Таксономические и функциональные особенности микробиоты рубца у дойных коров с диагнозом кетоз

Автор: Лаптев Г.Ю., Йылдырым Е.А., Дуняшев Т.П., Ильина Л.А., Тюрина Д.Г., Филиппова В.А., Бражник Е.А., Тарлавин Н.В., Дубровин А.В., Новикова Н.И.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Молочная продуктивность

Статья в выпуске: 2 т.56, 2021 года.

Бесплатный доступ

В последние годы в животноводческих хозяйствах Российской Федерации резкое увеличения уровня молочной продуктивности у крупного рогатого скота за счет введения в рацион высоких количеств крахмала при одновременном снижении доли некрахмалистых полисахаридов отрицательно сказалось на многих функциях животных, с чем связан, в частности, рост распространенности метаболических заболеваний. Одно из подобных расстройств - кетоз, заболевание, которое отмечается у 23-80 % высокопродуктивных коров в послеотельный период. Отрицательный энергетический баланс у дойных коров в период лактации нарушает координацию липидного обмена между жировой тканью, печенью, кишечником и молочными железами, что приводит к кетозу. Микробное сообщество рубца играет значительную роль в энергетическом гомеостазе хозяина, его метаболической и физиологической адаптации к периодам недостатка энергии. Однако исследования, касающиеся состава микробного сообщества и реализуемых микроорганизмами метаболических путей при кетозе молочных коров, немногочисленны. В настоящем сообщении мы описали изменения микробного пейзажа и реализуемых микроорганизмами метаболических путей в рубце молочных коров при кетозе. Целью работы было сравнение состава и метаболического потенциала рубцовой микробиоты у двух дойных коров черно-пестрой голштинизированной породы 3-й лактации (клинически здоровой и кетозной) с применением NGS-секвенирования и количественной ПЦР с обратной транскрипцией. Была также проведена биоинформатическая реконструкция с прогнозированием функционального потенциала метагеномного сообщества. В микробиоте рубце коровы с кетозом повышалась доля таксонов, ассоциированных с нарушением энергетического баланса, в частности связанном с глюконеогенезом, повышением синтеза лактата, усилением патогенеза. Так, в 1,2 раза (при р £ 0,05) снижалась представленность бактерий филума Bacteroidetes , включавшего роды, связанные с образованием пропионата и сукцината - главных источников глюкозы для глюконеогенеза и высокоценных для коров янтарной и уксусной кислот. В рубце кетозного животного мы обнаружили повышение (р ≤ 0,05) доли родов Odoribacter и Frischella , среди которых встречаются патогены, а также представленности патогенного вида Bacteroides fragilis . У коровы, больной кетозом, произошло полное исчезновение из состава микробиоты рубца неатрибутируемых бактерий из рода Gp15. Выявлена достоверная разница (р £ 0,001) в экспрессии гена ldh-L L-лактатдегидрогеназы между животными: уровень экспрессии генов, ассоциированных с синтезом этого фермента, у коровы с кетозом был в 128±17,9 раза выше, чем у клинически здорового животного. С применением программного комплекса PICRUSt2 и MetaCyс было показано, что у коровы с диагнозом кетоз предсказанный потенциал функциональной активности микробиоты усилен в отношении 12 метаболических путей (р £ 0,05). В частности, повышен прогнозируемый метаболический потенциал, связанный с осуществлением гетероферментативного молочнокислого брожения, усилением деградации гекситолов, синтезом О-антигенов, используемых патогенными формами для избегания фагоцитоза и противостояния литическому действию системы комплемента.

Еще

Кетоз, микробиом рубца, жвачные, ngs-секвенирование, picrust2, metacyс, экспрессия генов, метаболические пути

Короткий адрес: https://sciup.org/142229482

IDR: 142229482   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2021.2.356rus

Список литературы Таксономические и функциональные особенности микробиоты рубца у дойных коров с диагнозом кетоз

  • Калюжный И.И., Баринов Н.Д., Коробов А.В. Метаболические нарушения у высокопродуктивных коров. Саратов, 2010.
  • Boichard D., Brochard M. New phenotypes for new breeding goals in dairy cattle. Animal, 2012, 6: 544-550 (doi: 10.1017/S1751731112000018).
  • Koeck A., Jamrozik J., Schenkel F.S., Moore R.K., Lefebvre D.M., Kelton D.F., Miglior F. Genetic analysis of milk p-hydroxybutyrate and its association with fat-to-protein ratio, body condition score, clinical ketosis, and displaced abomasum in early first lactation of Canadian Holsteins. Journal of Dairy Science, 2014, 97: 7286-7292 (doi: 10.3168/jds.2014-8405).
