений в съедобных стеблях и листьях пурпурная капуста пользуется спросом в странах Азии, Европы и Америки (Li et al., 2019). В последние годы эта культура стала востребованным объектом для молекулярных и генетических исследований.

Одними из биологически активных веществ, представляющих интерес и входящих в состав B. purpuraria , как и во многих других растениях семейства Brassicaceae , являются глюкозинолаты. Продукты их распада проявляют биологически активные функции в растениях, такие как регуляция ростовых процессов в клетках и защитные функции при поражениях различными патогенами (Козарь Е.Г., 2011; 2017). При потреблении в пищу продукты распада глюкози-нолатов в соответствующих концентрациях проявляют антибактериальную, противораковую, радиосенсибилизирующую активности, выводят из клеток организма канцерогены, активизируют ферменты печени, способствуют нормальному функционированию эндокринной системы (Chen et al., 2008). Глюкозинолаты придают крестоцветным овощам характерный запах и горьковатый острый вкус.

Другими активными веществами, представляющими интерес, являются антоцианы. За счет широкого спектра их фармакологического действия эти соединения часто входят в состав биологически активных пищевых добавок. Антоцианы снижают воспалительные реакции, окислительный стресс в кишечнике и повышают его барьерные функции, являются профилактическим средством от онкологических заболеваний и болезней сердца. Изучению генов, контролирующих накопление антоцианов в растениях и определяющих пурпурную окраску, уделяется большое внимание. Такие исследования начаты и в отношении культуры B. purpuraria (Guo et al., 2015). Ведутся работы по созданию генетической карты для идентификации локусов контролирующих накопление антоциана в стебле растения (Li et al., 2019).

Также B. purpuraria интересна наличием ценного сельскохозяйственного признака – глянцевой поверхности листа без воскового налета. Эта фенотипическая особенность интересна для повышения товарного качества культурных растений, в связи с чем проводятся исследования по выявлению отвечающих за нее генов (Wang et al., 2019).

Для проведения молекулярных и генетических исследований лучшим материалом являются растения, которые гомозиготны по изучаемым признакам. Без таких растений не обходится и любой процесс создания новых и совершенствования имеющихся сортов и гибридов, поэтому получение DH-растений крайне важно и востребовано. Капуста пурпурная является перекрестноопыляемой культурой, поэтому создание чистых линий традиционным способом (инбридинг) требует больших временных и трудовых затрат. Применение биотехнологических методов позволяет не только существенно сократить время получения гомозиготных растений, но и выявлять полезные гены, особенно редких рецессивных признаков и создавать уникальные формы, повышая эффективность практической селекции (Maluszynski et al., 2003; Dunwell, 2010; Asif, 2013)

Культура изолированных микроспор in vitro является одним из передовых методов получения DH-растений, основанных на клеточных технологиях (Ferrie et al., 2011). Однако для применения этого метода в практической селекции необходима его высокая эффективность, которая обусловлена большим числом факторов, часто обладающих высокой сорто- и генотип-специфичностью, что осложняет процесс разработки методики для разных культур.

Для некоторых культур семейства Brassicaceae технология получения удвоенных гаплоидов уже разработана и применяется в практической селекции, однако некоторые другие растения этого семейства, в том числе, B. purpuraria , проявляют низкую отзывчивость к эмбриогенезу, и пока не удалось получить достаточный выход эмбриоидов для использования DH-технологии в селекционном процессе, поэтому необходима дальнейшая разработка и совершенствование этого метода (Ferrie, 2003, Козарь Е.В., 2018). На настоящий момент в литературе опубликованы результаты двух исследований китайских ученых, посвященных получению DH-растений B. purpuraria в культуре микроспор in vitro . В одном из исследований микроспоры в дополнение к стандартному протоколу подвергали тепловому шоку 32°С с экспозицией от 12 до 72 часов и культивировали на средах NLN-13 и ½ NLN-13. Лучшие результаты показал температурный шок длительностью 18 часов, совместно с половинной средой для индукции эмбриогенеза. Максимальный выход эмбриоидов у наиболее отзывчивого генотипа пурпурной капусты китайской составил 70,5 эмбриоидов на чашку Петри (Wang et al., 2009). В другом исследовании стандартный протокол был дополнен введением в индукционную среду NLN-13 поверхностно активных веществ, которые повышали индукцию эмбриогенеза, тем не менее, выход эмбриодов был низким и не превышал 13,5 эмбриоидов на бутон для самого отзывчивого генотипа (Gao et al, 2019).

