Получение удвоенных гаплоидов Cucurbita pepo L

Автор: Домблидес Елена Алексеевна, Ермолаев Алексей Станиславович, Белов Сергей Николаевич

Журнал: Овощи России @vegetables

Рубрика: Селекция и семеноводство сельскохозяйственных растений

Статья в выпуске: 4 (60), 2021 года.

Бесплатный доступ

Удвоенные гаплоиды уже около 100 лет используются во всем мире в селекционных программах и фундаментальных исследованиях как ценный гомозиготный материал. Вид Cucurbita pepo L. представлен огромным многообразием форм, включает высокопродуктивные овощные культуры и имеет широкое распространение в мире. Несмотря на большую экономическую значимость, создание эффективных протоколов, обеспечивающих стабильное получение удвоенных гаплоидов у этого вида остается актуальной задачей. Получение DH-растений представляет интерес не только по причине ускорения селекционного процесса, но и за счет реализации огромного потенциала гаметоклональной изменчивости, заложенной у этого высоко полиморфного вида. В обзоре рассмотрены основные использующиеся технологии получения удвоенных гаплоидов у овощных культур C. pepo: партеногенез in situ стимулированный обработанной/облученной пыльцой, гиногенез in vitro (культура неопыленных семяпочек in vitro) и андрогенез in vitro (культура пыльников/микроспор in vitro). Представлен анализ исследований, проведенных с начала открытия гаплоидных растений до современных достижений и оценки перспектив в области получения DH растений. Рассмотрены основные критические факторы, влияющие на эффективность каждой из технологий и ее отдельных этапов. Представлена разработанная технология получения удвоенных гаплоидов кабачка с использованием культуры неопыленных семяпочек in vitro, позволяющая получать до 55 эмбриоидов на 1 культивируемую завязь (28 эмбриоидов/100 культивируемых семяпочек). Для внедрения гаплоидных технологий в селекционный процесс необходимо полученные растения-регенеранты оценивать на уровень плоидности. Использование прямого подсчета хромосом в апикальных клетках может представлять определенную сложность у этого вида ввиду большого их количества (2п=40) и их малого размера. В зависимости от уровня оснащения лаборатории определение плоидности с использованием проточной цитометрии клеточных ядер и подсчета количества хлоропластов в замыкающих клетках устьиц в эпителии абаксиальной стороны листа, может быть более удобными методами. В обзоре рассмотрены перспективы использования молекулярных маркеров для оценки на гомозиготность при DH-технологиях, в том числе и у C. pepo.

Еще

Cucurbita pepo l, dh-растения, партеногенез, гиногенез, андрогенез, гомозиготные линии, ssr-маркеры

Короткий адрес: https://sciup.org/140257605

IDR: 140257605   |   DOI: 10.18619/2072-9146-2021-4-11-26

Текст обзорной статьи Получение удвоенных гаплоидов Cucurbita pepo L

Cucurbita pepo L. объединяет однолетние травянистые растения, принадлежащие к Семейству Cucurbitaceae Juss, роду Cucurbita L. и имеет широкое распространение в мире ввиду большой экономической значимости. К этому виду относятся кабачок, патиссон, и сама тыква, плоды которой употребляют только в зрелом виде, и она имеет длительный срок хранения. Кабачок и патиссон зачастую называют летними овощными тыквами, и в англоязычной литературе они известны под общим названием «summer squash». Это сезонные и высокопродуктивные овощные культуры, которые часто используют в пищу в виде незрелых плодов через несколько дней после цветения, задолго до того, как плоды достигнут фазы биологической спелости. В переработку на икру идут более зрелые плоды кабачка и патиссона [1–3].

Наиболее ценными представителями вида C. pepo L. с точки зрения производства овощной продукции являются тыквы и кабачки. Согласно последним данным Продовольственной и сельскохозяйственной организации Объединенных Наций за 2019 год, тройку стран лидеров по количеству произведенной продукции тыкв, кабачков и патиссонов (культуры не разграничены статистикой) составляют: Китай – 8,3 млн т., Украина – 1,3 млн т, Россия – 1,1 млн т. По возделываемым площадям лидируют Китай (материковая часть) – 450,6 тыс. га, Камерун – 176,1 тыс. га и Турция – 126,2 тыс. га. Всего в мире за 2019 год посевные площади, занятые под тыквенными культурами, составили около 1 539 023 га, с которых было собрано 22 900 826 т продукции. Посевные площади только под тыквами, кабачками и патиссонами составили 19,4% от общей площади, занятой под тыквенными культурами, урожай с них составил 9,6% от общего [FAOSTAT].

Основной мировой тенденцией в производстве овощей является использование гибридов F 1 . Помимо проявляющегося эффекта гетерозиса производство гибридных семян позволяет защищать авторские права производителей селекционно-семеноводческой продукции. Самыми крупными мировыми производителями семян овощей являются такие компании, как Semenis (дочерняя компания транснациональной корпорации Bayer), Syngenta (дочерняя компания китайской госкорпорации ChemChina), Rijk Zwaan Zaadteelt en Zaadhandel BV (Нидерланды). Исходя из отчетов, представленных в открытых источниках, ассортимент семян тыквенных культур данных компаний состоит исключительно из гибридных форм.

На 2021 год в Государственном реестре селекционных достижений, допущенных к использованию в Российской Федерации, зарегистрировано 290 сортов и гибридов C. pepo L., оригинаторство 24 из которых принадлежит ФГБНУ ФНЦО, занимающегося селекцией тыквенных культур уже более 100 лет. 44% селекционных достижений культур данного вида составляют гибриды.

Небольшое количество гибридов и превалирование над ними сортов в российской селекции тыквенных культур свидетельствует об отсутствии у селекционеров возможности внедрять технологии, позволяющие быстро создавать родительские линии для гибридов F1. В связи с этим выровненный линейный материал приобретает особую ценность в селекционном процессе. Линии должны обладать комплексом хозяйственно ценных признаков: устойчивостью к биотическим и абиотическим факторам внешней среды, женским типом цветения, высокими вкусовыми и технологическими качествами. Данные признаки тяжело совместить в одном образце, но при помощи методов биотехнологии можно ускорить селекционный процесс.

Создание выровненной по хозяйственно ценным признакам линии методами классической селекции может быть достигнуто только за счет проведения искусственного самоопыления (инцухтов) в течение 7-10 лет, но и в этом случае нельзя достигнуть полной гомозиготности. Для растений, относящихся к виду C. pepo , несмотря на наличие достаточно крупных цветков, с которыми легко проводить скрещивания, процесс искусственного самоопыления трудоемок ввиду особенностей культуры. У этого вида цветки раздельнополые, и достаточно тяжело подобрать мужские и женские цветки одного возраста. Все скрещивания необходимо проводить вручную и индивидуально изолировать каждый цветок. Все эти моменты обуславливают большие временные и трудовые затраты, необходимые для создания новых чистых линий и гибридных комбинаций F 1 . Использование технологий получения удвоенных гаплоидов (DH-технологии) позволяет создать 100% гомозиготную линию в течение 1-2 лет, что в свою очередь многократно повышает эффективность селекционного процесса. Кроме того, конъюгация и кроссинговер хромосом в профазе I мейоза, их случайное расхождение в анафазе I и сочетание в микроспорах и мегаспорах, значительно повышают число классов расщепления. Каждый удвоенный гаплоид является отдельным генотипическим и фенотипическим образцом с уникальным сочетанием гомозиготных аллелей. Наиболее ценные «исключительные» генотипы возникают с небольшой частотой, в связи с чем особенно важно повышать эффективность технологий, увеличивая выход удвоенных гаплоидов.

Получение удвоенных гаплоидов у C. pepo весьма актуально не только по причине ускорения селекционного процесса, но и за счет реализации значительного потенциала гаметоклональной изменчивости, заложенной у этого вида. Вид C. pepo отличается огромным многообразием форм. В связи с большой амплитудой изменчивости, присущей виду, A.N.Duchesne называл его Cucurbita polymorpha . Н.И. Вавилов отмечал, что в пределах C. pepo L. имеются формы, легко скрещивающиеся между собой и в то же время отличающиеся примерно в 1000 раз по массе плодов [5]. Вид характеризуется огромнейшим разнообразием формы плода (от круглой до очень длинной или до плоской) и окраски (зеленой, оранжевой, желтой, белой). При этом интенсивность окраски также сильно варьирует от яркой до бледной, окраска – от почти черной до почти белой. Цветовые узоры на плоде могут включать продольные полосы различной ширины и пятнистость, сетчатость, а также иметь сложный двухцветный узор, так что на поверхности одного плода может присутствовать сразу четыре цвета [3].

Среди вида C. pepo L. было выделено восемь групп, принадлежащих к двум подвидам (subsp. pepo и subsp. texana), отчетливо различающихся по форме плода и выращивающихся для кулинарных целей, которые в англоязычной литературе получили следующие названия: pumpkin, scallop, acorn, crookneck, straightneck, cocozelle, vegetable marrow, zucchini [6,7].

Проведенное молекулярное исследование генетического разнообразия рода Cucurbita с использованием SSR маркеров показало, что C. pepo L. содержит, безусловно, наибольшую генетическую изменчивость среди видов, относящихся к этому роду. Paris в 2016 году в своей работе представил наиболее полную характеристику вида C. pepo L., отражающую все генетическое разнообразие [3].

