УНИВЕРСАЛЬНАЯ БИОРЕАКТОРНАЯ СИСТЕМА МАЛОГО ОБЪЕМА С ПЕРКОЛЯЦИОННЫМ ПЕРЕМЕШИВАНИЕМ ЛБ-1 ДЛЯ КУЛЬТИВИРОВАНИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ, ЧУВСТВИТЕЛЬНЫХ К МЕХАНИЧЕСКОМУ ПОВРЕЖДЕНИЮ

Автор: Т. С. Тихомирова, Ю. А. Лепехин, М. Р. Тараскевич

Журнал: Научное приборостроение @nauchnoe-priborostroenie

Рубрика: Приборостроение физико-химической биологии

Статья в выпуске: 1, 2024 года.

Бесплатный доступ

Лабораторные биореакторы малого объема (до 5 л) являются удобным и эффективным инструментом для проведения биотехнологических процессов, тематика которых весьма разнообразна. Главной целью их использования являются углубленное изучение особенностей процессов, проводимых в контролируемых условиях, а также их дальнейшая оптимизация и масштабирование. В данной работе предложен лабораторный биореактор малого объема ЛБ-1 (1.5 л), перемешивание в котором осуществляется за счет возвратного тока жидкой фазы между двумя цилиндрическими емкостями под действием сжатого воздуха (перколяция). При этом насыщение питательной среды газами происходит в пленке жидкости на поверхности емкостей и твердотельных носителей. Массообменные характеристики позволяют классифицировать ЛБ-1 как пленочный биореактор колонного типа, который может быть использован для культивирования микроорганизмов, чувствительных к механическому воздействию, а также для иммобилизованных омываемых культур. Кроме того, был разработан погружной теплообменник, особенности работы которого выявлены с помощью численного моделирования процесса термостатирования. На основе результатов гидродинамического моделирования был разработан паростерилизуемый крестообразный разъем с перегородкой для асептического отбора проб.

Еще

Лабораторный биореактор малого объема, колонный биореактор, биопленки, масштабирование, биотехнологический процесс, перколяционное перемешивание

Короткий адрес: https://sciup.org/142240144

IDR: 142240144

Список литературы УНИВЕРСАЛЬНАЯ БИОРЕАКТОРНАЯ СИСТЕМА МАЛОГО ОБЪЕМА С ПЕРКОЛЯЦИОННЫМ ПЕРЕМЕШИВАНИЕМ ЛБ-1 ДЛЯ КУЛЬТИВИРОВАНИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ, ЧУВСТВИТЕЛЬНЫХ К МЕХАНИЧЕСКОМУ ПОВРЕЖДЕНИЮ