  • Gohary K., Overton M.W., Von Massow M., LeBlanc S.J., Lissemore K.D., Duffield T.F. The cost of a case of subclinical ketosis in Canadian dairy herds. Canadian Veterinary Journal, 2016, 57: 728-732.
  • Pryce J.E., Parker Gaddis K.L., Koeck A., Bastin C., Abdelsayed M., Gengler N., Miglior F., Heringstad B., Egger-Danner C., Stock K.F., Bradley A.J., Cole J.B. Opportunities for genetic improvement of metabolic diseases. Journal of Dairy Science, 2016 99: 6855-6873 (doi: 10.3168/jds.2016-10854).
  • Гавриш В.Г., Аганин А.В., Демкин Г.П. Справочник ветеринарного врача. Ростов-на Дону, 1996.
  • Bell A.W. Regulation of organic nutrient metabolism during transition from late pregnancy to early lactation. Journal of Animal Science, 1995, 73: 2804-2819 (doi: 10.2527/1995.7392804x).
  • Wang X., Li X., Zhao C., Hu P., Chen H., Liu Z., Liu G., Wang Z. Correlation between composition of the bacterial community and concentration of volatile fatty acids in the rumen during the transition period and ketosis in dairy cows. Applied and Environmental Microbiology, 2012, 78(7): 2386-2392 (doi: 10.1128/AEM.07545-11).
  • Reynolds C.K., Huntington G.B., Tyrrell H.F., Reynolds P.J. Net metabolism of volatile fatty acids, d-p-hydroxybutyrate, nonesterified fatty acids, and blood gases by portal-drained viscera and liver of lactating Holstein cows. Journal of Dairy Science, 1988, 7: 2395-2405 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(88)79824-0).
  • Crawford P.A., Crowley J.R., Sambandam N., Muegge B.D., Costello E.K., Hamady M., Knight R., Gordon J.I. Regulation of myocardial ketone body metabolism by the gut microbiota during nutrient deprivation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2009, 106: 11276-11281 (doi: 10.1073/pnas.0902366106).
  • Cotter D.G., Schugar R.C., Crawford P.A. Ketone body metabolism and cardiovascular disease American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology, 2013, 304: H1060-H1076 (doi: 10.1152/ajpheart.00646.2012).
  • Bergman E.N. Energy contributions of volatile fatty acids from the gastrointestinal tract in various species. Physiological Reviews, 1990, 70: 567-590 (doi: 10.1152/physrev.1990.70.2.567).
  • Sutton J.D. The fermentation of soluble carbohydrates in rumen contents of cows fed diets containing a large proportion of hay. British Journal of Nutrition, 1968, 22: 689-712 (doi: 10.1079/bjn19680080).
  • Negrao F.D.M., Zanine A.D.M., Cabral L.D.S., Souza A.L.D., Alves G.R., Ferreira D.D.J., Dantas C.C.O., Lehmkuhl A. Fractionation of carbohydrates and protein and rumen degradation kinetic parameters of Brachiaria grass silage enriched with rice bran. Revista Brasileira de Zootecnia, 2014, 43: 105-113 (doi: 10.1590/S1516-35982014000300001).
  • McDonald P., Edwards R.A., Greenhalgh J.F.D., Morgan C.A., Sinclair L.A., Wilkinson R.G. Animal Nutrition, 7th edition. Pearson, Harlow, England, 2010.
  • Stewart C.S., Bryant M.P. The rumen microbial ecosystem /P.N. Hobson, C.S. Stewart (eds.). Elsevier Applied Science, London, 1988: 21-76.
  • Tajimaa K., Arai S., Koretsugu O., Takafumi N., Hiroki M., Mutsumi N., Rustam I., Benno A.Y. Rumen bacterial community transition during adaptation to high-grain diet. Anaerobe, 2000, 6: 273-284 (doi: 10.1006/anae.2000.0353).
  • Douglas G.M., Maffei V.J., Zaneveld J.R., Yurgel S.N., Brown J.R., Taylor C.M., Hut-tenhower C., Langille M.G.I. PICRUSt2 for prediction of metagenome functions. Nature Biotechnology, 2020, 38(6): 685-688 (doi: 10.1038/s41587-020-0548-6 0).