Получение генетически стабильных (100% гомозиготных) удвоенных гаплоидных (DH) линий за одно поколение может значительно ускорить селекционный процесс. Кроме того, поскольку у гаплоидов и удвоенных гаплоидов все гены находятся в гомозиготном состоянии, все рецессивные признаки у таких растений хорошо видны, так как они не маскируются под действием доминантных аллелей. Селекционеру удобно проводить отбор желаемых генотипов, фиксировать мутации и проводить скрининг уже в первом поколении. Кроме того, отбор на гаплоидном уровне может позволить исключить генотипы, обладающие нежелательными мутациями [8]. Полученные гомозиготные DH-растения могут напрямую стать новыми сортами или ценными родительскими линиями для получения гибридных растений F 1 [9]. Наличие DH-линий в большом количестве повышает эффективность селекционных программ, в связи с чем очень желательны надежные протоколы индукции гаплоидов для создания гомозиготных линий.

Исследования по получению удвоенных гаплоидов и их использованию для решения фундаментальных и практических задач уже проводятся в мире в течение 100 лет. На данный момент протоколы производства удвоенных гаплоидов уже описаны для 384 видов. Они разработаны путем применения различных in vivo и in vitro гаплоидных технологий, таких как опыление облученной пыльцой, межвидовые и внутривидовые скрещивания, скрещивание с естественно или искусственно полученными линиями гаплоидных индукторов, культура неопыленных завязей или семяпочек in vitro и культура изолированных пыльников или микроспор in vitro [10]. Для культур, относящихся к семейству Cucurbitaceae , большая часть протоколов разработана для огурца и дыни, в то время как для культур, относящихся к такому экономически значимому виду как C. pepo , их количество невелико, в связи с чем их разработка является крайне актуальной.

История открытия гаплоидов и первыегаплоиды у культур семейства Cucurbitaceae

Первые два гаплоидных покрытосеменных растения, для которых было получено цитологическое подтверждение, были обнаружены у дурмана обыкновенного (Datura stramonium L.) при проведении опытов с применением холодовой обработки для индукции хромосомных нарушений [11,12]. Однако, опираясь на сведенья Harland [13], можно предположить, что гаплоиды были впервые описаны несколько ранее на хлопке сорта Man Cotton, образующем относительно многочисленные пары близнецов в семенах [14]. Вскоре за этим последовали аналогичные открытия гаплоидов и у других видов, например, Nicotiana tabacum [15], Triticum compactum [16], Lucopersicum esculentum [17]. Список видов, у которых обнаруживались гаплоиды, стремительно пополнялся, многие ученые, занимающиеся генетикой и селекцией достаточно быстро поняли перспективность этого открытия, появилось большое количество научных работ, связанных с гаплоидией, и первые обзорные публикации [18,19]. На возможность получения гомозиготных линий путем удвоения хромосом еще в 30-е годы XX века указали в своих работах многие отечественные и зарубежные ученые [20–24], но разработка методики и практическое ее использование для ускоренного создания гомозиготных диплоидных линий были осуществлены лишь в 1949 году [25]. Chase признан одним из первых, кто включил гаплоиды в программу селекции, в данном случае путем индукции гаплоидов в кукурузе через партеногенез и с последующим удвоением их хромосомного набора [26]. Основной прорыв гаплоидных технологий произошел после открытия процесса анд-рогенеза, когда было показано, что гаплоидные растения могут быть получены из изолированных пыльников в культуре in vitro [27,28].

Несмотря на то, что открытие гаплоидных форм произошло в начале ХХ века, только через тридцать лет удалось обнаружить гаплоиды в семействе Cucurbitaceae . Первое упоминание об обнаружении гаплоидных близнецовых зародышей в семенах, полученных от межвидовых скрещиваний C. maxima x C. moschata , произошло в работе Hayase, вышедшей в 1954 году. Автору удалось не только подробно описать выращенные из близнецовых зародышей растения, но и получить кариологическое подтверждение гаплоидного набора хромосом. В работе отмечалось, что эти растения формировали женские цветки в большом количестве, в то время как мужские цветки либо вообще не образовывались (в полевых условиях), либо их можно было обнаружить (в условиях теплицы), но при этом пыльники в них были пустыми белого или коричневого цвета. При опылении женских цветков нормальной пыльцой различных диплоидных растений происходило завязывание плодов, однако семян в них не было [29].

В 1958 году L.E. Aalders, проводя опыты с семенами огурца Cucumus sativus L., обнаружил, что при помещении в воду большая часть семян огурца тонет, а другая часть остается на поверхности воды. При извлечении зародышей из плавающих на поверхности воды семян и помещении их на питательную среду в культуре in vitro , ему удалось обнаружить и вырастить гаплоиды. Всего им было получено 13 моноплоидных растений (термин «monoploids» автор использовал в своих статьях), но только восемь из них удалось довести в теплице до цветущего состояния [30]. Несмотря на произведенные обработки колхицином и образующиеся плоды, получить семян от самоопыления в этом исследовании так и не удалось. Способ выделения гаплоидов из флотирующих на поверхности воды семян, предложенный Aalders, до сих пор успешно используется с различными модификациями, как у огурца, так и у других культур семейства Тыквенные [31,32].

Гаплоидные растения также удалось получить у дыни в потомстве от межвидового скрещивания Cucumis melo L. (2n = 2x = 24) с Cucumis ficifoliu s A. Rich (2n = 4x = 48). При этом количество обнаруженных гаплоидов было крайне низким (до трех гаплоидных зародышей на 1000 семян) и зависело от генотипа и сезона [33].

Низкий уровень спонтанного образования гаплоидов в природных популяциях у культур семейства Cucurbitaceae (менее одного гаплоидного зародыша на тысячу семян) (Aalders, 1958) способствовал проведению исследований по индукции гаплоидии с использованием различных химических и физических факторов и биотехнологических методов in vitro. Однако по сравнению с другими сельскохозяйственными культурами, для которых уже в 70-х годах ХХ века были созданы сорта с использованием DH-линий (сорт рапса (Brassica napus) Maris Haplona [34], сорт Mingo у ячменя (Hordeum vulgare) в 1980 году [35] и т.п.), сообщения об успешном получении гаплоидов в этом семействе были крайне малочисленными.

Использование рентгеновских лучей (Х-лучи) в качестве мутагенного фактора широко использовалось учеными в 50-60-х годах XX века. В 1958 году при проведении опытов по облучению семян арбуза рентгеновскими лучами (48,000 r) было получено диплоидное растение, у которого одна из ветвей была гаплоидной. Листья и цветки на гаплоидной плети были меньшего размера, а стебель и лепестки были тоньше. Получить плод на этой ветви не удалось, несмотря на предпринятые попытки опыления [36]. Это одна из первых работ по индуцированному получению гаплоидов у культур семейства Cucurbitaceae .

Первые исследования по индукции андрогенеза в семействе Cucurbitaceae были проведены на Luffa cylindrica в 1979 году [37]. Пыльники, выделенные из бутонов длиной от 1 до 4 см, культивировали на питательной среде MS. Авторы протестировали большое количество разнообразных регуляторов роста в различных сочетаниях, добавленных в индукционную питательную среду, в результате чего удалось добиться образования белозеленого каллуса в растрескивающихся пыльниках. Цитологические исследования показали, что часть микроспор при культивировании переходила на спорофит-ный путь развития. Проведенные эксперименты по индукции органогенеза из полученного каллуса при его субкультивировании на различных питательных средах не увенчались успехом, и получить растения не удалось.

В 1983 году было сообщено о получении первого гаплоидного растения арбуза в культуре изолированных пыльников in vitro , однако при пересадке в грунт это растение погибло [38].

C тех пор как San Noeum в 1976 году получил первые гаплоидные растения в культуре неоплодотворенных завязей/семяпочек in vitro у ячменя Hordeum vulgare [39], работы по культивированию женского гаметофита были продолжены и на других сельскохозяйственных культурах. Первое сообщение об успешном получении удвоенных гаплоидов в семействе Cucurbitaceae было сделано Dumas de Vaulx R. и Chambonnet D. в 1985 году [40]. Авторам удалось индуцировать гиногенное развитие и получить растения C. pepo L. в культуре неопыленных семяпочек in vitro. В своей работе авторы изучили влияние стадии развития женского гаметофита на образование эмбриодов у семи коммерческих гибридов F1 (Ambassador, Black Beauty, Diamant, Greyzini, Opal, Tara, Tarmino). Наилучшие результаты были получены из семяпочек, извлеченных из женских цветков, находящихся на стадии за один день до распускания цветка. Максимальный выход составил 4,3 эмбриоида на 100 культивируемых семяпочек. При этом было отмечено, что из одной семяпочки могло образовываться сразу несколько эмбриоидов. Всего в теплицу было высажено более 50 растений, большинство из которых имели диплоидный набор хромосом, однако встречались мик-соплоиды, анеуплоиды, полиплоиды. При этом отмечалось, что фенотипы полученных в культуре неопыленных семяпочек диплоидных растений отличались от гибридных растений-доноров, и, кроме того, индивидуальные растения отличалось между собой. Потомство, получен- ное от самоопыления диплоидных растений-регенерантов при высадке на следующий год и оценке по морфологическим признакам, выглядело достаточно выровненным. Все это свидетельствовало о гаметофитном происхождении полученных растений [40,41].

Работы по индукции гаплоидии при культивировании неопыленных завязей/семяпочек в дальнейшем продолжились и на других культурах семейства Cucurbitaceae [42–46].

Одной из самых популярных технологий получения гаплоидов в семействе Cucurbitaceae является технологии спасения партенокарпических зародышей, индуцированных опылением γ-облученной пыльцой. Впервые об успешном получении гаплоидов при опылении пыльцой, обработанной Со60, было сообщено для дыни Cucumis melo L. [47], а впоследствии эта технология была применена на огурце [48–50]. Значительно позже появились сообщения об использовании этой технологии у видов, относящихся к роду Cucurbita : для кабачка C. pepo [51], тыквы мускатной C. moschata [52] и тыквы крупноплодной C. maxima [53].