1. Alvarado-Gutiérrez M.L., Ruiz-Ordaz N., GalíndezMayer J., Santoyo-Tepole F., Curiel-Quesada E., GarcíaMena J., Ahuatzi-Chacón D. Kinetics of carbendazim degradation in a horizontal tubular biofilm reactor // Bioprocess Biosyst. Eng. 2017. Vol. 40, no. 4. P. 519–528. DOI: 10.1007/s00449-016-1717-3
2. Yang Y., Zhang L., Cheng J., Zhang S., Li B., Peng Y. Achieve efficient nitrogen removal from real sewage in a plug-flow integrated fixed-film activated sludge (IFAS) reactor via partial nitritation/anammox pathway // Bioresour. Technol. 2017. Vol. 239. P. 294–301. DOI: 10.1016/j.biortech.2017.05.041
3. Guilherme E.С.X., de Oliveira J.С., de Carvalho L.M., Brandi I.V., Santos S.H.S., de Carvalho G.G.С., Cota J., Mara Aparecida de Carvalho B. Synthesis of supermacroporous cryogel for bioreactors continuous starch hydrolysis // Electrophoresis. 2017. Vol. 38, no. 22–23.
P. 2940–2946. DOI: 10.1002/elps.201700208
4. Zhang C., Li J., Wang J., Song X., Zhang J., Wu S., Hu C., Gong Z., Jia L. Antihyperlipidaemic and hepatoprotective activities of acidic and enzymatic hydrolysis exopolysaccharides from Pleurotus eryngii SI-04: 1 // BMC Complement. Altern. Med. 2017. Vol. 17, no. 1. Id. 403. DOI: 10.1186/s12906-017-1892-z
5. Frensing T., Heldt F.S., Pflugmacher A., Behrendt I., Jordan I., Flockerzi D., Genzel Y., Reichl U. Continuous influenza virus production in cell culture shows a periodic accumulation of defective interfering particles // PLoS ONE. 2013. Vol. 8, no. 9. Id. e72288. DOI:
10.1371/journal.pone.0072288
6. Tapia F., Jordan I., Genzel Y., Reichl U. Efficient and stable production of Modified Vaccinia Ankara virus in two-stage semi-continuous and in continuous stirred tank cultivation systems // PLoS ONE. 2017. Vol. 12, no. 8.
Id. e0182553. DOI: 10.1371/journal.pone.0182553
7. Wu H.-C., Hu Y.-C., Bentley W.E. Tubular bioreactor for probing baculovirus infection and protein production // Methods Mol. Biol. Clifton NJ. 2016. Vol. 1350. P. 461–467. DOI: 10.1007/978-1-4939-3043-2_23
8. Xu С., Clark C., Ryder T., Sparks C., Zhou J., Wang M., Russell R., Scott C. Characterization of TAP Ambr 250 disposable bioreactors, as a reliable scale-down model for biologics process development // Biotechnol. Prog. 2017. Vol. 33, no 2. P. 478–489. DOI: 10.1002/btpr.2417
9. Oncel S., Kose A. Comparison of tubular and panel type photobioreactors for biohydrogen production utilizing Chlamydomonas reinhardtii considering mixing time and light intensity // Bioresour. Technol. 2014. Vol. 151. P. 265–270. DOI: 10.1016/j.biortech.2013.10.076
10. Cantera S., Muñoz R., Lebrero R., López J.C., Rodríguez Y., García-Encina С.A. Technologies for the bioconversion of methane into more valuable products // Curr. Opin. Biotechnol. 2018. Vol. 50. P. 128–135. DOI: 10.1016/j.copbio.2017.12.021
11. Galvagno M.A., Iannone L.J., Bianchi J., Kronberg F., Rost E., Carstens M.R., Cerrutti С. Optimization of biomass production of a mutant of Yarrowia lipolytica with an increased lipase activity using raw glycerol // Rev. Argent. Microbiol. 2011. Vol. 43, no. 3. P. 218–225. DOI: 10.1590/S0325-75412011000300010
12. Raza Z.A., Tariq M.R., Majeed M.I., Banat I.M. Recent developments in bioreactor scale production of bacterial polyhydroxyalkanoates // Bioprocess Biosyst. Eng. 2019. Vol. 42, no. 6. P. 901–919. DOI: 10.1007/s00449-019-02093-x
13. Asih D.R., Alam M.Z., Alam Z., Salleh M.N., Salleh N., Salihu A. Pilot-scale production of lipase using palm oil mill effluent as a basal medium and its immobilization by selected materials // J. Oleo Sci. 2014. Vol. 63, no. 8. P. 779–785. DOI: 10.5650/jos.ess13187
