Сравнительный анализ коагуляционной активности плазмы крови под влиянием температуры in vitro у пойкилотермных и гомойотермных животных

Гемостаз - сложный физиологический процесс, обеспечивающий оптимальное агрегатное состояние крови. На тонкую биохимию процессов свертывания и антикоагуляции в значительной степени влияют отклонения от оптимальной температуры, необходимой для взаимодействия между различными ферментами свертывания. Исследование термического влияния на гемостазиологический профиль животных in vitro помогает понять особенности и патологии гемостаза, приводящие к болезням. Изучение гемостазиологической активности крови при разных температурах также важно для медицины, поскольку коагулопатии исследуются на животных моделях с отличной от человеческой температурой тела. В настоящем исследовании впервые in vitro определены изменения в активности различных путей каскада коагуляции (вторичный гемостаз) у холоднокровных (африканский клариевый сом, обыкновенный карп, радужная форель) и теплокровных (курица, крупный рогатый скот) животных при температурных режимах, моделирующих гипо-, нормо- и гипертермию. Нашей целью стало определение отклонений параметров коагулограммы животных с различным термобиологическим статусом (пойкилотермных и гомойотермных) от температуры инкубации плазмы in vitro. Работа была выполнена в 2023 году. В качестве пойкилотермных животных использовали здоровых особей радужной форели (Oncorhynchus mykiss W., n = 15), африканского клариевого сома (Clarias gariepinus B., n = 10) и обыкновенного чешуйчатого карпа (Cyprinus carpio L., n = 15). В качестве теплокровных животных исследовали здоровых коров айрширской породы ( Bos taurus L., n = 15) в возрасте от 4 до 6 лет на разных стадиях лактации и здоровых кур-несушек (Gallus gallus L., n = 19) породы Rhode Island Red, кросс Hisex Brown в возрасте 2 года. Пробы крови получали в пробирки IMPROVACUTER («Guangzhou Improve Medical Instruments Co., Ltd.», Китай), содержащие 3,8 % раствор цитрата натрия в соотношении 1:9. До взятия крови рыб анестезировали, добавляя в воду гвоздичное масло в дозе 0,033 мл/л и выдерживая в ней в течение 15 мин, затем проводили отбор проб пункцией хвостового гемального канала. У птицы кровь получали пункцией подкрыльцовой вены, у крупного рогатого скота - пункцией хвостовой вены. Бедную тромбоцитами плазму получали в результате центрифугирования крови (центрифуга СМ-6М, «ELMI laboratory technology, Ltd.», Латвия) при 3000 об/мин в течение 20 мин. Для оценки состояния плазменно-коагуляционного гемостаза определяли АЧТВ (активированное частичное тромбопластиновое время), ПВ (протромбиновое время), ТВ (тромбиновое время), активность фибриногена автоматически с помощью коагулометра Thrombostat («Behnk Elektronik GmbH & Co.», Германия) при 37 °С и мануально с использованием термостата медицинского водяного TW-2 («ELMI laboratory technology, Ltd», Латвия) при 46 °C, 43 °C, 40 °C, 28 °C, 24 °C и 18 °C. Антикоагулянтные свойства крови оценивали по активности антитромбина III при тех же температурах. В исследовании применяли реагенты производства ООО «Технология-Стандарт» (Россия) и НПО «РЕНАМ» (Россия). Статистический анализ показал, что при нагревании in vitro коагуляционная система теплокровных животных проявляет тенденцию к гиперкоагуляции, которая варьирует в зависимости от механизмов свертывания. В случае крупного рогатого скота наблюдалась достоверная активация процесса свертывания через тканевые факторы и уменьшение эффективности антикоагулянтных механизмов: ПВ (R = -0,79; p ≤ 0,01) и активность антитромбина (R = -0,8; p ≤ 0,01) на 60 % достоверно зависели от температуры реакционной среды. У птицы было обнаружено усиление свертывания по общему пути (R = -0,8; p ≤ 0,01) с одновременным снижением активности фибриногена (R = -0,8; p £ 0,01), доля влияния температуры в которых составляла соответственно 71 и 39 %. Для пойкилотермных животных (рыбы) достоверно подтверждена разносторонняя термически обусловленная реакция гемостаза. Для карпа была характерна гипокоагуляция посредством снижения тканевой активации свертывания, где значение ПВ (R = 0,8; p ≤ 0,01) на 50 % обусловлено температурой инкубации плазмы. У сома зафиксирован достоверный комплекс гиперкоагуляционных процессов, вызванный повышением активности фибриногена (R = -0,7; p ≤ 0,01) и снижением активности антитромбина (R = -0,8; p ≤ 0,01). При этом следует отметить, что плазменные факторы свертывания крови сома оказались наиболее термолабильны (или видоспецифичны) среди всех изученных видов рыб. В случае форели значимые зависимости выявлены не были. Установлено, что изменение термального режима в стандартизированных для гуманной медицины коагулологических исследованиях влияет на активность того или иного пути активизации свертывания крови у животных in vitro, хотя изменения не являются специфическими для пойкило- и гомойотермных. Полученные данные могут использоваться для разработки коагулологических тестов, адаптированных для биологии, зоологии и ветеринарии.