Основные достижения по получению удвоенных гаплоидов у культур семейства Cucurbitaceae были освещены в ряде обзоров [54–58] и опубликованы в виде протоколов, в том числе и в вышедшей в 2021 году книге «Doubled Haploid Technology» под редакцией Jose M. Segui-Simarro [10,59–63].

Современное состояние исследованийпо получению удвоенных гаплоидов C.pepo.L.

Для получения удвоенных гаплоидов у культур C. pepo L. обычно используют три различных метода: партеногенез in situ стимулированный обработанной/облученной пыльцой, гиногенез in vitro (культура неопыленных семяпочек in vitro ) и андрогенез in vitro (культура пыльников/микроспор in vitro ) [56,64]. При партеногенезе in situ индукция развития гаплоидного партеногенетического эмбриоида происходит из яйцеклетки под воздействием in vivo опыления облученной пыльцой. В качестве источника облучения пыльцы чаще всего применяют γ -лучи ( γ -облучение), используя 60Co и 137Cs, либо Х -лучи (рентгеновское облучение). Впоследствии, через 3-4 недели образовавшийся эмбриоид извлекается из семени и помещается на питательную среду в условия in vitro , для прорастания и развития во взрослое растение. При андрогенезе и гиногенезе, изолированные пыльники или семяпочки из неопыленных завязей культивируют на индукционной питательной среде в условиях in vitro . В этих случаях под воздействием различных индуцирующих факторов (температурные обработки, регуляторы роста растений и т.п.), происходит переключение программы развития мужского/женского гаметофита на спо-рофитный путь развития. Формирование взрослого растения при этом возможно как за счет прямого эмбриогенеза (этот путь более предпочтительный), так и через промежуточную стадию – образование каллуса. Поскольку во всех трех способах процесс происходит в гаплоидных клетках, то первоначально формирующейся эмбриоид или каллус будет иметь гаплоидный набор хромосом. На втором этапе под воздействием определенных факторов/агентов происходит удвоение хромосом, и образующийся организм приобретает диплоидный набор хромосом с гомозиготным состоянием аллелей.

У каждого из этих методов при использовании их для тыквенных культур имеются свои преимущества и ограничения, которые были освещены в ряде обзоров [55–57]. Для эффективного внедрения гаплоидных технологий в селекционный процесс необходимо добиваться увеличения выхода удвоенных гаплоидов, воспроизводимости разрабатываемых методик, что невозможно сделать без тщательной отработки всех этапов технологии. Полученные растения-регенеранты необходимо в дальнейшем обязательно исследовать на уровень плоидно-сти и на гомозиготность.

Партеногенез

Первые работы на C. pepo. L., целью которых было получить гаплоидные растения методами опыления облученной пыльцой, были начаты Kurtar, Sari, Abak в 2002 году [51] и продолжаются до настоящего времени [65] (табл. 1). За все время было изучено около 60 генотипов C. pepo. L. В большинстве экспериментах в качестве источника γ-облучения использовали Co60, ввиду легкости его применения, хорошей проникающей способности в ткани и индукции высокой скорости мутации при низкой летальность по сравнению с другими видами облучения. Только в исследовании Košmrlj et al., проведенном на тыкве голосемянной C. pepo ssp. pepo var. styriaca [8], сообщалось об успешном использовании Х-излучения (рентгеновское облучение). Облучению обычно подвергали либо мужские цветки (часто после удаления чашелистиков и лепестков) [66], либо заранее изолированные пыльники [8,51,62,65]. Обязательным условием являлась строгая изоляция женского цветка за сутки до распускания и сразу после опыления, чтобы избежать нежелательных опылений. Известно, что одним из важнейших факторов, определяющих успех этой технологии, будет правильно подобранная доза облучения (Гр мин-1). На практике оптимальной чаще всего оказывается критическая доза или полулетальная доза (LD50, то есть доза для ингибирования прорастания 50% пыльцы) [56]. Дозы облучения не должны быть такими высокими, чтобы полностью ингибировать прорастание пыльцевых трубок, но в то же время они должны быть достаточно высокими, чтобы нарушать нормальное оплодотворение и препятствовать образованию диплоидных гибридных эмбриоидов. Авторы проводили эксперименты с различными дозами облучения в диапазоне от 25 Гр [51,67] до 400 Гр [51] для γ-облучения и от 50 до 350 Гр для Х-облучения. Оптимальная доза в разных исследования значительно колебалась в зависимости от генотипа и составляла 50 Гр [51,65],150 Гр [65–67] и 200 Гр [8]. При использовании рентгеновского излучения было отмечено, что завязы-

Таблица 1. Краткие протоколы индукции гаплоидов Cucurbita pepo L. путем опыления облученной пыльцой. Table 1. Concise protocols of Cucurbita pepo L. haploid induction through pollination with irradiated pollen

Генотип дон. раст-я/ Genotype of donor plant

Источник излучения / доза облучения (Gy) /

Radiation source / radiation dose (Gy)

Возраст зародыша (недель после опыления) /

Embryo (weeks after pollination)

Индукционная среда / Induction medium

Рег. среда / Regeneration medium

Температурный режим / Temperature regime

Метод определения плоидности/ Method for ploidy determination

Идентифицированная плоидность/ Identified ploidy

Литературные источники/ References

Eskenderany, Acceste, Sakız, Urfa Yerli

25, 50, 75, 100, 200, 300, 400 (Co60)

4–5 недель

E20A +

S 20 г/л +

A 10 г/л +

IAA 0,01 мг/л

E20A + S 20 г/л + A 10 г/л + IAA 0,01 мг/л

28 ± 1°C, Ph16/8, 3000 Lx

ППХ

H-43,7%, DH- 56,3%

Kurtar et al., 2002 [51]

Gleisdorfer O ̈ lku ̈rbis, GL Opal, GL Maximal, Gleisdorfer Diamant, Beppo, Elite F 1 , Slovenska golica, Rumena golica, Yellow Long, Turkey #2, Naked Seed, White Acorn, Muscade de Provence

0, 50, 100, 150, 200, 300, 350 (X-ray)

4 недели

E20A +

S 20 г/л +

A 10 г/л +

IAA 0,01 мг/л

E20A +

S 20 г/л +

A 10 г/л +

IAA 0,01 мг/л

23°C, Ph16/8

ПЦ

H, DH, TrP, TeP

Košmrlj K, Murovec J, Bohanec B, 2013 [8]

-

25, 50, 75, 100, 200 (Co60)

-

-

-

-

MA, ПЦ

H-38,6%, DH-61,4%

Ebrahimzadeh et al., 2013 [67]

14 селекционных образцов

150, 200, 300 (Co60)

4–5 недель

CP + S 30 г/л + A 8 г/л + B12 0,08 мг/л + IAA 0,02 мг/л

-

25°C, Ph 16/8

-

H-11%, DH-89%

Baktemur et al., 2014 [66]

17 селекционных образцов

150 (Co60)

3-4 недели

MS +

S 30 г/л +

A 7 г/л +

IAA 0,1 мг/л

-

26°С±1°С, Ph16/8, 3000 Lx

MA

H, DH

Kurtar et al., 2017 [68]

14 селекционных образцов

150 (Co60)

3-4 недели

E20A + S 20 г/л +

A 8 г/л + IAA 0,01 г/л

MS +

S 30 г/л +

A 7 г/л +

IAA 0,1 мг/л +

BAP1,0 мг/л

28°С±1°С, Ph16/8 5000 Lx

MA

H, DH

Kurtar et al., 2021 [62]

ваемость плодов значительно снижалась при 200 Гр, тогда как при 100 Гр наблюдалось снижение образования зародышей. Также интересным представлялся обнаруженный факт, что образование тетраплоидных зародышей коррелировало с повышенным уровнем излучения, используемого для пыльцевых зерен [8].

Вторым важным моментом технологии будет определить, на какой стадии необходимо изолировать образовавшийся партеногенетический зародыш и сколько дней от опыления должно пройти. Этот показатель также может варьировать в зависимости от генотипа донорного растения и использующейся питательной среды для «спасения зародыша». В опубликованных исследованиях возраст плода, из которого извлекали зародыш, составлял от 3-4 недель после опыления [67,68] до 4-5 недель [8,51,68]. В плодах более длительного срока созревания – 5-6 недель увеличивался процент некротических эмбриоидов коричневого и черного цвета. Поскольку самым трудозатратным в этой технологии будет процесс извлечения зародышей из семян, то этому этапу уделяется особенное место. При рассмотрении экономической эффективности (трудозатраты, затраченное время, микробные загрязнения, сохранность эмбриоидов) наилучшими методами считается «посев семян непосредственно в питательную среду» и «осмотр семян под флуоресцентным источником света» [32]. Наиболее распространенный метод, применяемый у тыквенных культур, — это проверка серии семян одно за другим под стереомикроскопом. Именно этот метод применяли и для C. pepo L. Стадия развития, на которой находились зародыши при извлечении их из семян, могла быть от глобулярной до семядольной, что также влияло на последующее развитие зародыша во взрослое растение-регенерант и на конечный выход гаплоидов и удвоенных гаплоидов. Было отмечено, что из эмбриоидов на глобулярной стадии развития развивались только гаплоидные растения (2n = 20), тогда как из зародышей на семядольной стадии развития развивались диплоиды (2n = 40). Из эмбриоидов на стадии торпеды и из сердцевидных зародышей могло образоваться до 53,8% и 23,1% гаплоидных растений соответственно [51,66]. Хотелось бы отметить, что образование диплоидных растений не всегда будет связано с процессом спонтанной диплоидизации первоначально гаплоидных эмбриоидов. В работе Košmrlj et al. [8], при проверке полученных диплоидных растений с использованием SSR-маркеров было показано, что все они являются зиготическими зародышами.