  • Wilkinson T.J., Huws S.A., Edwards J.E., Kingston-Smith A.H., Siu-Ting K., Hughes M., Ru-bino F., Friedersdorff M., Creevey C.J. CowPI: a rumen microbiome focussed version of the PICRUSt func-tional inference software. Frontiers in Microbiology, 2018, 9: 1095 (doi: 10.3389/fmicb.2018.01095).
  • Zhu Z., Kristensen L., Difford G.F., Poulsen M., Noel S.J., Abu Al-Soud W., Serensen S.J., Lassen J., Lavendahl P., Hejberg O. Changes in rumen bacterial and archaeal communities over the transition period in primiparous Holstein dairy cows. Journal of Dairy Science, 2018, 101: 9847-9862 (doi: 10.3168/jds.2017-14366).
  • Grum G., Difford G.F., Buitenhuis B., Lassen J., Noel S.J., Hqjberg O., Plichta D.R., Zhu Z., Poulsen N.A, Sundekilde U.K., Levendahl P., Sahana G. Predictive ability of host genetics and rumen microbiome for subclinical ketosis. Journal of Dairy Science, 2020, 103(5): 4557-4569 (doi: 10.3168/jds.2019-17824).
  • Khafipour E., Li S., Plaizier J.C., Krause D.O. Rumen microbiome composition determined using two nutritional models of subacute luminal acidosis. Applied and Environmental Microbiology, 2009, 75: 7115-7124 (doi: 10.1128/AEM.00739-09).
  • Кондрахин И.П., Левченко В.И. Диагностика и терапия внутренних болезней животных. М., 2005.
  • Zeka F., Vanderheyden K., De Smet E., Cuvelier C.A., Mestdagh P., Vandesompele Jo. Straightforward and sensitive RT-qPCR based gene expression analysis of FFPE samples. Scientific Reports, 2016, 6: 21418 (doi: 10.1038/srep21418).
  • Kim B.R., Shin J., Guevarra R., Lee J.H., Kim D.W., Seol K.-H., Lee J.-H., Kim H.B., Isaacson R. Deciphering Diversity indices for a better understanding of microbial communities. Applied Microbiology and Biotechnology, 2017, 27(12): 2089-2093 (doi: 10.4014/jmb.1709.09027).
  • Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta DeltaC(T)) method. Methods, 2001, 25(4): 402-408 (doi: 10.1006/meth.2001.1262).
  • Geishauser T., Leslie K., Kelton D., Duffield T. Evaluation of five cowside tests for use with milk to detect subclinical ketosis in dairy cows. Journal of Dairy Science, 1998, 81: 438-443 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(98)75595-x).
  • Jami E., White B.A., Mizrahi I. Potential role of the bovine rumen microbiome in modulating milk composition and feed efficiency. PLoS ONE, 2014, 9(1): e85423 (doi: 10.1371/jour-nal.pone.0085423).
  • Jewell K.A., McCormick C.A., Odt C.L., Weimer P.J., Suen G. Ruminal bacterial community composition in dairy cows is dynamic over the course of two lactations and correlates with feed efficiency. Applied and Environmental Microbiology, 2015, 81(14): 4697-4710 (doi: 10.1128/AEM.00720-15).
  • Lima F.S., Oikonomou G., Lima S.F., Bicalho M.L., Ganda E.K., de Oliveira Filho J.C., Lorenzo G., Trojacanec P., Bicalho R.C. Prepartum and postpartum rumen fluid microbiomes: characterization and correlation with production traits in dairy cows. Applied and Environmental Microbiology, 2015, 81(4): 1327-1337 (doi: 10.1128/AEM.03138-14).
  • McCann J.C., Wickersham T.A., Loor J.J. High-throughput methods redefine the rumen microbiome and its relationship with nutrition and metabolism. Bioinformatics and Biology Insights, 2014, 8: 109-125, (doi: 10.4137/BBI.S15389).
  • Schären M., Frahm J., Kersten S., Meyer U., Hummel J., Breves G., Dänicke S. Interrelations between the rumen microbiota and production, behavioral, rumen fermentation, metabolic, and immunological attributes of dairy cows. Journal of Dairy Science, 2018, 101: 4615-4637 (doi: 10.3168/jds.2017-13736).
