ПОВЫШЕНИЕ ДОСТОВЕРНОСТИ МЕТОДА ПЛАВЛЕНИЯ ДНК ПУТЕМ ПРОВЕДЕНИЯ ПОВТОРНЫХ АНАЛИЗОВ

Автор: Д. А. Белов, Ю. В. Белов, А. Н. Зубик, В. Е. Курочкин

Журнал: Научное приборостроение @nauchnoe-priborostroenie

Статья в выпуске: 4 т.32, 2022 года.

Бесплатный доступ

В статье изучена возможность использования повторных анализов методом плавления ДНК для повышения их достоверности, а именно уменьшения погрешности определения температуры плавления ДНК Tm. Экспериментально выявлено статистически значимое различие значений Tm анализируемых образцов в последовательно проведенных анализах, препятствующее повышению достоверности. Показано, что увеличение температуры плавления Tm в проведенной серии экспериментов в среднем на 0.12 град. обусловлено испарением 1.65% воды из пробирки. Экспериментально выявлено изменение массы на 0.8 ± 0.1% от общей массы воды в пробирках в результате теплового режима, аналогичного анализу методом плавления, что частично подтверждает предположение. Рекомендовано при повторных анализах методом плавления ДНК учитывать этот эффект и реализовывать мероприятия, препятствующие испарению воды. Приведены аналитические выражения для относительной оценки изменения концентрации ионов натрия и объема воды в пробе.

Еще

Метод плавления ДНК, HRMA, испарение

Короткий адрес: https://sciup.org/142235502

IDR: 142235502 | DOI: 10.18358/np-32-4-i1119

Список литературы ПОВЫШЕНИЕ ДОСТОВЕРНОСТИ МЕТОДА ПЛАВЛЕНИЯ ДНК ПУТЕМ ПРОВЕДЕНИЯ ПОВТОРНЫХ АНАЛИЗОВ

1. Ririe K.M., Rasmussen R.P., Wittwer C.T. Product differentiation by analysis of DNA melting curves during the
polymerase chain reaction // Anal Biochem. 1997. Vol. 245, is. 2. P. 154–160. DOI: 10.1006/abio.1996.9916
2. Montgomery J.L., Sanford L.N., Wittwer C.T. Highresolution DNA melting analysis in clinical research and diagnostics // Expert Rev Mol Diagn. 2010. Vol. 10, is. 2. P. 219–240. DOI: 10.1586/erm.09.84
3. Wright T.A., Stewart J.M., Page R.C., Konkolewicz D. Extraction of thermodynamic parameters of protein unfolding using parallelized differential scanning fluorimetry // J Phys Chem Lett. 2017. Vol. 8, is. 3. P. 553–558. DOI: 10.1021/acs.jpclett.6b02894
4. Веденов А.А., Дыхне А.М., Франк-Каменецкий М.Д. Переход спираль – клубок в ДНК // Успехи физических наук. 1971. Т. 105, № 11. С. 479–519. DOI: 10.3367/UFNr.0105.197111d.0479
5. Pholwat S., Liu J., Stroup S. et al. Integrated microfluidic card with TaqMan probes and high-resolution melt analysis to detect tuberculosis drug resistance mutations across 10 genes // mBio. 2015. Vol. 6, is. 2. e02273. DOI: 10.1128/mBio.02273-14
6. Альдекеева А.С., Белов Д.А., Белов Ю.В., Широкорад А.Л. Разработка экспериментальной версии программного обеспечения на основе новой методики определения температуры плавления ДНК // Научное приборостроение. 2019. Т. 29, № 2. С. 22–29. DOI: 10.18358/np-29-2-i2229
7. Белов Д.А., Корнева Н.А., Альдекеева А.C., Белов Ю.В., Киселев И.Г. Повышение разрешающей способности генетических анализаторов при определении температуры плавления ДНК // Научное приборостроение. 2016. Т. 26, № 2. С. 17–22. URL: http://213.170.69.26/mag/2016/abst2.php#abst2
8. Wittwer C.T., Reed G.H., Gundry C.N., Vandersteen J.G., Pryor R.J. High-resolution genotyping by amplicon melting analysis using LCGreen // Clinical Chemistry. 2003. Vol. 49, is. 6. P. 853–860. DOI: 10.1373/49.6.853
9. Gundry C.N., Vandersteen J.G., Reed G.H., et al. Amplicon melting analysis with labeled primers: A closed-tube
method for differentiating homozygotes and heterozygotes // Clinical Chemistry. 2003. Vol. 49, is. 3. P. 396–406. DOI: 10.1373/49.3.396
10. Herrmann M., Durtschi J., Bromley L., Wittwer C., Voelkerding K. Amplicon DNA melting analysis for mutation scanning and genotyping: Cross-platform comparison of instruments and dyes // Clinical chemistry. 2006. Vol. 52, is. 3. P. 494–503. DOI: 10.1373/clinchem.2005.063438
11. Press W.H., Teukolsky S.A., Vetterling W.T., Flannery B.P. Numerical recipes in C. 2nd ed., 1992. Cambridge University Press, New York. 994 p.
12. Календарь Р.Н., Сиволап Ю.М. Полимеразная цепная реакция с произвольными праймерами // Biopolymers and cell. 1995. Т. 11, № 3-4. С. 55–65. URL: https://www.elibrary.ru/item.asp?id=23336409
13. Howley P.M., Israel M.F., Law M.-F., Martin M.A. A rapid method for detecting and mapping homology between heterologous DNAs. Evaluation of polyomavirus genomes // J. Biol. Chem. 1979. Vol. 254, is. 11. P. 4876–4883. DOI: 10.1016/S0021-9258(17)30093-5
14. SantaLucia J., Allawi H.T., Seneviratne P.A. Improved nearest-neighbor parameters for predicting DNA duplex stability // Biochemistry. 1996. Vol. 35, is. 11. P. 3555–3562. DOI: 10.1021/bi951907q
15. Panjkovich A., Melo F. Comparison of different melting temperature calculation methods for short DNA sequences // Bioinformatics. 2005. Vol. 21, is. 6. P. 711–722. DOI: 10.1093/bioinformatics/bti066
16. Курочкин В.Е., Белов Д.А., Белов Ю.В., Зубик А.Н. Определение модельных констант при вычислении температуры плавления ДНК // Научное приборостроение. 2020. Т. 30, № 2. С. 10–16. DOI: 10.18358/np-30-2-i1016
17. Belov D.A., Belov Yu.V., Kiselev I.G. Modeling of the DNA melting point dependence on various analysis factors // IEEE 2020 International Multi-Conference on Industrial Engineering and Modern Technologies (FarEastCon). 2020. P. 1–3. DOI: 10.1109/FarEastCon50210.2020.9271634
18. Polini A., Mele E., Sciancalepore A.G., et al. Reduction of water evaporation in polymerase chain reaction microfluidic devices based on oscillating-flow // Biomicrofluidics. 2010. Vol. 4, is. 3. Id. 036502. DOI: 10.1063/1.3481776

Еще

Статья