Валидация ИФА-набора для обнаружения антител к вирусу африканской чумы свиней в крови и селезенке домашних свиней и диких кабанов
Автор: Стрижакова О.М., Лыска В.М., Малоголовкин А.С., Новикова М.Б., Сидлик М.В., Ногина И.В., Шкаев А.Э., Балашова Е.А., Куриннов В.В., Васильев А.П.
Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology
Рубрика: Африканская чума свиней: протеомика, диагностика
Статья в выпуске: 6 т.51, 2016 года.
Бесплатный доступ
Особенности протекания африканской чумы свиней (АЧС, возбудитель - ДНК-со-держащий вирус семейства Asfarviridae, поражает как диких кабанов Sus scrofa, так и домашних свиней Sus scrofa domestica ) и ее формы следует учитывать для эффективного использования различных методов диагностики АЧС, направленных на выявление возбудителя или специфических антител. Особенно важна диагностика АЧС у диких кабанов. Восприимчивость к вирусу АЧС дикого кабана хорошо известна, заболевание неоднократно воспроизводилось в эксперименте, а также было установлено в естественных условиях у дикого европейского кабана. При отстреле диких кабанов очень часто в лаборатории доставляются только пробы органов, поэтому мы приняли решение изучить диагностическое значение антител, выявленных в тканях, и определить эффективность применения разработанной ранее тест-системы при таких исследованиях. В статье представлены результаты валидации непрямого варианта ИФА (коммерческий набор «ВНИИВВиМ АЧС-ИФА Ат/Аг») для обнаружения специфических антител против вируса АЧС в сыворотках крови и экстрактах тканей селезенки. В качестве метода сравнения использовали реакцию непрямой иммунофлуоресценции (РНИФ). Для оценки полученных данных применили ROC-анализ. Тестирование с помощью непрямого ИФА положительных ( n = 66) и отрицательных ( n = 410) проб сывороток крови свиней показало высокую чувствительность и специфичность ИФА относительно РНИФ. Из 476 проб сывороток, исследованных методом непрямого ИФА, только 8 (1,6 %) попали в область положительной/отрицательной отсечки. Самые высокие показатели чувствительности (100 %) и специфичности (99,27 %) непрямого ИФА при исследовании сывороток крови от домашних свиней и диких кабанов установлены при величине отсечки 0,264. Пробы экстрактов селезенки были отобраны после отстрела клинически здоровых диких кабанов из неблагополучной по АЧС Смоленской области (2013-2014 годы). С учетом характера течения острой формы болезни мы можем предположить у положительно реагировавших животных состояние, соответствующее инкубационному периоду развития патологии. При тестировании положительных ( n = 59) и отрицательных ( n = 678) проб экстрактов ткани селезенки мы также установили высокую чувствительность и специфичность непрямого ИФА относительно РНИФ. Из проверенных проб ( n = 737) 10 проб (1,3 %) попали в область положительной/отрицательной отсечки. Самая высокая чувствительность (100 %) и специфичность (98,82 %) установлены при величине отсечки 0,284. Таким образом, тестовый набор показал хорошие результаты при исследовании сывороток крови свиней - чувствительность 100 % (94,6-100 %) и специфичность 99,27 % (97,90-99,80 %), при исследовании проб экстрактов ткани селезенки - чувствительность 100 % (93,90-100 %), специфичность 98,82 % (97,70-99,50 %).
Африканская чума свиней, специфические антитела, непрямой ифа, roc-анализ
Короткий адрес: https://sciup.org/142213988
IDR: 142213988 | DOI: 10.15389/agrobiology.2016.6.845rus
Список литературы Валидация ИФА-набора для обнаружения антител к вирусу африканской чумы свиней в крови и селезенке домашних свиней и диких кабанов
- Куриннов В.В., Колбасов Д.В., Цыбанов С.Ж., Васильев А.П., Шендрик А.Г., Балышев В.М., Миколайчук С.В., Белянин С.А., Калантаенко Ю.Ф., Жуков А.Н. Африканская чума свиней -главная проблема для свиноводства России. Жизнь без опасностей, 2010, 3: 82-87.