В качестве индукционных питательных сред, на которые помещали незрелые зародыши, использовали среды E20А [8,51,68] и MS [69] c добавлением IAA (0,01 мг / л) [65] и среда CP [70] дополненная витамином B12 (0,08 мг/л) и IAA (0,02 мг / л) [66]. Kurtar et al., [65] в 2021 году модифицировал питательную E20A, увеличив содержание Na 2 EDTA и FeSO 4 *7H 2 O в 2 раза и снизив концентрацию агара с 10 г/л до 8 г/л. В качестве регенерационной питательной среды в дальнейшем использовали E20А[51], и MS с добавлением IAA (0,01 мг / л) и BAP (0,01 мг/л) [67].

Режим культивирования в разных протоколах мог несколько варьировать по температуре от 23°С [8], 25°С [68], 26°С [65,67] и до 28°С [51,62]. Культивирование во всех случаях проводили на свету при 16-часовом фотопериоде и интенсивности освещенности от 3000 люкс

[51,65] до 5000 люкс [67]. Максимальный выход по этой технологии был получен Kurtar et al. в 2021 году [65]. Авторам удалось получить 64 семенника, из которых было выделено 7034 семени с 521 зародышем. Всего регенерировано 144 растения, из которых 28 – гаплоидных, 77 – диплоидных и 6 – миксплоидных растений. Среднее количество семян на один семенник/завязь составило 110 штук, а количество образовавшихся зародышей на одну завязь – 8 шт. Полученный результат является хорошим достижением, но учитывая большую генотипспецифичность, для массового включения этой технологии в селекционные программы его еще нужно улучшать.

Андрогенез

Число публикаций, в которых сообщается об успешной индукции андрогенеза у C. pepo L. крайне ограничено [44,63,71–73], впрочем, как и для всех представителей семейства Cucurbitaceae . Первое упоминание об исследовании, в котором сообщалось об успешном получении нескольких гаплоидных растений C. pepo было проведено ShailJW, Robinson RW в 1987 году [74]. На данный момент нет ни одного сообщения об использовании культуры изолированных микроспор для этого вида, хотя именно эта технология является наиболее перспективным способом получения удвоенных гаплоидов, поскольку отсутствие соматических тканей в культуре in vitro позволяет не ставить под сомнение происхождение полученных растений. Хорошо известно, что на индукцию андро-генеза влияют многие факторы, такие как генотип, условия роста донорных растений, стадия развития микроспор, использующиеся предварительные температурные обработки, состав индукционной и регенерационной питательной среды, условия культивирования и субкультивирования.

Сорт Eskandrani оказался относительно отзывчивым к андрогенезу и использовался практически во всех опубликованных протоколах [71–73] в качестве исходного материала. В 2006 году [73] в исследования были включены и другие генотипы (Arlika F 1 , E 82-110 F 1 , Giad F 1 , Rula F 1 , Queen F 1 , Yellow Bik F 1 ), среди которых наибольшая отзывчивость к андрогенезу была выявлена у образца Yellow Bik F 1 .

Все исследователи использовали мужские цветочные бутоны, собранные рано утром. Оптимальный размер бутонов, содержащий пыльники с микроспорами на средней или поздней стадии развития, для этого вида составляет 9-10 мм (длина) и 4–6 мм (ширина). Плотно закрытые бутоны с такими параметрами бутонов отбирают для введения в культуру in vitro и выделяют из них пыльники.

Поскольку мужские бутоны кабачка имеют опушение и более чувствительные к температурной обработке покровные ткани, по сравнению с женскими бутонами и партено-карпными плодами, то использовать стерилизацию 96% спиртом с последующим краткосрочным обжиганием для этой технологии не подходит. Во всех исследованиях по андрогенезу рекомендовалось проводить ступенчатую стерилизацию материала с использованием 70% водного раствора этанола и 5,2% гипохлорита натрия.

Хорошо известно, что для перехода микроспор с гаметофитного на спорофитный путь развития необходимо использовать индуцирующие стрессовые факторы. Чаще всего с этой целью используют разнообраз-

Таблица 2. Краткие протоколы индукции гаплоидов Cucurbita pepo L. в культуре пыльников in vitro Table 2. Concise protocols of Cucurbita pepo L. haploid induction through anther culture in vitro

Генотип дон. раст-я/ Genotype of donor plant Холодовая предобработка/ Cold pretreatment Индукционная среда/ Induction medium (mg/l) Условия культивирования до образования каллуса / Cultivation conditions before callus formation Рег.среда/ Regeneration medium Условия регенерации каллуса / Callus regeneration conditions Условия культ-я растений R0/ Cultivation conditions for R0 plants Метод определения плоидности/ Method for ploidy determination Идентифицированная плоидность/ Identified ploidy Литературные источники/ References Eskandarani 4°C - 4 с. MS + S (30, 60, 90, 120, 150 г/л) + A 8 г/л + 2,4-D (0,1, 1,0, 2,5, 5) мг/л. в темноте 35 °C в течение 7 с., далее в темноте 25 °C в течение 28 с. MS + S 30 г/л + A 8 г/л + KT 0,05 мг/л + NAA 0,05 мг/л; MS б/г 25 ± 1 °C, Ph 16/8 , 1000 Lx, (4 недели); 25 °C, Ph16/8, 3000 Lx (4 недели) ППХ H-50%, DH-50% Metwally et al., 1998a [71] Eskandarani 4°C - 4 с. MS + S 100 г/л + A 8 г/л + 6 мг/л 2,4-Д в темноте 35°С в течение 7 c., далее 4 недели 25°С MS + S 30 г/л + A 8 г/л + KT 0,05 мг/л + NAA0,05 мг/л 25 °C, холодный белый свет, Ph16/8 (4 недели); MS + IВA 1 мг/л, 25°C, Ph16/8 (3000 Lx) ППХ H- 60%, DH -13%, AnP -17% Mohamed, Refaei, 2004 [72] Arlika F1, Eskandrani cv., E 82-110 F1, Giad F1, Rula F1, Queen F1, Yellow Bik F1 4°C - 4 с. MS + 100 г/л S + A 8 г/л + 2,4-D 5 мг/л в темноте 32°C в течение 7 c.; далее в темноте 25°C 4 недели MS + 30 г/л S + KT 0,05 мг/л + IAA 0,05 мг/л 25°C, 16/8 Ph, (3000 Lx), 4 недели; MS б/г (4 недели) MS б/г, 25°C, Ph16/8 ППХ H - 48,3%, DH-51,7% T.A. Shalaby, 2006 [73] Межвидовые гибриды C.pepo 4°C - 4 с. MS + S (50, 120, 150 г/л) + 8 г/л A + 2,4-D (1,0, 5,0 мг/л) в темноте при 35 °C в течение 7 с., далее 25 °C (пересадка на 5 неделе) MS + KT 0,05 мг/л + NAA 0,05 мг/л в течение 4 недель, далее MS б/г 25 ± 1 °C, Ph 16/8 (пересадка с отрезанием корней через 10 с) MS б/г 4 недели; MS + NaCl 0,5 мг/л (10 с), MS + NaCl 0,5 мг/л (10 с) ППХ H, DH Rakha et al., 2012 [44] Eskenderany F1, Acceste F1, Sakiz, Urfa Yerli Без х. о. MS + S 120 г/л + A 7 г/л + 2,4-D 2 мг/л + BAP 0,5 мг/л 35 °C -7 c. в темноте; 26 °C, Ph 12/12, 1500 Lx(7 c) далее Ph16/8 (пересадка каждые 10 с) MS + A 8 г/л + BAP 4 мг/л, NAA 0,05 мг/л 26 °C, Ph 12/12, 1500 Lx (7 c), 26 °C, Ph 16/8, 3000 Lx (3-5 недель) MS + IAA 0,01 мг/л ; 26 °C, Ph16/8, 3000 Lx - - Kurtar E.S., Seymen M. (2021) [63] ные предобработки и обработки пониженными и повышенными температурами, либо сочетание контрастных температурных режимов культивирования [75]. Впервые об успешном использовании предварительной холодовой обработки было сообщено в 1973 году при культивировании пыльников дурмана [76], и в последующем она использовалась при андрогенезе у многих культур. Во всех опубликованных для C. pepo исследованиях рекомендовалось также использовать холодовую предобработку бутонов при 4°С в течение 4 суток (табл. 2).

Все исследователи в качестве индукционной питательной среды использовали агаризованную среду MS [69] с различными концентрациями сахарозы: от 30 г/л до 150 г/л [71]. Концентрации сахарозы, оптимальные для индукции каллусообразования у культивируемых пыльников, находились в достаточно широком диапазоне от 90 до 150 г/л [44,63].

Культивировать пыльники рекомендуется в темноте при использовании обработки повышенной температурой в течение 7 дней при 350С [71,72] или 320С [73], а затем при 250С (табл. 2).

Metwally et al. [71] получил максимальный выход при использовании индукционной среды с добавлением сахарозы в концентрации 150 г/л в сочетании с 2,4-D в концентрации 5 мг/л. Всего удалось получить в этом варианте опыта 19,3 растения или 30 растений на 100 пыльников. Во время исследования был проведен подсчет хромосом у 20 полученных растений-регенерантов, из которых 10 были диплоидными, а 10 – гаплоидными.

Исследования Mohamed, Refaei по изучению влияния сезонного фактора на выход андрогенных растений [72] показали, что максимальный выход растений-регенератов был получен из пыльников, высеянных в ноябре, что превышало в два раза число у высеянных в марте и составило 260 растений на 100 пыльников. Анализ уровня пло-идности показал, что 60% образовавшихся в культуре пыльников растений были гаплоидными, 23% – диплоидными и 17% – анеуплоидными.