14. Zhong J.-J. Bioreactor Engineering // Comprehensive Biotechnology (Third Edition) / ed. M. Moo-Young. Oxford: Pergamon, 2019. P. 257–269. DOI: 10.1016/B978-0-444-64046-8.00077-X
15. Shanmugam M.K., Mandari V., Devarai S.K., Gummadi S.N. Types of bioreactors and important design considerations //
Current Developments in Biotechnology and Bioengineering / ed. R. Sirohi et al. Elsevier, 2022. P. 3–30. DOI: 10.1016/B978-0-323-91167-2.00008-3
16. De la Fuente Salcido N.M., Andrade A.M.A. Challenges of fermentation engineering // Advances in food bioproducts and bioprocessing technologies. CRC Press, 2019. Ch. 11. P. 233–264. DOI: 10.1201/9780429331817-11
17. Tikhomirova T.S., Taraskevich M.S., Ponomarenko O.V. The role of laboratory-scale bioreactors at the semicontinuous and continuous microbiological and biotechnological processes // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2018. Vol. 102, no. 17. P. 7293–7308. DOI: 10.1007/s00253-
018-9194-z
18. Arrojo B., Mosquera-Corral A., Campos J.L., Méndez R. Effects of mechanical stress on Anammox granules in a sequencing batch reactor (SBR) // J. Biotechnol. 2006. Vol. 123, no. 4. P. 453–463. DOI: 10.1016/j.jbiotec.2005.12.023
19. Cantera S., Sánchez-Andrea I., Lebrero R., GarcíaEncina P.A., Stams A.J.M., Muñoz R. Multi-production of high added market value metabolites from diluted methane emissions via methanotrophic extremophiles // Bioresour. Technol. 2018. Vol. 267. P. 401–407. DOI:
10.1016/j.biortech.2018.07.057
20. Kumar R.N., Vinod A.V. Oxygen mass transfer in bubble column bioreactor // Period. Polytech. Chem. Eng. 2014. Vol. 58, no. 1. P. 21–30. DOI: 10.3311/PPch.7122
21. Doig S.D., Ortiz-Ochoa K., Ward J.M., Baganz F. Characterization of oxygen transfer in miniature and lab-scale bubble column bioreactors and comparison of microbial growth performance based on constant k(L)a // Biotechnol. Prog. 2005. Vol. 21, no. 4. P. 1175–1182. DOI: 10.1021/bp050064j
22. Chaumat H., Billet-Duquenne A.M., Augier F., Mathieu C., Delmas H. Mass transfer in bubble column for industrial conditions - effects of organic medium, gas and liquid flow rates and column design // Chem. Eng. Sci. 2005. Vol. 60, no. 22. P. 5930–5936. DOI:
10.1016/j.ces.2005.04.026
23. Liu B., Zheng Y., Cheng R., Xu Z., Wang M., Jin Z. Experimental study on gas–liquid dispersion and mass transfer in shear-thinning system with coaxial mixer // Chin. J. Chem. Eng. 2018. Vol. 26, no. 9. P. 1785–1791. DOI: 10.1016/j.cjche.2018.02.009
24. Aroniada M., Maina S., Koutinas A., Kookos I.K. Estimation of volumetric mass transfer coefficient (kLa) - Review of classical approaches and contribution of a novel methodology // Biochem. Eng. J. 2020. Vol. 155. Id. 107458. DOI: 10.1016/j.bej.2019.107458
25. Yawalkar A.A., Heesink A.B.M., Versteeg G.F., Pangarkar V.G. Gas-liquid mass transfer coefficient in stirred tank reactors // Can. J. Chem. Eng. 2002. Vol. 80, no. 5. P. 840–848. DOI: 10.1002/cjce.5450800507
26. Xu S., Gavin J., Jiang R., Chen H. Bioreactor productivity and media cost comparison for different intensified cell culture processes // Biotechnol. Prog. 2017. Vol. 33, no. 4. P. 867–878. DOI: 10.1002/btpr.2415