Выход DH-растений зависит не только от эффективности эмбриогенеза и количественного выхода эмбриоидов, но и от этапов регенерации, укоренения, а также степени поли-плоидизации растений-регенерантов, поскольку растения, находящиеся в гаплоидной форме, не способны завязывать семена и не пригодны для создания чистых линий в селекции.

На эффективность индукции эмбриогенеза влияет множество факторов, одним из них является выделение этилена при культивировании микроспор, так как в больших концентрациях он может оказывать токсическое действие и препятствовать нормальному развитию эмбриоидов. Нитрат серебра – одно из веществ, которое эффективно ингибирует этилен. В литературе встречаются исследования по влиянию добавления нитрата серебра в питательную среду на выход эмбриоидов в культуре микроспор in vitro у различных представителей Brassica . Сообщалось о положительном действии AgNO 3 на выход эмбриоидов в культуре микроспор брокколи ( B. oleracea L. var. italica Plenck). Нитрат серебра в концентрации 0,1 мг/л повышал выход эмбриоидов более чем в 2 раза (Na et al., 2011). Аналогичные результаты получены в исследовании по влиянию AgNO 3 на выход эмбриоидов B. rapa ssp. – концентрация 0,1 мг/л была наиболее эффективной и повышала выход эмбриоидов на 27-36% в зависимости от генотипа (Kabir et al., 2013). Однако некоторые ученые считают, что повышение эмбриогенеза при добавлении в среду нитрата серебра является генотип-зави-симой реакцией (Wang et al. 2004). То же отметили Biddington с соавт., из трёх отзывчивых генотипов, только для одного добавление нитрата серебра повысило выход эмбриоидов (Biddington et al., 1988).

На этапе регенерации эмбриоидов, полученных в культуре микроспор in vitro, может возникнуть проблема альбинизма, как и в других клеточных технологиях получения DH-растений. Альбинизм характеризуется частичной или полной потерей хлорофилловых пигментов и неполной дифференцировкой мембран хлоропластов. Это, в свою очередь, ухудшает фотосинтез, и растения, в конечном итоге, погибают на начальных стадиях, не достигая зрелости (Smith, 1999). Об альбинизме сообщали при экспериментальном андрогенезе в культуре in vitro у многих видов растений, таких как ячмень, пшеница, арахис, соя, нут, фасоль, арабидопсис, табак, томат, понтедерия, белая сосна и морковь столовая (Jahne and Lorz, 1995; Caredda and Clement, 1999; Вюртц Т.С., 2017). Для растений рода Brassica проблема мутаций окраски листьев также является значимой. Цитологические, физиологические и протеомные исследования мутаций окраски листьев были опубликованы для B. napus (Chu et al., 2014).

На частоту образования растений-альбиносов могут влиять условия окружающей среды, такие как свет, температура, состав питательных сред и условия культивирования. Определяющими факторами являются генотип и физиологическое состояние донорных растений (Moieni and Sarrafi, 1995), температура, при которой происходит культивирование (Huang, 1984), предварительная холодовая обработка (Genovesi and Magill, 1979), концентрация сахарозы в сочетании с гормонами роста (Clapham, 1973), стадия развития микроспор (Chen and Lin, 1976) и длительность культивирования эмбриоидов (Haliloglu and Baenziger, 2003).

Большинство исследований наследственности альбинизма показали, что это рецессивный признак, управляемый одним или двумя генами с двумя аллелями, что объясняет частоту образования растений-альбиносов в клеточных технологиях получения DH-растений. Поэтому альбинизм является серьезной проблемой в культуре микроспор in vitro . Например, у некоторых генотипов пшеницы и ячменя в культуре пыльников было получено до 100% растений-альбиносов (Knudson et al. , 1989; Jahne et al ., 1991). Однако в исследовании Wang с соавторами (2016) отмечено, что признак желтоватых листьев у Brassica napus контролируется одним доминантным геном, что предполагает еще большую вероятность проявления данного признака, причем не только в гомозиготных растениях.

Цель исследований – получение DH-растений в культуре B. purpuraria для включения полученного линейного материала в селекционный процесс и для генетических исследований.

Материал и методы

В работе использовали сортообразцы B. purpuraria из коллекции ФГБНУ «Федеральный исследовательский центр Всероссийский институт генетических ресурсов растений имени Н.И. Вавилова» (ВИР) (табл.1).

