РАЗРАБОТКА И ОПТИМИЗАЦИЯ МИКРОФЛЮИДНОГО УСТРОЙСТВА ДЛЯ ИССЛЕДОВАНИЯ ЭРИТРОЦИТОВ ЛАБОРАТОРНЫХ ЖИВОТНЫХ

Н. А. Левдарович; Ю. С. Гречаная; А. С. Иванов; М. О. Грязнова; Е. А. Скверчинская; И. В. Миндукшев; А. С. Букатин; N. A. Levdarovich; Yu. S. Grechanaya; A. S. Ivanov; M. O. Gryaznova; E. A. Skverchinskaya; I. V. Mindukshev; A. S. Bukatin

РАЗРАБОТКА И ОПТИМИЗАЦИЯ МИКРОФЛЮИДНОГО УСТРОЙСТВА ДЛЯ ИССЛЕДОВАНИЯ ЭРИТРОЦИТОВ ЛАБОРАТОРНЫХ ЖИВОТНЫХ

Автор: Н. А. Левдарович, Ю. С. Гречаная, А. С. Иванов, М. О. Грязнова, Е. А. Скверчинская, И. В. Миндукшев, А. С. Букатин

Журнал: Научное приборостроение @nauchnoe-priborostroenie

Рубрика: Разработка приборов и систем

Статья в выпуске: 2, 2024 года.

Бесплатный доступ

Лабораторные крысы являются преимущественной моделью для изучения многих заболеваний, особенно таких социально значимых, как сердечно-сосудистые заболевания (инсульт и гипертония), диабет, онкологические заболевания. Со стороны эритроцитов патологические процессы приводят к нарушениям их деформируемости, что влечет ухудшение газотранспортной функции и изменение микрореологии крови. В последнее десятилетие для изучения поведения эритроцитов в условиях микроциркуляции in vitro стали применяться микрофлюидные устройства, которые позволяют регистрировать, сортировать и изучать здоровые и поврежденные эритроциты человека. Микрофлюидный анализ эритроцитов позволяет увязать в единую картину патологические изменения на молекулярном и мембранном уровне с модификацией формы клеток и поведением в потоке жидкости. С его помощью возможно напрямую моделировать движение эритроцитов в микрокапиллярах в условиях микроциркуляции крови и количественно анализировать влияние лекарственных препаратов на их транспорт в условиях in vitro. В настоящей работе проведено исследование влияния топологии и геометрических размеров микроканалов на возможность количественного определения средней скорости движения эритроцитов крыс и человека в микрокапиллярах для оценки степени влияния окислительного стресса на их транспортные и биофизические свойства. На основании полученных результатов был определен оптимальный дизайн микрофлюидного устройства, содержащего 16 параллельных микроканалов размерами 2.2 × 8 × 200 мкм, позволяющих определять скорость движения эритроцитов лабораторных крыс в условиях микроциркуляции и выявлять медленные, поврежденные окислительным стрессом клетки. Разработанный метод моделирования микроциркуляции крови в микрофлюидном устройстве имеет широкие перспективы применения для исследования влияния окислительного стресса на эритроциты лабораторных животных и человека, а также для контроля биофизических и функциональных свойств эритроцитов в доклинических и клинических исследованиях лекарственных препаратов.

Еще

Микрофлюидное устройство, окислительный стресс, эритроциты, микроциркуляция крови, микрокапилляр, лабораторная крыса

Короткий адрес: https://sciup.org/142240259

IDR: 142240259 | УДК: 57.085.23

MICROFLUIDIC DEVICE FOR ANALYSIS OF RED BLOOD CELLS OF LABORATORY ANIMALS

Laboratory rats are the preferred model for studying many socially significant diseases, such as cardiovascular diseases (heart attack and hypertension), diabetes, and cancer. Pathological processes in red blood cells (RBCs) lead to violations of their deformability, which entails a deterioration in the gas transport function and a change in the micro-rheology of the blood. Recently, microfluidic devices have begun to be used to study the behavior of human RBCs in microcirculation conditions in vitro, which makes it possible to record, sort and study healthy and damaged cells. By microfluidic analysis, pathological changes at the molecular and membrane levels were linked with modifications of cell shape and motion in fluid flow. In such devices, it is possible to directly simulate the transport of RBCs in microcapillaries under blood microcirculation conditions and quantitatively analyze how different drugs affect it. In this work, we investigated how the topology and geometrical dimensions of the channels of a microfluidic device affect the possibility of determining the average velocity of rat and human RBCs. This allowed us to quantitatively estimate the influence of oxidative stress on RBC transport and biophysical properties. The кesults obtained showed that the optimal design of a microfluidic device contained 16 parallel microchannels with dimensions of 2.2 × 8 × 200 microns. In such microchannels, we accurately determined the speed of the single RBC of laboratory rats and humans, which moved under the microcirculation conditions, and identified the number of slow cells damaged by induced oxidative stress. The proposed method of simulation of blood microcirculation conditions in a microfluidic device has a broad range of applications and is aimed at studying the effects of oxidative stress on red blood cells in laboratory animals and humans, as well as monitoring the biophysical and functional properties of these cells in preclinical and clinical trials.

