Влияние биологического матрикса и факторов роста на течение экспериментального хронического остеомиелита

Хронический остеомиелит до настоящего времени является частым осложнением открытых переломов и ортопедических вмешательств [1, 2]. Доля хронического остеомиелита в структуре гнойно–септических заболеваний колеблется от 10 до 28 % [3, 4].

В конце XX века травматический остеомиелит встречался реже гематогенного, на долю которого приходилось до 55% всех случаев [5, 6, 7]. В настоящее время, в связи с увеличением травматизма, он составляет 60–73 % [4, 5, 6]. Ортопедические вмешательства в 17 % осложняются развитием остеомиелита, достигая 30 % при проведении оперативного лечения открытых переломов [4, 5, 8]. Остеомиелит является актуальной не только медицинской, но и социальной проблемой XXI века, поскольку данная патология в 60 % случаев проводит к стойкой утрате трудоспособности [1, 15].

Хронический остеомиелит чаще всего поражает пояс нижних конечностей, а именно: большеберцовую и бедрен- ную кости, что приводит к изменению механической и анатомической осей конечности, в результате чего у пациента развивается дефицит походки, снижается качество жизни, возникает необходимость в применении дополнительной опоры при ходьбе [8–10].

Развитие хронического остеомиелита сопровождается формированием секвестров и свищевых ходов, локализованной потерей костной массы, что приводит к ослаблению кортикального слоя кости и может являться причиной развития патологических переломов [3, 11, 12].

Лечение хронического остеомиелита длинных трубчатых костей основано на ряде принципиальных моментов: предоперационном планировании, радикальной хирургической обработке, микробиологическом мониторинге, управлении «мертвым» пространством, адекватном закрытии костных дефектов, системной и местной антибактериальной терапии, по показаниям – стабилизации пораженного сегмента [14, 15].

Радикальная хирургическая санация в комбинации с антибактериальной терапией остаются основой лечения хронического остеомиелита длинных трубчатых костей [15]. Успешные результаты лечения, полученные в начале ХХ века, были основаны на «широкой опухолеподобной резекции» инфицированной кости [14]. Однако это приводит к ослаблению кортикального слоя, необходимости стабилизации пораженного сегмента конечности и закрытия выраженного дефекта [15]. Несмотря на агрессивную хирургическую тактику, рецидив остеомиелита при данном способе лечения возникает в 4,5–48 % случаев, что требует повторного, зачастую более тяжелого оперативного лечения, что повышает экономическую нагрузку на систему здравоохранения [1, 14, 15].

Помимо хирургического лечения, пациенты с хроническим остеомиелитом так же нуждаются в длительном приеме антибактериальных препаратов, что негативно сказывается на других системах организма [2, 7, 11]. Многими авторами рекомендуется использование различных носителей с высвобождением антибактериальных препаратов в течение длительного времени [13–15]. Но полученные на сегодняшний день результаты по локальному их применению требуют проведения дальнейших исследований [15].

Цель исследования. Повышение эффективности лечения экспериментального хронического экспериментального остеомиелита путем применения биологического матрикса и факторов роста.

Материалы и методы

Исследование проведено на базе Научно–исследовательского института экспериментальной биологии и медицины «Воронежский государственный медицинский университет им. Н.Н. Бурденко, на 150 половозрелых самцах крыс линии Wistar массой 250–350 грамм.

Исследование выполнено в соответствии с законодательством Российской Федерации, международными этическими нормами, принципами и правилами доказательной медицины, одобрено локальным этическим комитетом ФГБОУ ВО ВГМУ им. Н.Н. Бурденко Минздрава России (протокол № 4 от 16.10.2024).

Моделирование экспериментального хронического остеомиелита проводили следующим образом. Первый этап выполняли согласно патенту РФ RU 2622369 С [15]. Выполняли оперативный доступ в области левого бедра к нижней трети бедренной кости. С помощью сверла размером 3,5 мм формировали отверстие в кортикальном слое кости. В сформированный дефект вносили марлевую салфетку, смоченную 1 % раствором этоксисклерола, а также полученную при сверлении кости стружку. Осуществляли послойное ушивание раны. Через 7 суток приступали к выполнению второго этапа. Производили доступ к бедренной кости с иссечением «старого» послеоперационного рубца, удаляли марлевую салфетку. В область костного дефекта вносили культуру Staphylococcus aureus в количестве 150–200 тыс. микробных тел, который потом пломбировали костным цементом. Рану ушивали после внесения в нее 0,5 г порошка Амоксициллин + Клавулановая кислотадля предотвращения развития абсцесса.