Донорные растения для каждого сортообразца были высажены в количестве пяти растений, которые выращивали в климатической камере при температуре 21°С и фотопериоде 16 часов с лампами досвечивания (Osram plantstar 600w) освещенностью 9000 люкс.

Исследование стадий развития микроспор. Для определения взаимосвязи между размером бутона и стадией

Таблица 1. Список сортообразцов

B. purpuraria, включенных в исследование.

Table 1. List of varieties of B. purpuraria included in the study

№ п. п. № в каталоге ВИР Происхождение 1 вр. 1301 Китай 2 вр. 1357 Нидерланды развития микроспор проводили цитологические исследования. Для визуализации стадии развития микроспор использовали методику дифференциального окрашивания (Alexander, 1969) и микроскоп Axio Imager А2 (Carl Zeiss, Германия). C помощью препаровальных игл микроспоры выделяли из бутонов на предметное стекло, добавляли каплю красителя, накрывали покровным стеклом и изучали при 200 и 400-кратном увеличении. Суспензию микроспор просматривали из бутонов различной длины от 1,8 до 4,8 мм. С помощью этого метода, также определяли фертильность микроспор и пыльцы.

Исследование влияния нитрата серебра (AgNO 3 ) в составе индукционной питательной среды на эффективность эмбриогенеза проводилось в трёх повторностях. Для данного опыта была взята концентрация нитрата серебра – 0,1 мг/л (оптимальная по литературным данным для Brassica rapa ), контроль – чашки Петри без добавления AgNO 3 .

Индукция эмбриогенеза в культуре микроспор. В основе опытов применяли базовую методику, разработанную в лаборатории биотехнологии (ФГБНУ ФНЦО) для культуры микроспор семейства Brassiaceae (Домблидес и др., 2016). В качестве питательной среды использовали среду NLN-13 (Lichter, 1982), после введения в культуру микроспор in vitro проводили температурную обработку в термостате при 32°С. Для опытов использовали реактивы компании SIGMA с маркировкой “plant cell culture tested”.

Регенерация. Эмбриоиды на сердечковидной и торпедовидной стадиях помещали на среду MC (Murashige, Skoog, 1962), pH 5,8 с 2% сахарозы, 7 г/л агара с добавлением регуляторов роста ГК 0,1 мг/л и БАП 1 мг/л. Образовавшиеся побеги и вторичные эмбриоиды отделяли и переносили на безгормональную среду МС, pH 5,8 с 2% сахарозы и 7 г/л агара для укоренения. Культивирование проводили на стеллажах с люминесцентными лампами, с фотопериодом 16 часов, освещенностью 3500 люкс, при постоянной температуре 23°С.

Адаптация и выращивание растений-регенерантов. Растения с нормально развитыми листовой и корневой системами переносили в горшки, заполненные смесью торфа и перлита (7:3), накрывали перфорированными пластиковыми стаканчиками для поддержания высокой влажности и адаптации растений к условиям in vivo . Условия выращивания растений-регенерантов в климатической камере совпадали с условиями выращивания донорных растений.

Определение плоидности производили прямым подсчетом числа хромосом (1) и с помощью проточной цитометрии клеточных ядер (2).

• 1.    Цитологическое исследование осуществляли модифицированным пропионо-лакмоидным методом (Домблидес и др., 2016) путем приготовления давленых препаратов меристемы стебля и кончиков корней растений, корешков проростков. Препараты просматривали с помощью микроскопа Zeiss Scope.A1, оснащенного камерой Digital Camera Power Shot G10 Canon. Обработку изображений проводили с помощью программы Axio Vision, версия 4.8 (Carl Zeiss MicroImaging, Jena, Germany).

• 2.    Проточную цитометрию клеточных ядер выполняли на базе лаборатории биоинженерии Алтайского Государственного Университета.

Относительное содержание ДНК определяли при помощи техник проточной цитометрии с использование иодида про-пидия. Для исследования использовали свежие молодые листья растений-регенерантов, полученных в культуре in vitro. Листья измельчали при помощи лезвия в 1 мл Tris-MgCl2 буфера (Phosser et al., 1995) с изменениями следующего состава: 0,2 М Tris основание, 4 мМ MgCl2, 0,5 % Triton X-100, 50 мкг/мл РНКазы, 0,5% поливинилпирролидон К15, 50 мкг/мл иодида пропидия, рН 7,5). Данные флюоресценции изолированных ядер детектировали при помощи проточного цитометра Partec CyFlow PA (Partec, GmbH) с лазерным источником излучения с длиной волны 532 нм. Визуализацию и обработку гистограмм проводили с использованием программы Flowing Software 2.5.1. (University of Turku, Finland). Статистические данные рассчитывали в программе XLStat (Addinsoft). В качестве внутреннего стандарта для определения содержания ДНК внешних стандартов (образцов с известной плоидностью используемых в качестве внешних стандартов, т.е. исследуемых отдельно друг от друга без изменения настроек прибора) использовали Ficus benjamina (2С = 1,07 пг) (Скапцов и др., 2016), так как содержание ДНК было сопоставимо.