27. Rioseras B., López-García M.T., Yagüe С., Sánchez J., Manteca A. Mycelium differentiation and development of Streptomyces coelicolor in lab-scale bioreactors: programmed cell death, differentiation, and lysis are closely linked to undecylprodigiosin and actinorhodin production // Bioresour. Technol. 2014. Vol. 151. P. 191–198. DOI: 10.1016/j.biortech.2013.10.068
28. Steger F., Rachbauer L., Windhagauer M., Montgomery L.F.R., Bochmann G. Optimisation of continuous gas fermentation by immobilisation of acetate-producing Acetobacterium woodii // Anaerobe. 2017. Vol. 46. P. 96–103. DOI: 10.1016/j.anaerobe.2017.06.010
29. Brand E., Junne S., Anane E., Cruz-Bournazou M.N., Neubauer С. Importance of the cultivation history for the response of Escherichia coli to oscillations in scale-down experiments // Bioprocess Biosyst. Eng. 2018. Vol. 41, no. 9. P. 1305–1313. DOI: 10.1007/s00449-018-1958-4
30. Sandner V., Pybus L.С., McCreath G., Glassey J. Scaledown model development in ambrTM systems: An industrial perspective // Biotechnol. J. 2018. Vol. 14, no. 4. DOI: 10.1002/biot.201700766
31. Jonczyk С., Takenberg M., Hartwig S., Beutel S., Berger R.G., Scheper T. Cultivation of shear stress sensitive microorganisms in disposable bag reactor systems // J. Biotechnol. 2013. Vol. 167, no. 4. P. 370–376. DOI: 10.1016/j.jbiotec.2013.07.018
32. Michels M.H.A., van der Goot A.J., Vermuë M.H., Wijffels R.H. Cultivation of shear stress sensitive and tolerant microalgal species in a tubular photobioreactor equipped with a centrifugal pump // J. Appl. Phycol. 2016. Vol. 28, no. 1. P. 53–62. DOI: 10.1007/s10811-015-0559-8
33. Verkholaz Y., Lavrov С., Guseva E., Menshutina N., Boudrant J. Simulations of hydrodynamic stress in stirredtank bioreactors using CFD technology // Computer Aided Chemical Engineering / eds. E.N. Pistikopoulos, M.C. Georgiadis, A.C. Kokossis. Elsevier, 2011. Vol. 29.
P. 1451–1454. DOI: 10.1016/B978-0-444-54298-4.50069-6
34. Merchuk J.C. Shear effects on suspended cells // Bioreactor Systems and Effects. Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 1991. Vol. 44. P. 65–95. DOI: 10.1007/BFb0000748
35. Fazenda M.L., Harvey L.M., McNeil B. Effects of dissolved oxygen on fungal morphology and process rheology during fed-batch processing of Ganoderma lucidum // J. Microbiol. Biotechnol. 2010. Vol. 20, no 4. P. 844–851. DOI: 10.4014/jmb.0911.11020
36. Zheng Y.-X., Wang Y.-L., Pan J., Zhang J.-R., Dai Y., Chen K.-Y. Semi-continuous production of high-activity pectinases by immobilized Rhizopus oryzae using tobacco wastewater as substrate and their utilization in the hydrolysis of pectin-containing lignocellulosic biomass at high solid content // Bioresour. Technol. 2017. Vol. 241. P. 1138–1144. DOI: 10.1016/j.biortech.2017.06.066
37. Orr D., Zheng W., Campbell B.S., McDougall B.M., Seviour R.J. Culture conditions affect the chemical composition of the exopolysaccharide synthesized by the fungus Aureobasidium pullulans // J. Appl. Microbiol. 2009. Vol. 107, no. 2. P. 691–698. DOI: 10.1111/j.1365-2672.2009.04247.x
38. Timoumi A., Bideaux C., Guillouet S.E., Allouche Y., Molina-Jouve C., Fillaudeau L., Gorret N. Influence of oxygen availability on the metabolism and morphology of Yarrowia lipolytica: insights into the impact of glucose levels on dimorphism // Appl. Microbiol. Biotechnol.
2017. Vol. 101, no. 19. P. 7317–7333. DOI: 10.1007/s00253-017-8446-7
39. Timoumi A., Cléret M., Bideaux C., Guillouet S.E., Allouche Y., Molina-Jouve C., Fillaudeau L., Gorret N. Dynamic behavior of Yarrowia lipolytica in response to pH perturbations: dependence of the stress response on the culture mode // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2017.