  • Wallace R.J., Sasson G., Garnsworthy P.C., Tapio I., Gregson E., Bani P., Huhtanen P., Bayat A.R., Strozzi F., Biscarini F., Snelling T.J., Saunders N., Potterton S.L., Craigon J., Minuti A., Trevisi E., Callegari M.L., Cappelli F.P., Cabezas-Garcia E.H., Vilkki J., Pinares-Patino C., Fliegerová K.O., Mrázek J., Sechovcová H., Kopecny J., Bonin A., Boyer F., Taber-let P., Kokou F., Halperin E., Williams J.L., Shingfield K.J., Mizrahi I. A heritable subset of the core rumen microbiome dictates dairy cow productivity and emissions. Science Advances, 2019, 5(7): eaav8391 (doi: 10.1126/sciadv.aav8391).
  • Kita A., Miura T., Okamura Y., Aki T., Matsumura Y., Tajima T., Kato J., Nakashimada Y. Dysgonomonas alginatilytica sp. nov., an alginate-degrading bacterium isolated from a microbial consortium. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2015, 65(10): 35703575 (doi:10.1099/ijsem.0.000459).
  • Chiquette J., Allison M.J., Rasmussen M.A. Prevotella bryantii 25A used as a probiotic in early-lactation dairy cows: effect on ruminal fermentation characteristics, milk production, and milk composition. Journal of Dairy Science, 2008, 91(9): 3536-3543 (doi: 10.3168/jds.2007-0849).
  • Hino T., Shimada K., Maruyama T. Substrate Preference in a strain of Megasphaera elsdenii, a ruminal bacterium, and its implications in propionate production and growth competition. Applied and Environmental Microbiology, 1994, 60(6): 1827-1831 (doi: 10.1128/AEM.60.6.1827-1831.1994).
  • Counotte G.H., Prins R.A., Janssen R.H., deBie M.J. Role of Megasphaera elsdenii in the fermentation of DL-(2-C) lactate in the rumen of dairy cattle. Applied and Environmental Microbiology, 1981, 42: 649-655 (doi: 10.1128/AEM.42.4.649-655.1981).
  • Mountfort D.O., Roberton A.M. Origins of fermentation products formed during growth of Bac-teroides ruminicola on glucose. The Journal of General Microbiology, 1978, 106(2): 353-360 (doi: 10.1099/00221287-106-2-353).
  • Martin S.A. Factors affecting glucose uptake by the ruminal bacterium Bacteroides ruminicola. Applied Microbiology and Biotechnology, 1992, 37: 104-108 (doi: 10.1007/BF00174212).
  • Rios-Covian D., Salazar N., Gueimonde M., de Los Reyes-Gavilan C.G. Shaping the metabolism of intestinal bacteroides population through diet to improve human health. Frontiers in Microbiology, 2017, 8: 376 (doi: 10.3389/fmicb.2017.00376).
  • Macy J.M., Ljungdahl L.G., Gottschalk G. Pathway of succinate and propionate formation in Bacteroides fragilis. Journal of Bacteriology, 1978, 134(1): 84-91 (doi: 10.1128/JB.134.1.84-91.1978).
  • Wang K., Liao M., Zhou N., Bao L., Ma K., Zheng Z., Wang Y., Liu C., Wang W., Wang J., Liu S., Liu H. Parabacteroides distasonis alleviates obesity and metabolic dysfunctions via production of succinate and secondary bile acids. Cell Reports, 2019, 26(1): 222-235 (doi: 10.1016/j.celrep.2018.12.028).
  • Morotomi M., Nagai F., Sakon H., Tanaka R. Paraprevotella clara gen. nov., sp. nov. and Par-aprevotella xylaniphila sp. nov., members of the family 'Prevotellaceae'isolated from human faeces. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2009, 59(8): 1895-900 (doi: 10.1099/ijs.0.008169-0).
  • Hardham J.M., King K.W., Dreier K., Wong J., Strietzel C., Eversole R.R., Sfintescu C., Evans R.T. Transfer of Bacteroides splanchnicus to Odoribacter gen. nov. as Odoribacter splanchnicus comb. nov., and description of Odoribacter denticanis sp. nov., isolated from the crevicular spaces of canine periodontitis patients. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2008, 58(1): 103-109 (doi: 10.1099/ijs.0.63458-0)
  • Engel P., Bartlett K., Moran, N. The bacterium Frischella perrara causes scab formation in the gut of its honeybee host. mBio, 2015, 6(3): e00193-15 (doi: 10.1128/mBio.00193-15).
  • Kraipowich N.R., Morris D.L., Thompson G.L., Mason G.L. Bovine abortions associated with Bacteroides fragilis fetal infection. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 2000, 12(4): 369371 (doi: 10.1177/104063870001200413).