Shalaby [73] было отмечено, что самым отзывчивым к каллусообразованию генотипом оказался Yellow Bik F 1 , у которого наблюдали самый высокий процент образования эмбриогенного каллуса – 38,7%, а количество регенерированных растений на каллус составило 8,9 шт. В общем количестве полученных и проанализированных на уровень плоидности растений 48,3% оказались гаплоидными, а 51,7% – диплоидными.

Существенный прорыв в получении удвоенных гаплоидов при использовании мужского гаметофита у вида C.

Таблица 3. Краткие протоколы индукции гаплоидов Cucurbita pepo L. в культуре неопыленных завязей/семяпочек in vitro Table 3. Concise protocols of Cucurbita pepo L. haploid induction through unpollinated ovary/ovule culture in vitro

Генотип дон. раст-я/ Genotype of donor plant

Стадия бутона /Bud Stage

Холодовая предобр-ка/ Cold pre-treament

Индукционная среда/ Induction medium

Условия культ-я семяпочек/ Conditions for the cultivation of ovules

Рег. среда/ Regeneration medium

Условия культ-я растений R 0 / Cultivation conditions for R 0 plants

Метод определения плоидности/ Method for ploidy determination

Идентифицированная плоидность/ Identified ploidy

Литературные источники/ References

Ambassador, Black Beauty, Diamant, Greyzini, Opal, Tara, Tarmino

Fl;

Fl-1; Fl-2

без х.о.

C +

S 30г/л +

A 8 г/л +

2,4 D 0,1 мг/л +

КТ 0,1 мг/л

25 °С, Ph 12/12

С б/г +

S 30 г/л +

A 8 г/л

25°С, Ph 12/12

ППХ, МА

DH, AnP

Dumas de Valux, Chambonnet, 1986 [41]

Eskandarani

Fl-1

без х.о. без х.о., 4 °C - 2 с, 4 °C - 4 с, 4 °C - 8 с

MS +

S 30 г/л +

A 8 г/л +

2,4-D (0,1, 1,0, 5,0, 10 мг/л)

25±1 °C, Ph16/8 (4 недели)

MS б/г

25 ± 1°C Ph 16/8 (3000 Lx)

ППХ

H-25%, DH-75%

Metwally et al., 1998b [77]

-

Fl;

Fl-1

без х. о.

N6 + S 30 г/л + A 8 г/л +

2,4-D + NAA + BAP

25°C

Ph 14/10 (2000 lx)

N6 б/г +

S 30 г/л

/G 20 г/л +

A 8 г/л

25°C

Ph 14/10

(2000 Lx)

ЦА

H, DH

Xie et al., 2006 [82]

MHTC77, Queen , Raad, Reveneu, Rosita, Rola , Yellow Bik

FL

без х.о.

MS +

S (30, 60, 90 г/л) +

A 8 г/л + 2,4 D 1 мг/л +

КТ 1 мг/л

4 °С(4,7,12 с);

32 °С(4,7,12 с.); 25°С;

Ph 12/12 (пересадка каждые 4 нед.)

MS б/г

25 °С, Ph 16/8 (3000 Lx)

ППХ

H-65%, DH-35%

Shalaby, 2007 [73]

Межвидовые гибриды C.pepo

FL - 1

без х.о.;

4 °С (7, 14 с.)

Ms +

S 30 г/л +

A 8 г/л +

2,4D 1, 5 мг/л; через 28c: MS б/г. + S 30 г/л +

A 8 г/л

25 °С ± 1 °С, Ph 16/8

MS б/г + S 30 г/л + A 8 г/л (28c); MS б/г. + S 30 г/л + A 8 г/л + NaCl 0,5 мг/л (10 с); MS б.г. + S 30 г/л + A 8 г/л + NaCl 1 мг/л

25 °С, Ph 16/8 (пересадка с отрезанием корневой системы каждые 10 с.)

ППХ

H-60%, DH-40%

Rakha et al, 2012 [44]

22 селекционных образца

FL

без х/о, 4 °C - 1c, 4 °C - 2c

IMC +

S 30 г/л + A 8 г/л + Amp 200 мг/л +

2,4 D (1мг/л, 2 мг/л);

IMC +

S 30 г/л +

A 8 г/л +

Amp 200 мг/л +

TDZ (0,02мг/л, 0,2 мг/л)

25 °С, Ph 16/8 (2500 Lx)

Ms б./г. + S 20 г/л + Pht 3 г/л;

CBM +

S 20/г + Pht 3 г/л + NAA 0,2 мг/л + BAP 0,2 мг/л

25 °С, Ph 16/8 (2500 Lx)

ППХ, МА, ПЦ,

H, DH, TrP, TeP, AnP

Domblides et al., 2020 [80]

-

FL

без х. о.

MS +

S 20 г/л +

A 8 г/л +

2,4-D 2,0 мг/л

35 °C 3c темн., 26 °C, Ph 12/12 (1500 Lx- 7 с), далее Ph 16/8 3–4 нед.

MS +

S 20 г/л+

A 8 г/л 2,0 мг/л 2,4-D + 0,5 мг/л BAP;

MS + 4,0 мг/л BAP + 0,05 мг/л NAA + 0,1 мг/л TDZ; MS + 0,01 мг/л IAA + 1,0 мг/л BAP

26 °C Ph 16/8 (1500 Lx);

26°C, Ph 16/8 (3000 Lx) (пересадка каждые 7-14 с)

-

-

Kurtar, Seymen, 2021 [59]