- Atuhaire D.K., Afayoa M., Ochwo S., Mwesigwa S., Mwiine F.N., Okuni J.B., Olaho-Mukani W., Ojok L. Prevalence of African swine fever virus in apparently healthy domestic pigs in Uganda. BMC Vet. Res., 2013, 9: 263-271 ( ) DOI: 10.1186/1746-6148-9-263
- Gallardo C., Reoyo A.T., Fernández-Pinero J., Iglesias I., Muñoz J., Arias L. African swine fever: a global view of the current challenge. Porcine Health Management, 2015, 1: 21 ( ) DOI: 10.1186/s40813-015-0013-y
- Carrasco L. An update on the epidemiology and pathology of African swine fever. J. Comp. Pathol., 2015, 152: 9-21 ( ) DOI: 10.1016/j.jcpa.2014.09.003
- Guinat C., Reis A.L., Netherton C., Goatley L., Pfeiffer D., Dixon L. Dynamics of African swine fever virus shedding and excretion in domestic pigs infected by intramuscular inoculation and contact transmission. Vet. Res., 2014, 45: 93 ( ) DOI: 10.1186/s13567-014-0093-8
- Diseases of swine/D.J. Taylor, J.J. Zimmerman, S. D’Allaire (eds.) Iowa State University Press, 2006.
- Gallardo C., Soler A., Nieto R., Cano C., Pelayo V., Sánchez M.A., Pridotkas G., Fernandez-Pinero J., Briones V., Arias M. Experimental infection of domestic pigs with African swine fever virus Lithuania 2014 genotype II field isolate. Transbound. Emerg. Dis., 2015 Mar 22: 1-5 ( ) DOI: 10.1111/tbed.12346
- Boinas F.S., Hutchings G.H., Dixon L.K., Wilkinson P.J. Characterisation of pathogenic and non-pathogenic African swine fever virus isolated from Ornithodoros erraticus inhabiting pig premises in Portugal. J. Gen. Virol., 2004, 5(8): 2117-2187 ( ) DOI: 10.1099/vir.0.80058-0
- Howey E.B., O’Donnell V., de Carvalho Ferreira H.C., Borca M.V., Arzt J. Pathogenesis of highly virulent African swine fever virus in domestic pigs exposed via intraoropharyngeal, intranasopharyngeal, and intramuscular inoculation, and by direct contact with infected pigs. Virus Res., 2013, 178: 328-339 ( ) DOI: 10.1016/j.virusres.2013.09.024
- Charleston B., Bankowski B.M., Gubbins S., Chase-Topping M.E., Schley D., Howey R., Barnett P.V., Gibson D., Juleff N.D., Woolhouse M.E. Relationship between clinical signs and transmission of an infectious disease and the implications for control. Science, 2011, 332: 726-729 ( ) DOI: 10.1126/science.1199884
- Botija S., Ordas A. Rapid diagnosis by identification of antibodies extracted from tissues using indirect immunofluorescence. Hog Cholera. In: Classical swine fever and African swine fever. Luxembourg, 1977: 658-659.
- Reis A.L., Parkhouse R.M., Penedos A.R., Martins C., Leitão A. Systematic analysis of longitudinal serological responses of pigs infected experimentally with African swine fever virus. J. Gen. Virol., 2007, 88: 2426-2434 ( ) DOI: 10.1099/vir.0.82857-0
- Pérez J., Fernández A.I., Sierra M.A., Herraez P., Fernández A. Serological and immunohistochemical study of African swine fever in wild boar in Spain. Vet Rec., 1998, 143: 136-139.