  • Lee D.K., Park S.Y., An H.M., Kim J.R., Kim M.Ji., Lee S.W., Cha M.K., Kim S.A., Chung M.J., Lee K.O., Ha N.J. Antimicrobial activity of Bifidobacterium spp. isolated from healthy adult Koreans against cariogenic microflora. Archives of Oral Biology, 2011, 56(10): 10471054 (doi: 10.1016/j.archoralbio.2011.03.002).
  • Dziarski R., Park S.Y., Kashyap D.R., Dowd S.E., Gupta D. Pglyrp-regulated gut microflora Prevotella falsenii, Parabacteroides distasonis and Bacteroides eggerthii enhance and Alistipes fi-negoldii attenuates colitis in mice. PLoS ONE, 2016, 11(1): e0146162 (doi: 10.1371/jour-nal.pone.0146162).
  • Walker A., Pfitzner B., Harir M., Schaubeck M., Calasan J., Heinzmann S.S., Turaev D., Rat-tei T., Endesfelder D., zu Castell W., Haller D., Schmid M., Hartmann A., Schmitt-Kopplin P. Sulfonolipids as novel metabolite markers of Alistipes and Odoribacter affected by high-fat diets. Scientific Reports, 2017, 7(1): 11047 (doi: 10.1038/s41598-017-10369-z).
  • Beller A., Kruglov A., Durek P., von Goetze1 V., Hoffmann U., Maier R., Heiking K., Siegmund B., Heinz G.A., Mashreghi M.-F., Radbruch A., Chang H.-D. P104 Anaeroplasma, a potential anti-inflammatory probiotic for the treatment of chronic intestinal inflammation. Annals of the Rheumatic Diseases, 2019, 78 (1): A45-A46 (doi: 10.1136/annrheumdis-2018-EWRR2019.92).
  • Xia L.C., Liu G., Yingxin G., Li X., Pan H., Ai D. Identifying gut microbiota associated with colorectal cancer using a zero-inflated lognormal model. Frontiers in Microbiology, 2019, 10: 826 (doi: 10.3389/fmicb.2019.00826).
  • Nocek J.E. Bovine acidosis: implications on laminitis. Journal of Dairy Science, 1997, 80(5): 10051028 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(97)76026-0).
  • Zhang X., Zhang S., Shi Y., Shen F., Wang H. A new high phenyl lactic acid-yielding Lactobacillus plantarum IMAU10124 and a comparative analysis of lactate dehydrogenase gene. FEMS Microbiology Letters, 2014, 356(1): 89-96 (doi: 10.1111/1574-6968.12483).
  • Yeswanth S., Nanda Kumar Y., Venkateswara Prasad U., Swarupa V., Koteswara rao V., Venkata Gurunadha Krishna Sarma P. Cloning and characterization of L-lactate dehydrogenase gene of Staphylococcus aureus. Anaerobe, 2013, 24: 43-48 (doi: 10.1016/j.anaerobe.2013.09.003).
  • Huang Y., You C., Liu Z. Cloning of D-lactate dehydrogenase genes of Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus and their roles in D-lactic acid production. Biotechnology, 2017, 7(3): 194 (doi: 10.1007/s13205-017-0822-6).
  • Goerke C., Bayer M.G., Wolz C. Quantification of bacterial transcripts during infection using competitive reverse transcription-PCR (RT-PCR) and LightCycler RT-PCR. Clinical and Vaccine Immunology, 2001, 8(2): 279-282 (doi: 10.1128/CDLI.8.2.279-282.2001).
  • Bustin S.A. Quantification of mRNA using real-time reverse transcription PCR (RT-PCR): trends and problems. Journal of Molecular Endocrinology, 2002, 29(1): 23-39 (doi: 10.1677/jme.0.0290023).
  • Nolan T., Hands R.E., Bustin S.A. Quantification of mRNA using real-time RT-PCR. Nature Protocols, 2006, 1(3): 1559-1582 (doi: 10.1038/nprot.2006.236).
  • Russell J.B., Sharp W.M., Baldwin R.L. The effect of pH on maximum bacterial growth rate and its possible role as a determinant of bacterial competition in the rumen. Journal of Animal Science, 1979, 48: 251-255 (doi: 10.2527/jas1979.482251x).
  • Kang T.S., Korber D.R., Tanaka T. Regulation of dual glycolytic pathways for fructose metabolism in heterofermentative Lactobacilluspanis PM1. Applied and Environmental Microbiology, 2013, 79(24): 7818-7826 (doi: 10.1128/AEM.02377-13).