Список литературы Получение удвоенных гаплоидов Cucurbita pepo L

  • Paris H.S. Summer squash: history, diversity, and distribution. HortTechnology. 1996;6(1):6–13.
  • Paris H.S. Summer squash. Vegetables I. 2008. p. 351–379.
  • Paris H.S. Germplasm enhancement of Cucurbita pepo (pumpkin, squash, gourd: Cucurbitaceae): progress and challenges. Euphytica. 2016;208(3):415–438.
  • FAOSTAT. [Электронный ресурс]. Режим доступа: http://www.fao.org/faostat/en/#data/QV Дата обращения: [17.05.2021]
  • Вавилов Н.И. О междуродовых гибридах дынь, арбузов и тыкв.(К проблеме о захождении видовых и родовых систематических признаков). Тр. по прикл. ботан. и селекции. 1924;1925:3–35. [Vavilov NI. On intergeneric hybrids of melons, watermelons and pumpkins (On the problem of the occurrence of species and generic systematic characters). Tr. by app. nerd. and selection. 1924; 1925:3–35. (In Russ.)]
  • Paris H.S. A proposed subspecific classifiaction for Cucurbita pepo. Phytologia (USA). 1986.
  • Paris H.S. Historical records, origins, and development of the edible cultivar groups of Cucurbita pepo (Cucurbitaceae). Economic Botany. 1989;43(4):423–443.
  • Košmrlj K, Murovec J., Bohanec B. Haploid induction in hull-less seed pumpkin through parthenogenesis induced by X-ray-irradiated pollen. Journal of the American Society for Horticultural Science. 2013;138(4):310–316. https://doi.org/10.21273/JASHS.138.4.310
  • Germana MA. Gametic embryogenesis and haploid technology as valuable support to plant breeding. Plant cell reports. 2011;30(5):839–857.
  • Seguí-Simarro J.M., Moreno J.B., Fernández M.G., Mir R. Species with haploid or doubled haploid protocols. Doubled Haploid Technology. 2021. p. 41–103.
  • Blakeslee A.F., Belling J., Farnham M.E., Bergner A.D.. A haploid mutant in the jimson weed, ‘"Datura Stramonium". Science. 1922;55(1433): 646–647. https://doi.org/10.1126/science.55.1433.646
  • Belling J, Blakeslee AF. The Configurations and Sizes of the Chromosomes in the Trivalents of 25-Chromosome Daturas. Proceedings of the National Academy of Sciences. 1924;10(3): 116–120. https://doi.org/10.1073/pnas.10.3.116
  • Harland S.C., Harland S.C. Plant Breeding: Present Position and Future Perspective. . 15 pp. Cambridge: University Press. Plant breeding: present position and future perspective. IIIrd Bateson Lecture. 1955.
  • Harland SC. The genetical conception of the species. Biological Reviews. 1936;11(1):83–112. https://doi.org/10.1111/j.1469-185X.1936.tb00498.x
  • Clausen RE, Mann MC. Inheritance in Nicotiana Tabacum: V. The occurrence of haploid plants in interspecific progenies. Proceedings of the National Academy of Sciences. 1924;10(4):121–124. https://doi.org/10.1073/pnas.10.4.121
  • Gaines EF, Aase HC. A haploid wheat plant. American Journal of Botany. 1926;13(6):373. https://doi.org/10.2307/2435439
  • Lindstrom E.W. A haploid mutant in the Tomato*. Journal of Heredity. 1929;20(1):23–30. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.jhered.a103092
  • Kimber G., Riley R. The relationships of the diploid progenitors of hexaploid wheat. Canadian Journal of Genetics and Cytology. 1963;5(1):83–88. https://doi.org/10.1139/g63-012
  • Хохлов C., Гришина Е., Зайцева М., Тырнов B., Малышева- Шишкинская H. Гаплоидия у покрытосеменных растений. 1970. 13 c. [Khokhlov S, Grishina E, Zaitseva M, Tyrnov B, Malysheva-Shishkinskaya H. Haploidy in angiosperms. 1970. 13 p. (In Russ.)]
  • Карпеченко Г.Д., Щавинская С.А. О половом обособлении тетраплоидных гибридов Raphanus × Brassica. Тр. Всесоюз. съезда по генетике, селекции, семеноводству и племенному животноводству. 1930;(2):267–276. [Karpechenko G.D., Shavinskaya S.A. Sexual isolation of Raphanus × Brassica tetraploid hybrids. All-Union. Congress on genetics, breeding, seed production and livestock breeding. 1930;(2):267-276. (In Russ.]
  • Навашин С.Г. Об изменении числа и морфологических признаков хромосом у межвидовых гибридов. Тр. по прикл. ботан. и селекции. 1927;17(3):121–150. [Navashin SG. On the change in the number and morphological characteristics of chromosomes in interspecific hybrids. Proceedings on Applied Botany, Genetics and Breeding. 1927;17(3):121-150. (Шт Russ.)]
  • Вавилов Н.И. Генетика на службе социалистического земледелия. 1932. [Vavilov N.I. Genetics at the service of socialist agriculture. 1932. (In Russ.)]
  • Карпеченко ГД. Экспериментальная полиплоидия и гаплоидия. Теоретические основы селекции растений. 1935;1: 398–434. [Karpechenko G.D. Experimental polyploidy and haploidy. Theoretical foundations of plant breeding. 1935;(1):398-434. (In Russ.)]
  • 24.Иванов М.А. Экспериментальное получение гаплоидов у Nicotina rustica (со специальным рассмотрением гаплоидии у цветковых растений). Изв. биол.-геогр. научн.-иссл. института при Восточно- Сибирском гос. университете. 1937;3(4): 56–71. [Ivanov MA. Experimental production of haploids in Nicotina rustica (with special consideration of haploidy in flowering plants). Izv. biol.-geogr. Scientific research Institute at the East Siberian State. university. 1937;3(4):56–71. (In Russ.)]
  • Chase S.S. Monoploid frequencies in a commercial double cross hybrid maize, and in its component single cross hybrids and inbred lines. Genetics. 1949;34(3):328. https://doi.org/10.1093/genetics/34.3.328
  • Chase S.S. Monoploids in maize. Heterosis. 1952; 389–399.
  • Guha S., Maheshwari S.C. in vitro production of embryos from anthers of Datura. Nature. 1964;204(4957):497–497. https://doi.org/10.1038/204497a0
  • Guha S., Maheshwari S.C. Cell division and differentiation of embryos in the pollen grains of datura in vitro. Nature. 1966;212(5057): 97–98. https://doi.org/10.1038/212097a0
  • Hayase H. Cucurbita-crosses. V. Occurrence of a haploid twin pair from a F1 progeny of C. maximta x C. moschata. Ikushugaku zasshi. 1954;4(2): 115–121. https://doi.org/10.1270/jsbbs1951.4.115
  • Aalders L.E. Monoploidy in cucumbers. Journal of Heredity. 1958;49(1): 41–44. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.jhered.a106762
  • Lotfi M., Salehi S. Detection of cucumber parthenogenic haploid embryos by floating of immature seeds in liquid medium. IXth EUCARPIA meeting on genetics and breeding of Cucurbitaceae. 2008. p. 375–380. https://w3.avignon.inra.fr/dspace/handle/2174/234
  • Baktemur G, Taşkin H, Büyükalaca S. Comparison of different methods for separation of haploid embryo induced through irradiated pollen and their economic analysis in melon (Cucumis melo var. inodorus). The Scientific World Journal. 2013;2013: 1–8. https://doi.org/10.1155/2013/529502
  • Dumas de Vaulx R. Obtention de plantes haploides chez le melon (Cucumis melo L.) apres pollinisation par Cucumis ficifolius A. Rich CR Acad Sci III-Vie. 1979;(289): 875–878.
  • Thompson KF. Oil-seed rape. 1972.
  • Ho K.M., Jones G.E. Mingo barley. Canadian Journal of Plant Science. 1980;60(1): 279–280.
  • Swaminathan M.S., Singh M.P. X-ray induced somatic haploidy in watermelon. Current Science. 1958;27(2):63–64.
  • Sinha S., Jha K.K., Roy R.P. In vitro development of callus from anthers in Luffa cylindrica. Current science. 1979.
  • Xue G.R., Yu W.Y., Fei K.W., Cui H.N., Sun R.X., GR X.. Yu W.Y., Fei K.W., Watermelon plants derived by in vitro anther culture. Plant Physiol Commun (CHN). 1983;(4): 4–42.
  • San Noeum LH. Haploides d, Hordeum vulgare L. par culture in vitro non fecondes. Ann. Amelior Plantes. 1976;(26):751–754.
  • Chambonnet D., De Vaulx R.D. Obtention of embryos and plants from in vitro culture of unfertilized ovules of Cucurbita pepo. Cucurbit Genet Coop. 1985;(8):66.
  • De Vaulx R.D., Chambonnet D. Obtention Of Embryos And Plants From In Vitro Culture Of Unfertilized Ovules Of Cucurbita Pepo. Genetic Manipulation in Plant Breeding. 1986. p. 295–298. https://doi.org/10.1515/9783110871944-048
  • Dirks R. Patent Number: 5,492,827. 1996. p. 1243–1244.
  • Gémesné Juhász A., Venczel G., Balogh P. Haploid plant induction in zucchini (cucurbita pepo l. Convar. Giromontiina duch) and in cucumber (cucumis sativus l.) Lines through in vitro gynogenesis. Acta Horticulturae. 1997;(447):623–626. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.1997.447.124
  • Rakha M.T., Metwally E.I., Moustafa S.A., Etman A.A., Dewir Y.H. Evaluation of regenerated strains from six’Cucurbita’interspecific hybrids obtained through anther and ovule’in vitro’cultures. Australian Journal of Crop Science. 2012;6(1):23–30.
  • Min Z., Li H., Zou T., Tong L., Cheng J., Sun X. Studies of in vitro cul ture and plant regeneration of unfertilized ovary of pumpkin. Chinese Bulletin of Botany. 2016;51(1):74.
  • Sait K.E., Ahmet B., Ozbakir O.M. Production of callus mediated gynogenic haploids in winter squash (Cucurbita maxima Duch.) and pumpkin (Cucurbita moschata Duch.). Czech journal of genetics and plant breeding. 2018;54(1):9–16.
  • Sauton A., Vaulx R.D., Dumas Vaulx R. Obtention de plantes haploïdes chez le melon (Cucumis melo L.) par gynogenèse induite par du pollen irradié. Agronomie. 1987;7(2):141–148. https://doi.org/10.1051/agro:19870209
  • Truong-Andre I. In vitro haploid plants derived from pollination by irradiated pollen on cucumber. Eucarpia meeting on cucurbit genetics and breeding, Montfavet (France), 31 May-2 Jun 1988. 1988.
  • Sauton A. Haploid gynogenesis in Cucumis sativus induced by irradiated pollen. Cucurbit Genetics Coop. 1989;(12):22–23.
  • Niemirowicz-Szczytt K., Dumas de Vaulx R. Preliminary data on haploid cucumber (Cucumis sativus L.) induction. Cucurbit Genet Coop. 1989;(12):24–25.
  • Kurtar ES, SarI N, Abak K. Obtention of haploid embryos and plants through irradiated pollen technique in squash (Cucurbita pepo L.). Euphytica. 2002;127(3):335–344. https://doi.org/10.1023/A:1020343900419