Еще

Список литературы РАЗРАБОТКА И ОПТИМИЗАЦИЯ МИКРОФЛЮИДНОГО УСТРОЙСТВА ДЛЯ ИССЛЕДОВАНИЯ ЭРИТРОЦИТОВ ЛАБОРАТОРНЫХ ЖИВОТНЫХ

1. Ciuffreda M.C., Tolva V., Casana R., Gnecchi M., et al. Rat experimental model of myocardial ischemia/reperfusion injury: an ethical approach to set up the analgesic management of acute post-surgical pain // PLoS One. 2014. DOI: 10.1371/journal.pone.0095913
2. O'Connell K.E, Mikkola A.M., Stepanek A.M., Vernet A., et al. Practical murine hematopathology: a comparative review and implications for research // Comp Med. 2015. Vol. 65, no. 2. P. 96–113. URL: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4408895
3. Delwatta Sh.L., Gunatilake M., Baumans V., Seneviratne M.D., et al. Reference values for selected hematological, biochemical and physiological parameters of Sprague-Dawley rats at the Animal House, Faculty of Medicine, University of Colombo, Sri Lanka // Animal Model Exp Med, 2018. Vol. 1, no. 4. P. 250–254. DOI: 10.1002/ame2.12041
4. Wang J., Zhang W., Wu G. Intestinal ischemic reperfusion injury: Recommended rats model and comprehensive review for protective strategies // Biomed Pharmacother. 2021. Vol. 138. Id. 111482. DOI: 10.1016/j.biopha.2021.111482
5. Blais E., Rawls K., Dougherty B., et al. Reconciled rat and human metabolic networks for comparative toxicogenomics and biomarker predictions // Nature Communications. 2017. Vol. 8. Id. 14250. DOI: 10.1038/ncomms14250
6. Romanova, E.V., Sweedler J.V. Animal Model Systems in Neuroscience // ACS Chem Neurosci. 2018. Vol. 9, iss. 8. P. 1869–1870. DOI: 10.1021/acschemneuro.8b00380
7. Kohnken R., Porcu P., Mishra A. Overview of the Use of Murine Models in Leukemia and Lymphoma Research // Front Oncol. 2017. Vol. 7. DOI: 10.3389/fonc.2017.00022
8. Soares R.O.S., Losada D.M., Jordani M.C., et al. Ischemia/Reperfusion Injury Revisited: An Overview of the Latest Pharmacological Strategies // Int. J. Mol. Sci. 2019. Vol. 20, iss. 20. Id. 5034. DOI: 10.3390/ijms20205034
9. Kuhn V., Diederich L., Kramer Ch.M., et al. Red Blood Cell Function and Dysfunction: Redox Regulation, Nitric Oxide Metabolism, Anemia // Antioxid Redox Signal. 2017. Vol. 26, iss. 13. P. 718–742. DOI: 10.1089/ars.2016.6954
10. Nader E., Skinner S., Romana M., Fort R., et al. Blood Rheology: Key Parameters, Impact on Blood Flow, Role in Sickle Cell Disease and Effects of Exercise // Front Physiol. 2019. Vol. 10. Id. 1329. DOI: 10.3389/fphys.2019.01329
11. Chen Y., Li D., Li Y. et al. Margination of Stiffened Red Blood Cells Regulated By Vessel Geometry // Sci Rep. 2017. Vol. 7. Id. 15253. DOI: 10.1038/s41598-017-15524-0
12. Cheng X., Caruso Ch., Lam W.A., Graham M.D. Marginated aberrant red blood cells induce pathologic vascular stress fluctuations in a computational model of hematologic disorders // bioRxiv. 2023. DOI: 10.1101/2023.05.16.541016
13. Sebastian B., Dittrich P.S. Microfluidics to Mimic Blood Flow in Health and Disease // Annual Review of Fluid Mechanics. 2018. Vol. 50, iss. 1. P. 483–504.
14. Besedina N.A., Skverchinskaya E.A., Shmakov S.V. et al. Persistent red blood cells retain their ability to move in microcapillaries under high levels of oxidative stress // Commun Biol. 2022. Vol. 5. Id. 659. DOI: 10.1038/s42003-022-03620-5
15. Terekhov S.S., Smirnov I.V., Stepanova A.V. , Altman S. Microfluidic droplet platform for ultrahigh-throughput single-cell screening of biodiversity // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2017. Vol. 114, iss. 10. P. 2550–2555. DOI: 10.1073/pnas.1621226114