Vol. 101, no. 1. P. 351–366. DOI: 10.1007/s00253-016-7856-2
40. Cobas M., Danko A.S., Pazos M., Sanromán M.A. Removal of metal and organic pollutants from wastewater by a sequential selective technique // Bioresour. Technol. 2016. Vol. 213. P. 2–10. DOI: 10.1016/j.biortech.2016.02.036
41. Moore R.L.L., Worrallo M.J., Mitchell С.D., Harriman J., Glen K.E., Thomas R.J. Immobilisation of Delta-like 1 ligand for the scalable and controlled manufacture of hematopoietic progenitor cells in a stirred bioreactor // BMC Biotechnol. 2017. Vol. 17, iss. 1. Art. 65. DOI:
10.1186/s12896-017-0383-0
42. Nitsche B.M., Jørgensen T.R., Akeroyd M., Meyer V., Ram A.F. The carbon starvation response of Aspergillus niger during submerged cultivation: Insights from the transcriptome and secretome // BMC Genomics. 2012. Vol. 13. Art. 380. DOI: 10.1186/1471-2164-13-380
43. Jost B., Holz M., Aurich A., Barth G., Bley T., Müller R.A. The influence of oxygen limitation for the production of succinic acid with recombinant strains of Yarrowia lipolytica // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2015. Vol. 99, no. 4. P. 1675–1686. DOI: 10.1007/s00253-014-6252-z
44. Bellou S., Makri A., Triantaphyllidou I.-E., Papanikolaou S., Aggelis G. Morphological and metabolic shifts of Yarrowia lipolytica induced by alteration of the dissolved oxygen concentration in the growth environment // Microbiol. Read. Engl. 2014. Vol. 160, no. 4. P. 807–817. DOI: 10.1099/mic.0.074302-0
45. Chen С.-C., Zha X.-H., Zheng С. Construction of fibrous bed bioreactor for enhanced succinic acid production using wastewater of dextran fermentation // Bioprocess Biosyst. Eng. 2017. Vol. 40, no. 12. P. 1859–1866. DOI: 10.1007/s00449-017-1839-2
46. Zhao L., Cao G.-L., Sheng T., Ren H.-Y., Wang A.-J., Zhang J., Zhong Y.-J., Ren N.-Q. Bio-immobilization of dark fermentative bacteria for enhancing continuous hydrogen production from cornstalk hydrolysate // Bioresour. Technol. 2017. Vol. 243. P. 548–555. DOI: 10.1016/j.biortech.2017.06.161
47. Kays W.M., Crawford M.E. Convective heat and mass transfer. 3rd ed. NY, USA, McGraw-Hill Science, 1993. 480 p.
48. Kays W.M. Turbulent Prandtl number. Where are we? // ASME J. Heat Transf. 1994. Vol. 116, iss. 2. P. 284–295. DOI: 10.1115/1.2911398
49. Cerri M.O., Esperança M.N., Badino A.C., de Arruda Ribeiro M.P. A new approach for kLa determination by gassing-out method in pneumatic bioreactors // J. Chem. Technol. Biotechnol. 2016. Vol. 91, no. 12. P. 3061–3069. DOI: 10.1002/jctb.4937
50. Dos Santos M.C., Cerri M.O., Bicas J.L. Relation of shear stress and kLa on bikaverin production by Fusarium oxysporum CCT7620 in a bioreactor // Bioprocess Biosyst. Eng. 2022. Vol. 45, no. 4. P. 733–740. DOI: 10.1007/s00449-022-02693-0
51. Редикульцев Ю.В., Зиновьев М.А., Кудряшов В.К., Малышев Р.М., Наумов В.Н., Уграицкий А.А. Аппарат для культивирования клеток и микроорганизмов. Патент RU106899U1. 07.27.2011. URL: https://yandex.ru/patents/doc/RU106899U1_20110727
52. Редикульцев Ю.В., Кудряшов В.К., Зиновьев М.А., Уграицкий А.А., Голиченков В.С., Безручко В.В., Сизов А.Н., Шевелев Д.А., Семенович Е.А., Тараскевич М.Р. Аппарат для совмещенного культивирования микроорганизмов. Патент RU93394U1. 04.27.2010. URL: https://yandex.ru/patents/doc/RU93394U1_20100427
53. Редикульцев Ю.В., Ширшиков Н.В., Гаврилов А.Б., Ходаков Е.В. Способ реализации ферментационных процессов и аппарат для его осуществления. Патент RU2596924C1. 09.10.2016. URL: https://yandex.ru/patents/doc/RU2596924C1_20160910