  • Kurtar E.S., Balkaya A., Ozbakir M., Ofluoglu T. Induction of haploid embryo and plant regeneration via irradiated pollen technique in pumpkin (Cucurbita moschata Duchesne ex. Poir). African Journal of Biotechnology. 2009;8(21):5944–5951.
  • Kurtar ES, Balkaya A. Production of in vitro haploid plants from in situ induced haploid embryos in winter squash (Cucurbita maxima Duchesne ex Lam.) via irradiated pollen. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC). 2010;102(3):267–277. https://doi.org/10.1007/s11240-010-9729-1
  • Przyborowski J.A. Haploidy in cucumber (Cucumis sativus L.). 1996. p. 91–98. https://doi.org/10.1007/978-94-017-1858-5_6
  • Gałązka J., Niemirowicz-Szczytt K. Review of research on haploid production in cucumber and other cucurbits. Folia Horticulturae. 2013;25(1): 67–78. https://doi.org/10.2478/fhort-2013-0008
  • Dong Y.Q., Zhao W.X., Li X.H., Liu X.C., Gao N.N., Huang J.H., et al. Androgenesis, gynogenesis, and parthenogenesis haploids in cucurbit species. Plant Cell Reports. 2016;35(10): 1991–2019. https://doi.org/10.1007/s00299-016-2018-7
  • Domblides E.A., Belov S.N., Soldatenko A.V., Pivovarov V.F. Production of Doubled Haploids in cucumber. Vegetable crops of Russia. 2019;(5):3–14. https://doi.org/10.18619/2072-9146-2019-5-3-14
  • Hooghvorst I, Nogués S. Opportunities and Challenges in Doubled Haploids and Haploid Inducer-Mediated Genome-Editing Systems in Cucurbits. Agronomy. 2020;10(9):1441. https://doi.org/10.3390/agronomy10091441
  • Kurtar ES, Seymen M. Gynogenesis in Cucurbita Species. Doubled Haploid Technology. 2021. p. 123–133. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-1331-3_8
  • d’Hooghvorst I, Torrico O, Nogués S. Doubled Haploid Parthenogenetic Production of Melon ‘Piel de Sapo’. Doubled Haploid Technology. 2021. p. 87–95. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-1331-3_5
  • Asadi A., Seguí-Simarro J.M. Production of Doubled Haploid Plants in Cucumber (Cucumis sativus L.) Through Anther Culture. Doubled Haploid Technology. 2021. p. 71–85. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-1331-3_4
  • Kurtar E.S, Seymen M. Induction of Parthenogenesis by Irradiated Pollen in Cucurbita Species. Doubled Haploid Technology. 2021. p. 135–145. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-1331-3_9
  • Kurtar E.S., Seymen M. Anther Culture in Cucurbita Species. Doubled Haploid Technology. 2021. p. 111–121. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-1331-3_7
  • Kurtar E.S., Seymen M., Ünal K.AL. An overview of doubled haploid plant production in Cucurbita species. Yüzüncü Yıl Üniversitesi Tarım Bilimleri Dergisi. 2020;30(3):510–520.
  • Kurtar E.S., Seymen M., Çetın A.N., Türkmen Ö. Dihaploidization in promising summer squash genotypes (Cucurbita pepo L.) via irradiated pollen technique. Yuzuncu Yil University Journal of Agricultural Sciences. 2021;31(1):42–51. https://doi.org/10.29133/yyutbd.800475
  • Baktemur G., Yücel N.K., Taşkin H., ÇÖmlekçioǧlu S., Büyükalaca S. Effects of different genotypes and gamma ray doses on haploidization using irradiated pollen technique in squash. Turkish Journal of Biology. 2014;38(3):318–327. https://doi.org/10.3906/biy-1309-5
  • Ebrahimzadeh H., Lotfi M., Ghanavati F. Production of Haploids in Cucurbita pepo L . through Parthenogenesis Induced by Gamma- Irradiated Pollen ھاي بذري و رسيدن گلخانه تحقيقاتی پرديس ابوريحان دانشگاه تھران و د ر 2013;60 کشت شدند . پس از رشد گياھچه (40):99–108.
  • KURTAR ES, BALKAYA A, GÖÇMEN M. Hıyara (Cucumis sativus L.) Anaç Olabilecek Ümitvar Kabak (Cucurbita spp.) Genotiplerinde Işınlanmış Polen Tekniği İle Dihaploidizasyon. Selcuk Journal of Agricultural and Food Sciences. 2017;31(1):34–41. https://doi.org/10.15316/sjafs.2017.4
  • Murashige T., Skoog F. A Revised Medium for Rapid Growth and Bio Assays with Tobacco Tissue Cultures. Physiologia Plantarum. 1962;15(3):473–497. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x
  • Chée R.P., Leskovar D.I., Cantliffe D.J. Optimizing embryogenic callus and embryo growth of a synthetic seed system for sweetpotato by varyingmedia nutrient concentrations. Journal of the American Society For Horticultural Science. 1992;117(4):663–667.
  • Metwally E.I., Moustafa S.A., El-Sawy B.I., Shalaby T.A. Haploid plantlets derived by anther culture of Cucurbita pepo. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 1998;52(3):171–176. https://doi.org/10.1023/A:1005908326663
  • Mohamed M.F., Refaei E.F.S. Enhanced Haploids Regeneration in Anther Culture of Summer Squash (Cucurbita pepo L.). Cucurbit Genetics Cooperative Report. 2004;27(January 2004):57–60.
  • Shalaby T.A. Embryogenesis and plantlets regeneration from anther culture of squash plants (Cucurbita pepo L.) as affected by different genotypes. J Agric Res Tanta Univ. 2006;32(1):173–183.
  • Shail J.W., Robinson R.W. Anther and ovule culture of Cucurbita. Cucurbit Genet Coop. 1987;(10):92.
  • Dunwell J.M. Haploids in flowering plants: origins and exploitation. Plant Biotechnology Journal. 2010;8(4):377–424. https://doi.org/10.1111/j.1467-7652.2009.00498.x
  • Nitsch C., Norreel B. Factors favoring the formation of androgenetic embryos in anther culture. Genes, Enzymes, and Populations. 1973. p. 129–144.
  • Metwally E.I., Moustafa S.A., El-Sawy B.I., Haroun S.A., Shalaby T.A. Production of haploid plants from in vitro culture of unpollinated ovules of Cucurbita pepo. Plant cell, tissue and organ culture. 1998;52(3):117–121.
  • Shalaby T.A. Factors affecting haploid induction through in vitro gynogenesis in summer squash (Cucurbita pepo L.). Scientia horticulturae. 2007;115(1):1–6.
  • Шмыкова Н.А., Супрунова Т.П. Индукция гиногенеза в культуре in vitro неопыленных семяпочек Cucumis sativus L . Гавриш. 2009; 40–44. [Shmykova N.A., Suprunova T.P. Induction of gynogenesis in vitro culture of non-pollinated ovules of Cucumis sativus L. Gavrish. 2009; 40–44. (In Russ.)]
  • Domblides, E., Shmykova, N., Khimich, G., Korotseva, I., Kan, L., Domblides, A., Pivovarov, V. and Soldatenko, A. Production of doubled haploid plants of Cucurbitaceae family crops through unpollinated ovule culture in vitro. Acta Hortic. 2020;(1294):19-28. DOI: 10.17660/ActaHortic.2020.1294.4 https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2020.1294.4
  • Домблидес Е.А., Шмыкова Н.А., Заячковская Т.В., Химич Г.А., Коротцева И.Б., Кан Л.Ю., et al. Получение удвоенных гаплоидов в культуре неопыленных семяпочек кабачка (Cucurbita pepo L.). Биотехнология как инструмент сохранения биоразнообразия растительного мира (физиолого-биохимические, эмбриологические, генетические и правовые аспекты). 2016. p. 28–29. [Domblides E.A., Shmykova N.A., Zayachkovskaya T.V., Khimich G.A., Korotseva I.B., Kan L.Yu., et al. Obtaining doubled haploids in the culture of non-pollinated vegetable marrow (Cucurbita pepo L.). Biotechnology as a tool for the conservation of plant biodiversity (physiological, biochemical, embryological, genetic and legal aspect. 2016. p. 28–29. (In Russ.)]
  • Bing X., Xiufeng W., Zhicheng F. Improved conditions of in vitro culture of unpollinated ovules and production of embryonary sac plants in summer squash (Cucurbita pepo L.). Scientia Agricultura Sinica. 2006;.
  • Andersen S.B., Christiansen I., Farestveit B. Carrot (Daucus carota L.): In Vitro Productionof Haploids and Field Trials. 1990. p. 393–402. https://doi.org/10.1007/978-3-642-61499-6_20 [6th November 2020]
  • Ribeiro C.B., Pereira F. de C., Nóbrega L. da, Rezende B.A., Dias K.O. das G., Braz G.T., et al. Haploid identification using tropicalized haploid inducer progenies in maize. Crop Breeding and Applied Biotechnology. 2018;(18):16–23.
  • Maluszynski M., Kasha K., Forster B.P., Szarejko I. Doubled haploid production in crop plants: a manual. 2003.
  • Ochatt S.J., Patat-Ochatt E.M., Moessner A.. Ploidy level determination within the context of in vitro breeding. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC). 2011;104(3):329–341.
  • Singh R.J. Plant cytogenetics CRC Press. Boca Raton. 2003.
  • Bohanec .B. Ploidy determination using flow cytometry. Doubled haploid production in crop plants. 2003. p. 397–403.
  • Snowdon R.J. Cytogenetics and genome analysis in Brassica crops. Chromosome Research. 2007;15(1):85–95.
  • Takahira J., Cousin A., Nelson M.N., Cowling W.A. Improvement in efficiency of microspore culture to produce doubled haploid canola (Brassica napus L.) by flow cytometry. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC). 2011;104(1):51–59.
  • Домблидес Е.А., Кан Л.Ю., Химич Г.А., Коротцева И.Б., Домблидес А.С. Цитологическая оценка удвоенных гаплоидов кабачка (Cucurbita pepo L.). Овощи России. 2018;(6):3-7. https://doi.org/10.18619/2072-
  • 9146-2018-6-3-7 [Domblides E.A., Kan L.Yu., Khimich G.A., Korotseva I.B., Domblides A.S. Cytological assessment of doubled haploids in summer squash (Cucurbita pepo L.). Vegetable crops of Russia. 2018;(6):3-7. (In Russ.) https://doi.org/10.18619/2072-9146-2018-6-3-7]
  • Ochatt S.J. Flow cytometry in plant breeding. Cytometry Part A: the journal of the International Society for Analytical Cytology. 2008;73(7):581–598.
  • Bartoš J., Alkhimova O., Doleželová M., De Langhe E., Doležel J. Nuclear genome size and genomic distribution of ribosomal DNA in Musa and Ensete (Musaceae): taxonomic implications. Cytogenetic and Genome Research. 2005;109(1–3):50–57.
  • Monakhos S.G., Nguen M.L., Bezbozhnaya A.V, Monakhos G.F. A relationship between ploidy level and the number of chloroplasts in stomatal guard cells in diploid and amphidiploid Brassica species. Сельскохозяйственная биология. 2014;(5 (eng)).