16. Gladkov A., Pigareva Y., Kutyina D. et al. Design of Cultured Neuron Networks in vitro with Predefined Connectivity Using Asymmetric Microfluidic Channels // Sci Rep. 2017. Vol. 7. Id. 15625. DOI: 10.1038/s41598-017-15506-2
17. Nejad A.E., Najafgholian S., Rostami A., Sistani A., Shojaeifar S. et al. The role of hypoxia in the tumor microenvironment and development of cancer stem cell: a novel approach to developing treatment // Cancer Cell Int. 2021. Vol. 21. Id. 62. DOI: 10.1186/s12935-020-01719-5
18. Barshtein G., Pajic-Lijakovic I., Gural A. Deformability of Stored Red Blood Cells // Front Physiol. 2021. Vol. 12. Id. 722896. DOI: 10.3389/fphys.2021.722896
19. Urbanska M., Muñoz H.E., Shaw Bagnall J. et al. A comparison of microfluidic methods for highthroughput cell deformability measurements // Nat Methods. 2020. Vol. 17. P. 587–593. DOI: 10.1038/s41592-020-0818-8
20. Pizzino G., Irrera N., Cucinotta M., et al. Oxidative Stress: Harms and Benefits for Human Health // Oxid Med Cell Longev. 2017. Vol. 2017. Id. 8416763. DOI: 10.1155/2017/8416763
21. Sudnitsyna J., Skverchinskaya E., Dobrylk I., Nikitina E. et al. Microvesicle Formation Induced by Oxidative Stress
in Human Erythrocytes // Antioxidants (Basel). 2020. Vol. 9, no. 10. DOI:10.3390/antiox9100929
22. Скверчинская Е.А., Тапинова О.Д., Филатов Н.А., Беседина Н.А., Миндукшев И.В., Букатин А.С. Исследование транспорта эритроцитов через микроканалы при индукции окислительного стресса трет-бутилпероксидом // Журнал технической физики, 2020. Т. 90, № 9. С. 1553–1559. DOI: 10.21883/JTF.2020.09.49689.403-19
23. Arashiki N., Otsuka Y., Ito D., Yang M., Komatsu T., Sato K., Inaba M. The Covalent Modification of Spectrin in Red Cell Membranes by the Lipid Peroxidation Product 4-Hydroxy-2-Nonenal // Biochem Biophys Res Commun. 2010. Vol. 391, iss. 3. P. 1543–1547. DOI: 10.1016/j.bbrc.2009.12.121
24. Jones C.N., Hoang A.N., Martel J.M., Dimisko L., et al. Microfluidic Assay for Precise Measurements of Mouse, Rat, and Human Neutrophil Chemotaxis in Whole-Blood Droplets // J. Leukoc Biol. 2016. Vol. 100, no. 1. P. 241-247. DOI: 10.1189/jlb.5TA0715-310RR
25. Yeom E., Kim H.M., Park J.H., Choi W., Doh J., Lee S.J. Microfluidic system for monitoring temporal variations of hemorheological properties and platelet adhesion in LPSinjected rats // Sci Rep. 2017. Vol. 7. Id. 1801. DOI: 10.1038/s41598-017-01985-w
26. Nagy M., van Geffen J.P., Stegner D., Adams D.J., et al. Comparative Analysis of Microfluidics Thrombus Formation in Multiple Genetically Modified Mice: Link to Thrombosis and Hemostasis // Front Cardiovasc Med. 2019. Vol. 6. DOI: 10.3389/fcvm.2019.00099
27. Kanias T., Acker J.P. Mechanism of hemoglobin-induced cellular injury in desiccated red blood cells // Free Radic. Biol. Med. 2010. Vol. 49, iss. 4. P. 539–547. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2010.04.024
28. Qin D., Xia Y., Whitesides G.M. Soft lithography for micro- and nanoscale patterning // Nat Protoc. 2010. Vol. 5. P. 491–502. DOI: 10.1038/nprot.2009.234
29. Bukatin A.S., Mukhin I.S., Malyshev E.I., Kukhtevich I.V., Evstrapov A.A., Dubina M.V. Fabrication of High AspectRatioMicrostructures in Polymer Microfluid Chips for in VitroSingle-Cell Analysis // Tech. Phys. 2016. Vol. 61. P. 1566–1571. DOI: 10.1134/S106378421610008X