54. Редикульцев Ю.В., Зиновьев М.А., Коньков М.А., Кудряшов В.К., Малышев Р.М., Наумов В.Н., Тараскевич М.Р., Уграицкий А.А. Установка для совмещенного культивирования микроорганизмов. Патент RU102618U1. 03.10.2011. URL: https://yandex.ru/patents/doc/RU102618U1_20110310
55. Borba A.P., de Souza J., Haupt W., de Oliveira de Souza F.R., Sporket F., Rossini E.G., Reis B.P. Microstructural analysis of corrosion of welded joints in stainless steel used in manufacture of bioreactors // IJRES. 2016. Vol. 4, iss. 12. P. 37–48. DOI: 10.6084/m9.figshare.12317492
56. Yan M., Wei B., Xu J., Li Y., Hu Y., Cai Z., Sun C. Insight into sulfate-reducing bacteria corrosion behavior of X80 pipeline steel welded joint in a soil solution // J. Mater. Res. Technol. 2023. Vol. 24. P. 5839–5863. DOI: 10.1016/j.jmrt.2023.04.163
57. Kadic E., Heindel T.J. Bubble Column Bioreactors // An introduction to bioreactor hydrodynamics and gas-liquid mass transfer. John Wiley & Sons, Ltd, 2014. P. 124–167. DOI: 10.1002/9781118869703
58. Lübbert A. Bubble Column Bioreactors // Bioreaction engineering: modeling and control / ed. K. Schügerl, K.-H. Bellgardt. Berlin, Heidelberg: Springer, 2000. P. 247–273. DOI: 10.1007/978-3-642-59735-0_9
59. Khalil A., Rosso D., DeGroot C.T. Effects of flow velocity and bubble size distribution on oxygen mass transfer in bubble column reactors – A critical evaluation of the computational fluid dynamics-population balance model // Water Environ. Res. 2021. Vol. 93, no. 10. P. 2274–2297. DOI: 10.1002/wer.1604
60. Mahdinia E., Demirci A., Berenjian A. Biofilm reactors as a promising method for vitamin K (menaquinone-7) production // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2019. Vol. 103, no. 14. P. 5583–5592. DOI: 10.1007/s00253-019-09913-w
61. Hu G., Zhai M., Niu R., Xu X., Liu Q., Jia J. Optimization of culture condition for ganoderic acid production in Ganoderma lucidum liquid static culture and design of a suitable bioreactor // Molecules. 2018. Vol. 23, no. 10. Id. 2563. DOI: 10.3390/molecules23102563
62. Qureshi N., Annous B.A., Ezeji T.C., Karcher С., Maddox I.S. Biofilm reactors for industrial bioconversion processes: employing potential of enhanced reaction rates // Microb. Cell Factories. 2005. Vol. 4, no. 1. Id. 24. DOI: 10.1186/1475-2859-4-24
63. Kosky С., Balmer R., Keat W., Wise G. Mechanical Engineering // Exploring Engineering (Third Edition) / ed. С. Kosky et al. Boston, Academic Press, 2013. Ch. 12. P. 259–281. DOI: 10.1016/B978-0-12-415891-7.00012-1
64. Goodwin M.E. Sampling ports and related container systems. Патент EP1837640B1. 07.01.2020. URL: https://patents.google.com/patent/EP1837640B1/en
65. Goodwin M.E., Larsen J.K. Tube port and associated container system. Патент JP5265345B2. 08.14.2013.
66. Wang Y., Qin W., Liang Y., Chen Y., Jiang Y. Sampling device of fermentation tank. Патент CN211713089U. 10.20.2020.
67. Lee C.B., Giroux D. Automatable aseptic sample withdrawal system. Патент US8281672B2. 10.09.2012. URL:
https://patents.google.com/patent/US8281672B2/en
68. Qian J., Huang G., Wan Z., Gao Y., Xia, Yang S., Wang C., Zhao Y. Sampling port and harvesting port connector for bioreactor. Патент CN203200260U. 09.18.2013.
69. Пономаренко О.В., Лепехин Ю.А., Тихомирова Т.С. Фитинг стерилизуемый для гибких трубок. Патент RU2788265C1. 01.17.2023. URL: https://yandex.ru/patents/doc/RU2788265C1_20230117

Еще

Статья научная