  • Yuan S., Liu Y-M., Fang Z-Y., Yang L-M., Zhuang M., Zhang Y-Y., et al. Study on the relationship between the ploidy level of microsporederived plants and the number of chloroplast in stomatal guard cells in Brassica oleracea. Agricultural Sciences in China. 2009;8(8):939–946.
  • Sharma S., Sarkar D., Pandey S.K. Phenotypic characterization and nuclear microsatellite analysis reveal genomic changes and rearrangements underlying androgenesis in tetraploid potatoes (Solanum tuberosum L.). Euphytica. 2010;171(3):313–326.
  • Irikova T., Grozeva S., Rodeva V. Anther culture in pepper (Capsicum annuum L.) in vitro. Acta physiologiae plantarum. 2011;33(5):1559–1570. https://doi.org/10.1007/s11738-011-0736-6
  • Garcia-Arias F., Sánchez-Betancourt E., Núñez V. Fertility recovery of anther-derived haploid plants in Cape gooseberry (Physalis peruviana L.). Agronomía Colombiana. 2018;36(3):201–209.
  • Малецкий СИ, Юданова СС, Малецкая ЕИ. Эпигеномная и эпипластомная изменчивость у гаплоидных и дигаплоидных растений сахарной свеклы (Beta vulgaris L.). Сельскохозяйственная биология. 2015;(5). [Maletsky SI, Yudanova SS, Maletskaya EI. Epigenomic and epiplastomic variability in haploid and dihaploid sugar beet plants (Beta vulgaris L.). Agricultural biology. 2015; (5)(In Russ.)].
  • Ahmadi B. Ebrahimzadeh H. In vitro androgenesis: Spontaneous vs. artificial genome doubling and characterization of regenerants. Plant cell reports. 2020;39(3):299–316.
  • Höfer M., Grafe C., Boudichevskaja A., Lopez A., Bueno M.A., Roen D.. Characterization of plant material obtained by in vitro androgenesis and in situ parthenogenesis in apple. Scientia horticulturae. 2008;117(3):203–211.
  • Geiger H.H., Gordillo G.A.. Doubled haploids in hybrid maize breeding. Maydica. 2009;54(4):485.
  • Ficcadenti N., Sestili S., Pandolfini T., Cirillo C., Rotino G.L., Spena A. Genetic engineering of parthenocarpic fruit development in tomato. Molecular Breeding. 1999;5(5):463–470.
  • Munyon I.P., Hubstenberger J.F., Phillips G.C. Origin of plantlets and callus obtained from chile pepper anther cultures. In vitro cellular & developmental biology. 1989;25(3):293–296.
  • Suprunova T., Shmykova N., Pitrat M. In vitro induction of haploid plants in unpollinated ovules, anther and microspore culture of Cucumis sativus. Proceedings of the IXth EUCARPIA meeting on genetics and breeding of Cucurbitaceae. 2008; 371–374. https://w3.avignon.inra.fr/dspace/handle/2174/233
  • Hofinger B.J., Huynh O.A., Jankowicz-Cieslak J., Müller A., Otto I., Kumlehn J., et al. Validation of doubled haploid plants by enzymatic mismatch cleavage. Plant methods. 2013;9(1):1–10.
  • Diao W.P., Jia Y.Y., Song H., Zhang X.Q., Lou Q.F., Chen J.F. Efficient embryo induction in cucumber ovary culture and homozygous identification of the regenetants using SSR markers. Scientia Horticulturae. 2009;119(3):246–251. https://doi.org/10.1016/j.scienta. 2008.08.016
  • Chen Y., Hausner G., Kenaschuk E., Procunier D., Dribnenki P., Penner G.. Identification of microspore-derived plants in anther culture of flax (Linum usitatissimum L.) using molecular markers. Plant Cell Reports. 1998;18(1):44–48.
  • Kernan Z., Ferrie A.M.R. Microspore embryogenesis and the development of a double haploidy protocol for cow cockle (Saponaria vaccaria). Plant cell reports. 2006;25(4):274–280.
  • Song H., Lou Q-F.F., Luo X-DD., Wolukau J.N., Diao W-PP., Qian CTT., et al. Regeneration of doubled haploid plants by androgenesis of cucumber (Cucumis sativus L.). Plant cell, tissue and organ culture. 2007;90(3):245–254. https://doi.org/10.1007/s11240-007-9263-y
  • Bouvier L., Guerif P.H., Djulbic M., Durel C-E., Chevreau E., Lespinasse Y. Chromosome doubling of pear haploid plants and homozygosity assessment using isozyme and microsatellite markers. Euphytica. 2002;123(2):255–262.
  • Bartošová Z., Obert B., Takac T., Kormutak A., Pretová A. Using enzyme polymorphism to identify the gametic origin of flax regenerants. Acta Biol Cracov Bot. 2005;(47):173–178.
  • Górecka K., Krzyżanowska D., Kiszczak W., Kowalska U., Górecki R.. Carrot Doubled Haploids. Advances in Haploid Production in Higher Plants. 2009. p. 231–239. https://doi.org/10.1007/978-1-4020-8854-4_20
  • Kiszczak W., Burian M., Kowalska U., Górecka K., Podwyszyńska M. Production of Homozygous Red Beet (Beta vulgaris L. subsp. vulgaris) Plants by Ovule Culture. Doubled Haploid Technology. 2021. p.301–312.
  • Kiszczak W., Burian M., Kowalska U., Górecka K.. Production of Homozygous Carrot (Daucus carota L.) Plants by Anther Culture. Doubled Haploid Technology. 2021. p. 113–126.
  • Malik A.A, Li C., Shuxia Z., Jin-feng C., Cui L.I., Zhang S., et al. Efficiency of SSR markers for determining the origin of melon plantlets derived through unfertilized ovary culture. Horticultural Science. 2011;38(1):27–34. https://doi.org/10.17221/47/2010-hortsci
  • Anandhan S., Chavan A.A., Gopal J., Mote S.R., Shelke P.V., Lawande K.E. Variation in gynogenic potential for haploid induction in Indian short-day onions. Indian Journal of Genetics and Plant Breeding. 2014;74(4):526–528.
  • Cao H., Biswas MK., Lü Y., Amar M.H., Tong Z., Xu Q., et al. Doubled haploid callus lines of Valencia sweet orange recovered from anther culture. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC). 2011;104(3):415–423.
  • Aleza P., Juárez J., Hernández M., Pina J.A., Ollitrault P., Navarro L. Recovery and characterization of a Citrus clementina Hort. Ex Tan.’Clemenules’ haploid plant selected to establish the reference whole Citrus genome sequence. BMC Plant Biology. 2009;9(1):1–17.
  • Wang S-M., Lan H., Cao H-B., Xu Q., Chen C-L., Deng X-X., et al. Recovery and characterization of homozygous lines from two sweet orange cultivars via anther culture. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC). 2015;123(3):633–644.
  • Kawano M., Yahata M., Shimizu T., Honsho C., Hirano T., Kunitake H. Production of doubled-haploid (DH) selfed-progenies in ‘Banpeiyu’pummelo [Citrus maxima (Burm.) Merr.] and its genetic analysis with simple sequence repeat markers. Scientia Horticulturae. 2021;(277):109782.
  • Perera P.I.P., Perera L., Hocher V., Verdeil J-L., Yakandawala D.M.D, Weerakoon LK. Use of SSR markers to determine the antherderived homozygous lines in coconut. Plant cell reports. 2008;27(11):1697–1703.
  • Varshney R.K., Marcel T.C., Ramsay L., Russell J,. Röder M.S., Stein N., et al. A high density barley microsatellite consensus map with 775 SSR loci. Theoretical and Applied Genetics. 2007;114(6):1091–1103.
  • Murovec J., Stajner N., Jakse J., Javornik B.. Microsatellite marker for homozygosity testing of putative doubled haploids and characterization of Mimulus species derived by a cross-genera approach. Journal of the American Society for Horticultural Science. 2007;132(5):659–663.
  • Chani E., Veilleux R.E., Boluarte-Medina T. Improved androgenesis of interspecific potato and efficiency of SSR markers to identify homozygous regenerants. Plant cell, tissue and organ culture. 2000;60(2):101–112.
  • Keleş D., Pınar H., Ata A., Taşkın H., Yıldız S., Büyükalaca S. Effect of pepper types on obtaining spontaneous doubled haploid plants via anther culture. HortScience. 2015;50(11):1671–1676.
  • Nelson M.N., Mason A.S., Castello M-C., Thomson L., Yan G., Cowling W.A. Microspore culture preferentially selects unreduced (2n) gametes from an interspecific hybrid of Brassica napus L.× Brassica carinata Braun. Theoretical and applied genetics. 2009;119(3):497–505.
  • Jankowicz-Cieslak J., Huynh O.A., Bado S., Matijevic M., Till B.J. Reverse-genetics by tilling expands through theplant kingdom. Emirates Journal of Food and Agriculture. 2011; 290–300.
  • Till B.J., Zerr T., Comai L., Henikoff S. A protocol for TILLING and Ecotilling in plants and animals. Nature protocols. 2006;1(5):2465–2477.
  • Till B.J., Jankowicz-Cieslak J., Sági L., Huynh O.A., Utsushi H., Swennen R., et al. Discovery of nucleotide polymorphisms in the Musa gene pool by Ecotilling. Theoretical and applied genetics. 2010;121(7):1381–1389.
  • Slade A.J., McGuire C., Loeffler D., Mullenberg J., Skinner W., Fazio G, et al. Development of high amylose wheat through TILLING. BMC plant biology. 2012;12(1):1–17.
  • Kurowska M, Daszkowska-Golec A, Gruszka D, Marzec M, Szurman M, Szarejko I, et al. TILLING-a shortcut in functional genomics. Journal of applied genetics. 2011;52(4):371–390.
  • Comai L., Young K., Till B.J., Reynolds S.H., Greene E.A., Codomo C.A., et al. Efficient discovery of DNA polymorphisms in natural populations by Ecotilling. The Plant Journal. 2004;37(5): 778–786.
  • Asadi A, Zebarjadi A., Abdollahi M.R., Seguí-Simarro J.M. Assessment of different anther culture approaches to produce doubled haploids in cucumber (Cucumis sativus L.). Euphytica. 2018;214(11):216. https://doi.org/10.1007/s10681-018-2297-x
  • Danin-Poleg Y., Reis N., Tzuri G., Katzir N. Development and characterization of microsatellite markers in Cucumis. Theoretical and Applied Genetics. 2001;102(1):61–72.
  • Xiang C., Duan Y., Li H., Ma W., Huang S., Sui X., et al. A high-density EST-SSR-based genetic map and QTL analysis of dwarf trait in Cucurbita pepo L. International journal of molecular sciences. 2018;19(10):3140.
  • Zhu L., Zhu H., Li Y., Wang Y., Wu X., Li J. et al. Genome Wide Characterization, Comparative and Genetic Diversity Analysis of Simple Sequence Repeats in Cucurbita Species. Horticulturae. 2021;7(6):143.
  • Ravi M., Chan S.W.L. Haploid plants produced by centromeremediated genome elimination. Nature. 2010;464(7288):615–618.
Еще
Статья обзорная