Содержание ДНК диплоидных стандартов (2С, пг) рассчитывали по формуле:

• 2С , пг = (Среднее пика Образца / Среднее пика Ficus benjamin a) * 2С Ficus benjamina

Для определения плоидности и содержания ДНК в качестве внешнего стандарта использовали диплоидные образцы.

Плоидность определяли по индексу разницы между пиками диплоидного стандарта того же вида и образца:

Индекс = Среднее пика Образца / Среднее пика Стандарта

Содержание ДНК (2С, пг) рассчитывали по формуле:

• 2С , пг = (Среднее пика Образца / Среднее пика Стандарта) * 2С Стандарта

Статистический анализ был проведен с помощью пакета программ Microsoft Excel.

Результаты

Донорные растения двух сортообразцов, высаженные в климатической камере, развивались с разной скоростью и отличались по мощности, началу стеблевания и степени фертильности пыльцы. Для опытов было отобрано два растения сортообразца №1301 (Китай) с наиболее мощным габитусом, они обладали схожей фертильностью пыльцы, в среднем 87-91%, но отличались по мощности и началу цветения (более мощное растение (далее – растение №1) (рис.1А) зацвело раньше, чем растение №2).

Рис. 1. Донорные растения B. purpuraria и их соцветия: А – сортообразец №1301(Китай),

Б – сортообразец №1357(Нидерланды)

Fig. 1. Donor plants of B. purpuraria and their inflorescence: A – variety No. 1301 (China), Б –variety No. 1357(Netherlands)

Таблица 2. Процентное соотношение фертильных микроспор B. purpuraria и пыльцы в зависимости от размера бутонов и растений сортообразца №1357

Table 2. Percentage of fertile microspores of

B. purpuraria and pollen depending on the size of buds and plants of variety No. 1357

№ растения	% фертильных микроспор и пыльцы
	2,5-3,2 мм	3,3-4,0 мм
1	0	0
2	0	0
3	0	0
4	25±6	24±9,2
5	12±4,4	9±3,2

У сортообразца №1357 (Нидерланды) пыльники были слабо развиты, три растения были полностью стерильны, а два обладали пониженной фертильностью пыльцы (табл. 2). Для культивирования было отобрано одно растение (растение №4) с наиболее высокой фертильностью (рис.1Б).

Для успешного получения эмбриоидов крайне важна стадия развития микроспор. Показано, что микроспоры на поздней вакуолизированной одноклеточной и ранней двухклеточной стадиях развития способны менять путь развития с гаме-тофитного на спорофитный, благодаря чему в дальнейшем формируются эмбриоиды (Pechan, Keller, 1988). Такие стадии необходимо максимизировать в культуре, для чего требуется определить линейный размер бутонов, содержащих восприимчивые микроспоры в наибольшем количестве. По результатам предварительного цитологического исследования для введения в культуру микроспор in vitro у обоих сорто-образцов было отобрано два диапазона линейных размеров бутона: 2,5-3,2 и 3,3-4,0 мм (табл.3).

Микроспоры из отобранных бутонов культивировали на среде NLN-13 по стандартному протоколу. Первые деления в культуре наблюдали на 2-3 сутки, формирование эмбриоидов происходило с суспензором и без. На 14-16 сутки эмбриоиды достигали глобулярной стадии развития, а на 1824 сутки – торпедовидной стадии (рис. 2).