30. Mebius R.E., Kraal G. Structure and function of the spleen // Nat Rev Immunol. 2005. Vol. 5, iss. 8. P. 606–616. DOI: 10.1038/nri1669
31. Pivkin I.V., Peng Z., Karniadakis G.E., Buffet P.A., Dao M., Suresh S. Biomechanics of red blood cells in human spleen and consequences for physiology and disease // Proc Natl Acad Sci USA. 2016. Vol. 113, iss. 28. P. 7804–7809. DOI: 10.1073/pnas.1606751113
32. Deplaine G., Safeukui I., Jeddi F., Lacoste F., et al. The sensing of poorly deformable red blood cells by the human spleen can be mimicked in vitro // Blood. 2011. Vol. 117, iss. 8. P. e88–e95. DOI: 10.1182/blood-2010-10-312801
33. Hochmuth R.M. Micropipette aspiration of living cells // J Biomech. 2000. Vol. 33, iss. 1. P. 15–22. DOI: 10.1016/s0021-9290(99)00175-x
34. Asaro R.J., Zhu Q., MacDonald I.C. Tethering, evagination, and vesiculation via cell-cell interactions in microvascular flow // Biomech Model Mechanobiol. 2021. Vol. 20. P. 31–53. DOI: 10.1007/s10237-020-01366-9
35. Klei T.R., Meinderts S.M., van den Berg T.K., van Bruggen R. From the Cradle to the Grave: The Role of Macrophages in Erythropoiesis and Erythrophagocytosis // Front Immunol. 2017. Vol. 8. DOI: 10.3389/fimmu.2017.00073
36. Dylan Tsai C.H., Sakuma S., Arai F., Taniguchi T., Ohtani T., Sakata Y., Kaneko M. Geometrical alignment for improving cell evaluation in a microchannel with application on multiple myeloma red blood cells // RSC Advances. 2014. Iss. 85. DOI: 10.1039/c4ra08276a
37. Huisjes R., Bogdanova A., van Solinge W.W., Schiffelers R.M., Kaestner L., van Wijk R. Squeezing for Life - Properties of Red Blood Cell Deformability // Front Physiol. 2018. Vol. 9. DOI: 10.3389/fphys.2018.00656
38. Namvar A., Blanch A.J., Dixon M.W., Carmo O.M.S., et al. Surface area-to-volume ratio, not cellular viscoelasticity, is the major determinant of red blood cell traversal through small channels // Cell Microbiol. 2021. Vol. 1. Id. e13270. DOI: 10.1111/cmi.13270
39. Mohandas N., Evans E. Mechanical properties of the red cell membrane in relation to molecular structure and genetic defects // Annu Rev Biophys Biomol Struct. 1994. Vol. 23. P. 787–818. DOI: 10.1146/annurev.bb.23.060194.004035
40. Diez-Silva M., Dao M., Han J., Lim C.T., Suresh S. Shape and Biomechanical Characteristics of Human Red Blood Cells in Health and Disease // MRS Bull. 2010. Vol. 35, iss. 5. P. 382–388. DOI: 10.1557/mrs2010.571
41. Renoux C., Faivre M., Bessaa A. et al. Impact of surfacearea-to-volume ratio, internal viscosity and membrane viscoelasticity on red blood cell deformability measured in isotonic condition // Sci Rep. 2019. Vol. 9. Id. 6771. DOI: 10.1038/s41598-019-43200-y
42. Alexy T., Detterich J., Connes P., Toth K., Nader E., et al. Physical Properties of Blood and their Relationship to Clinical Conditions // Front Physiol. 2022. Vol. 13. DOI: 10.3389/fphys.2022.906768
43. Skverchinskaya E., Levdarovich N., Ivanov A., Mindukshev I., Bukatin A. Anticancer Drugs Paclitaxel, Carboplatin, Doxorubicin, and Cyclophosphamide Alter the Biophysical Characteristics of Red Blood Cells, In Vitro // Biology (Basel). 2023. Vol. 12, iss. 2. Id. 230. DOI: 10.3390/biology12020230
44. Besedina N.A., Skverchinskaya E.A., Ivanov A.S., Kotlyar K.P., Morozov I.A., Filatov N.A., Mindukshev I.V., Bukatin A.S. Microfluidic Characterization of Red Blood Cells Microcirculation under Oxidative Stress // Cells. 2021. Vol. 10, iss. 12. Id. 3552. DOI: 10.3390/cells10123552

Еще