  • Downes J., Munson M.A., Radford D.R., Spratt D.A., Wade W.G. Shuttleworthia satelles gen. nov., sp. nov., isolated from the human oral cavity. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2002, 52(5): 1469-1475 (doi: 10.1099/00207713-52-5-1469).
  • Cepeljnik T., Zorec M., Kostanjsek R., Nekrep F.V., Marinsek-Logar R. Is Pseudobutyrivibrio xylanivorans strain Mz5T suitable as a probiotic? An in vitro study. Folia Microbiologica (Praha), 2003, 48(3): 339-345 (doi: 10.1007/BF02931363).
  • Sizova M.V., Muller P.A., Stancyk D., Panikov N.S., Mandalakis M., Hazen A., Hohmann T., Doerfert S.N., Fowle W., Earl A.M., Nelson K.E., Epstein S.S. Oribacterium parvum sp. nov. and Oribacterium asaccharolyticum sp. nov., obligately anaerobic bacteria from the human oral cavity, and emended description of the genus Oribacterium. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2014, 64(8): 2642-2649 (doi: 10.1099/ijs.0.060988-0).
  • O'Herrin S.M., Kenealy W.R. Glucose and carbon dioxide metabolism by Succinivibrio dextrinosol-vens. Applied and Environmental Microbiology, 1993, 59(3): 748-755 (doi: 10.1128/AEM.59.3.748-755.1993)
  • Pradel E., Boquet P.L. Utilization of exogenous glucose-1-phosphate as a source of carbon or phosphate by Escherichia coli K12: respective roles of acid glucose-1-phosphatase, hexose-phos-phate permease, phosphoglucomutase and alkaline phosphatase. Research in Microbiology, 1991, 142(1): 37-45 (doi: 10.1016/0923-2508(91)90095-r).
  • Booth I.R., Kroll R.G. Regulation of cytoplasmic pH (pH1) in bacteria and its relationship to metabolism. Biochemical Society Transactions, 1983, 11(1): 70-72 (doi: 10.1042/bst0110070).
  • Johnston C., Deuel H.J. Jr. Studies on ketosis: XXI. The comparative metabolism of the hexitols. Journal of Biological Chemistry, 1943, 149: 117-124 (doi: 10.1016/S0021-9258(18)72221-7).
  • Vidal-Leiria M., van Uden N. Inositol dehydrogenase from the yeast Cryptococcus melibiosum. Biochimica et Biophysica Acta, 293(2): 295-303 (doi: 10.1016/0005-2744(73)90337-9).
  • Kalynych S., Morona R., Cygler M. Progress in understanding the assembly process of bacterial O-antigen. FEMS Microbiology Reviews, 38(5): 1048-1065 (doi: 10.1111/1574-6976.12070).
  • Murray G.L., Attridge S.R., Morona R. Altering the length of the lipopolysaccharide O antigen has an impact on the interaction of Salmonella enterica serovar Typhimurium with macrophages and complement. Journal of Bacteriology, 2006, 188: 2735-2739 (doi: 10.1128/JB.188.7.2735-2739.2006).
  • Duerr C.U., Zenk S.F., Chassin C., Pott J., Gutle D., Hensel M., Hornef M.W. O-antigen delays lipopolysaccharide recognition and impairs antibacterial host defense in murine intestinal epithelial cells. PLOS Pathogens, 2009, 5(9): e1000567 (doi: 10.1371/journal.ppat.1000567).
  • Saldias M.S., Ortega X., Valvano M.A. Burkholderia cenocepacia O antigen lipopolysaccharide prevents phagocytosis by macrophages and adhesion to epithelial cells. Journal of Medical Microbiology, 2009, 58(12): 1542-1548 (doi: 10.1099/jmm.0.013235-0).
  • Гавриш В.Г, Калюжный И.И. Лечебник домашних животных и птиц для фермеров и животноводов-любителей. Ростов-на Дону, 1999.
  • Bouche N., Fromm H. GABA in plants: just a metabolite? Trends in Plant Science, 2004, 9(3): 110-115 (doi: 10.1016/j.tplants.2004.01.006).
  • Scott E.M., Jakoby W.B. Soluble gamma-aminobutyric-glutamic transaminase from Pseudomonas fluorescens. Journal of Biological Chemistry, 1959, 234(4): 932-936.
  • Belitsky B.R., Sonenshein A.L. GabR, a member of a novel protein family, regulates the utilization of gamma-aminobutyrate in Bacillus subtilis. Molecular Microbiology, 2002, 45(2): 569-583 (doi: 10.1046/j.1365-2958.2002.03036.x).
Еще
Статья научная