У растения №1 выход эмбриоидов из бутонов размером 2,5-3,2 мм составил 20-40 эмбриоидов на чашку Петри (рис. 3А) и 2-3 эмбриоида на чашку Петри – из растения №2. Выход эмбриоидов из бутонов 3,3-4,0 мм у растения №1 составил 1-2 эмбриоида на чашку Петри (рис. 3Б), а у растения №2 получить эибриоиды из бутонов такого размера не удалось. При культивировании растения сортообразца №1357 (Нидерланды) с пониженной фертильностью положительных результатов не получено, эмбриоиды не были сформированы, хотя деления клеток в культуре наблюдались в

Таблица 3. Зависимость между длиной бутонов B. purpuraria и содержанием в них восприимчивых микроспор (указан процент микроспор на поздней вакуолизированной стадии и пыльцы на ранней двухклеточной стадии развития от общего количества фертильных)

Table 3. The dependence between the length of buds of B. purpuraria and the content of susceptible microspores in them (the percentage of microspores in the late vacuolated stage and pollen at early binucleate stage from the total number of fertile)

Cортообразец	размер бутонов
	1,8-2,5 мм	2,5-3,2 мм	3,3-4,0 мм	4,1-4,8 мм
№1301	41±3,2	59±7,2	58±6,4	37±4,4
№1357	36±5,2	49±5,2	46±7,2	33±8,4

Рис. 2. Формирование эмбриоидов B. purpuraria: А – деления на 2-4 клетки (2-3 день культивирования); Б – эмбриогенная структура с суспензором (7 сутки культивирования); В – глобулярная стадия развития эмбриоида (15 сутки); Г – торпедовидная стадия развития эмбриоида (19 сутки)

Fig. 2. Formation of B. purpuraria embryos: A – fission into 2-4 cells (2-3 days of cultivation); Б – embryogenic structure with suspensor (7 days of cultivation); В – globular stage of embryoid development (15 days); Г – torpedo development stage of embryo (19 days)

Рис. 3. Выход эмбриоидов B. purpuraria растения №1 сорто-образца №1301(Китай) в зависимости от линейного размера бутонов: А – 2.5-3.2 мм; Б – 3.3-4.0 мм

Fig. 3. Yield of embryos of B. purpuraria of plant No. 1 of variety No. 1301 (China) depending on the linear size of buds: A – 2.53.2 mm; Б – 3.3-4.0 mm течение первых шести суток.

Для повышения отзывчивости растения №2 сортообразца №1301, был заложен опыт по стимуляции эмбриогенеза путем добавления нитрата серебра в концентрации 0,1 мг/л в состав питательной среды для индукции, что привело к увеличению выхода эмбриоидов в среднем более чем в 2 раза (табл. 4). В результате выход эмбриоидов достигал 12 шт на чашку Петри.

На этапе регенерации эмбриоидов B. purpuraria в культуре микроспор in vitro основной проблемой стало проявление признаков альбинизма у регенерантов на стадии семядольных листьев, у которых отмечали варьирование по интенсивности окраски. Количество зелёных растений составляло от 44% до 50%, альбиносных растений – от 42% до 44%, с частичным нарушением окраски – от 5% до 11%, в зависимости от донорного растения и повторности (рис.4). При этом размер бутонов не влиял на соотношение растений с разной интенсивностью окраски семядольных листьев. При дальнейшем культивировании альбиносные растения погибали.

Растения с нормальным содержанием хлорофилла по мере развития переносили на безгормональную среду МС (pH 5,8) с 2% сахарозой и 7 г/л агара для укоренения, после чего они проходили адаптацию in vivo в климатической камере (рис. 5).

В результате исследований было получено 38 растений-регенерантов сортообразца №1301, большая часть из которых была передана селекционерам. Оставшиеся растения были доведены до цветения в условиях климакамеры. У всех растений, за исключением четырех, у которых проявилась самонесовместимость, удалось получить семенное потомство (рис. 6).

Растения с разным габитусом куста были выборочно проверены на плоидность с помощью прямого подсчета хромосом, одно растение оказалось с гаплоидным набором хромосом и вскоре погибло (рис. 7Б, В), все остальные были диплоидными (рис. 7А).

Было установлено, что исследованные образцы, полученные в культуре микроспор in vitro , являются идентичными контрольному донорному растению по содержанию ДНК в ядре (ключевой показатель Mean – среднее пика), следовательно, имеют одинаковую плоидность. Также были получе-

Таблица 4. Выход эмбриоидов B. purpuraria растения №2 сортообразца №1301(Китай) Table 4. The yield of embryoids of B. purpuraria plant No. 2 variety No. 1301(China)

Повторности           Состав среды для индукции

	контроль NLN-13	NLN-13+AgNO 3
1	2	10
2	2	12
3	3	5
среднее	2.3±0.4	9±2.7

Рис. 4. Эмбриоиды B. purpuraria: А – на регенерационной среде МС (pH 5,8); Б – на регенерационной среде МС (pH 5,8) с добавлением регуляторов роста ГК 0,1 мг/л и БАП 1 мг/л Fig. 4. Embryos of B. purpuraria: A – on the regenerative medium MS (pH 5.8); Б – on the regeneration medium MS (pH 5.8) with the addition of growth regulators GC 0.1 mg/l and BAP 1 mg/l ны результаты исследования размера генома (2С) в пикограммах (пг) относительно стандартного образца Ficus benjamina с размером генома 2С=1,07 пг, которые подтвердили (рис. 9), что все исследованные образцы были удвоенными гаплоидами.