- Gallardo C., Soler A., Nieto R., Carrascosa A.L., De Mia G.M., Bishop R.P., Martins C., Fasina F.O., Couacy-Hymman E., Heath L., Pelayo V., Martín E., Simón A., Martín R., Okurut A.R., Lekolol I., Okoth E., Arias M. Comparative evaluation of novel African swine fever virus (ASF) antibody detection techniques derived from specific ASF viral genotypes with the OIE internationally prescribed serological tests. Vet. Microbiol., 2013, 162: 32-43 ( ) DOI: 10.1016/j.vetmic.2012.08.011
- Куриннов В.В., Васильев А.П., Белянин С.А., Стрижакова О.М., Ногина И.В., Сидлик М.В., Газаев И.Х., Цыбанов С.Ж., Миронова Л.П., Аликова Г.А., Джаилиди Г.А., Черных О.Ю. Диагностические оценки ПЦР и РПИФ при использовании выборки от полевых вспышек АЧС. Ветеринария Кубани, 2014, 3: 5-9.
- Куриннов В.В., Белянин С.А., Васильев А.П., Стрижакова О.М., Лыска В.М., Ногина И.В., Зубаирова С.Н., Балышев В.М., Цыбанов С.Ж., Колбасов Д.В., Миронова П.Л., Черных О.Ю., Аликова Г.А. Экспериментальные и полевые исследования специфических антител в тканях органов у инфицированных вирусом АЧС домашних свиней и кабанов с острым течением болезни. Ветеринария Кубани, 2012, 4: 9-11.
- Cubillos C., Gómez-Sebastian S., Moreno N., Nuñez M.C., Mulumba-Mfumu L.K., Quembo C.J., Heath L., Etter E.M.C., Jori F., Escribano J.M., Blanco E. African swine fever virus serodiagnosis: A general review with a focus on the analyses of African serum samples. Virus Res., 2013, 173(1): 159-167 ( ) DOI: 10.1016/j.virusres.2012.10.021
- Nieto-Pelegr E., Rivera-Arroyo B., Sanchez-Vizcaıno J.M. First detection of antibodies against African swine fever virus in faeces samples. Transbound. Emerg. Dis., 2015, 62(6): 594-602 ( ) DOI: 10.1111/tbed.12429
- Zsak L., Borca M., Risatti G., Zsak A., French R., Lu Z., Kutish G., Neilan J., Callahan J., Nelson W. Preclinical diagnosis of African swine fever in contact-exposed swine by a real-time PCR assay. J. Clin. Microbiol., 2005, 43: 112-119 ( ) DOI: 10.1128/JCM.43.1.112-119.2005
- Макаров В.В., Сухарев О.И., Боев Б.В., Гаврюшкин Д., Коломыцев А.А., Литвинов О.Б. Дикий европейский кабан. Природная очаговость африканской чумы свиней. Ветеринария, 2010, 9: 24-28.
- Khomenko S., Beltrán-Alcrudo D., Rozstalnyy A., Gogin A., Kolbasov D., Pinto J., Lubroth J., Martin V. African swine fever in the Russian Federation: risk factors for Europe and beyond. EMPRES Watch, 2013, 28: 1-14.
- Manual of diagnostic tests and vaccines for terrestrial animals. 7th Ed. OIE, France. 2012. Режим доступа: http://www.oie.int/manual-of-diagnostic-tests-and-vaccines-for-terrestrial-animals/. Без даты.
- Gardner A., Greiner M., Dubey J. Statistical evaluation of test accuracy studies for Toxoplasma gondii in food animal intermediate hosts. Zoonoses and Public Health, 2010, 57: 82-94 ( ) DOI: 10.1111/j.1863-2378.2009.01281
- Greiner M., Sohr D., Gijbel P. A modified ROC analysis for the selection of cut-off values and the definition of intermediate results of serodiagnostic tests. J. Immunol. Methods, 1995, 185: 123-132.
- The ELISA guidebook/J.R. Crowther (ed.). Vienna, 2009.
- Jacobson R.H. Validation of serological assays for diagnosis of infectious diseases. Rev. Sci. Tech. OIE, 1998, 17(2): 469-486.
- Tignon M., Gallardo C., Iscaro C., Hutet E., Van der Stede Y., Kolbasov D., De Mia G.M., Le Potier M.-F., Bishop R.P., Arias M. Development and inter-laboratory validation study of an improved new real-time PCR assay with internal control for detection and laboratory diagnosis of African swine fever virus. J. Virol. Methods, 2011, 178: 161-170 ( ) DOI: 10.1016/j.jviromet.2011.09.007