Заключение

В ходе исследований было показано, что отзывчивость к эмбриогенезу в культуре микроспор in vitro у культуры B.purpuraria существенно отличается не только между сорто-образцами, но и в пределах каждого из них у отдельных растений. Это может быть связано как с мощностью габитуса растения, так и с его раннеспелостью, то есть скоростью вступления в фазу стеблевания и цветения. Установлены оптимальные линейные размеры бутонов (2,5-3,2 мм) с максимальным содержанием одноядерных вакуолизированных микроспор на поздней стадии развития и ранней двуядерной пыльцы, которые наиболее восприимчивы к эмбриогенезу. Положительное влияние на индукцию эмбриогенеза так же оказывает добавление в индукционную среду нитрата серебра, повышая выход эмбриоидов в два и более раз.

Показано, что одной из основных проблем получения DH-растений на этапе регенерации у B. purpuraria является альбинизм – около 50% всех растений-регенератов оказались альбиносами в разной степени и были не жизнеспособны. Было выявлено, что для культуры B. purpuraria вынужденная полиплоидизация не требуется, поскольку почти у всех растений, успешно прошедших этап адаптации к условиям in vivo , произошло спонтанное удвоение хромосом. Проблемой получения семенного потомства удвоенных гаплоидов является самонесовместимость, которую можно иногда преодолеть опылением своей пыльцой в бутонах.

В результате проведенной работы нам удалось получить в культуре микроспор in vitro DH-растения капусты пурпурной и семенное потомство некоторых их них. Полученный материал передан селекционерам.

Рис. 5. Укоренение и адаптация растений-регенерантов B.purpuraria:

А – in vitro на безгормональной среде МС; Б – in vivo в почвенном субстрате

Fig. 5. Rooting and adaptation of B. purpuraria regenerated plants:

A – in vitro on hormone-free MS medium; Б – in vivo in soil substrate

Рис. 6. Растения B. purpuraria: А – самосовместимое; Б – самонесовместимое

Fig. 6. Plants B. purpuraria: A – self-compatible; Б – self-incompatible

Рис. 7. Растения B. purpuraria: А – диплоидное растение 2n=20, Б – гаплоидное растение, n=10; В – гаплоидное растение, n=10, ранняя анафаза

Fig. 7. Plants of B. purpuraria: A– diploid plant 2n=20, Б – haploid plant, n=10; B – haploid plant, n=10, early anaphase

Рис. 8. Гистограммы образцов B. purpuraria: А – донорное растение, Б – DH-растение Fig. 8. Histograms of B. purpuraria varieties: A – donor plant, Б – DH-plant

Z019-03-ll_113109_ficut3803c$

2019-03-U_lM005jurt>43 3«0.f«

st

All events St

Events

Mean 3565,71 3050,18

Median

cv

86,3

10,3

Events

pi

All events Sm

Mean 4270,72 2907,62

Median

CV

83,6

11,1

Б

Рис. 9. Гистограммы образцов: А – F. benjamina, Б – B. purpuraria

Fig. 9. The histogram of the varieties: A – F. benjamina, Б – B. purpuraria

Об авторах:

Elena V. Kozar – Junior Researcher of Laboratory of Reproductive Biotechnology in Crop Breeding,

Ksenia S. Korottseva – Junior Researcher of Laboratory of Reproductive Biotechnology in Crop Breeding,

Olga V. Romanova – Cand. Sci. (Agriculture), Junior

Researcher of Laboratory of Reproductive Biotechnology in Crop Breeding,

Olga A. Chichvarina – Junior Researcher of Laboratory of Reproductive Biotechnology in Crop Breeding, Lyudmila Yu. Kan – Ph.D. in Agriculture, Senior Researcher, Laboratory of Genetics and Cytology,

Vladislav A. Ahramenko – Junior Researcher of Laboratory of Reproductive Biotechnology in Crop Breeding

Elena A. Domblides – Cand. Sci. (Agriculture), Head of Laboratory of Reproductive Biotechnology in Crop Breeding,