Через 31 день после операции у животных формировалась картина экспериментального хронического остеомиелита, что подтверждалось в том числе рентгенологически.

После подтверждения развития экспериментального хронического остеомиелита животных распределили по группам исследования, в зависимости от способа лечения остеомиелита. Всего было сформировано 5 групп: 3 контрольные и 2 опытные (табл. 1).

Таблица 1

Характеристика групп исследования

Characteristics of the study groups

Table 1

Группа Животных Animal Group	Количество животных в группе / Number of animals in the group	Характер воздействия / The nature of the impact
1-я контрольная / 1st control group	30	Без лечения Without treatment
2-я контрольная / 2nd control group	30	Хирургическая санация очага (ХСО) Surgical rehabilitation of the lesion (SRO)
3-я контрольная / 3 rd control group	30	ХСО + амикацин + гидроксиапатит кальция (ГА) SRO + amikacin + calcium hydroxyapatite (CH)
1-я опытная / 1st experimental	30	ХСО + измельченные панты марала (ПМ) SRO + crushed maral antlers (MA)
2-я опытная / 2nd experimental	30	ХСО + амикацин/ измельченные панты марала (2/1) SRO + amikacin/ crushed maral antlers (2/1)

В 1-й контрольной группе лечение не проводили. Во 2-й контрольной и всех остальных группах проводили двухэтапную хирургическую санацию очага. На первом этапе использовали микромоторное устройство БЭУ–01Э 220 и шаровидную фрезу, обработку проводили при 10 тыс. об/ минуту до появления «кровяной росы». На втором этапе приступали к обработке с использованием гидроимпульс- ной установки. Применяли установку УГО–1 с рассеивающей насадкой. Для защиты окружающих мягких тканей использовали стерильные марлевые салфетки. Обработку производили стерильным 0, 9 % раствором хлорида натрия с расстояния 6 см под углом наклона 35 градусов, с 4-х позиций, определяемых переложением циферблата часов на рану таким образом, чтобы число 12 находилось напротив верхнего угла раны. Обработку производили с позиций 12, 3, 6 и 9 часов относительно раны. Затем убирали салфетки, осушали рану стерильной марлей.

После окончания санации дальнейшее лечения зависело от принадлежности животного к группе исследования. Так, в 3-й контрольной группе костный дефект заполняли антибиотиком амикацином из расчета 15 мг/кг массы тела животного, неорганическим компонентом – гидроксиапатитом кальция до полного заполнения костной полости, проводили послойное ушивание раны и наложение швов на кожу с использованием рассасывающихся нитей (Викрил 3/0). Рану обрабатывали 1 % раствором бриллиантового зеленого.

В 1-й опытной группе после окончания санации в имеющуюся полость вносили органический компонент – порошок из измельченных пантов марала с размером частиц 0,1–0,2 мм до полного заполнения костного дефекта. Панты марала – это высокоактивное биологическое вещество краснокоричневого цвета с бурым оттенком, с серыми включениями неправильной прямоугольной формы. В составе пантов марала имеются факторы роста, такие как: эпидермальный фактор роста, инсулиноподобные факторы роста, факторы роста нервов, костный морфогенетический протеин, ускоряющие регенеративные процессы. Затем проводили послойное ушивание раны и наложение швов на кожу с использованием рассасывающихся нитей (Викрил 3/0). Рану обрабатывали 1 % раствором бриллиантового зеленого.

Во 2-й опытной группе использовали препарат, состоящий из антибиотика амикацина и измельченного порошка пантов марала, взятых в массовом соотношении 2/1 (патент RU 2780114 C1) [15], который вносили в область костного дефекта, выполняли послойное ушивание раны и наложение швов на кожу с использованием рассасывающихся нитей (Викрил 3/0). Рану обрабатывали 1 % раствором бриллиантового зеленого.

Контроль эффективности методики проводили на 7, 14, 28, 60 и 90 сутки после оперативного лечения, путем оценки общего анализа крови /гемоглобин, эритроциты, тромбоциты, СОЭ/, показателей окислительного стресса / малоновый диальдегид (МДА), 2, 4-динитрофенилгидразин (ДНФГ)/ и антиоксидантной системы /SH–группы, суперок-сиддисмутаза (СОД)/.

Обработку данных эксперимента проводили при помощи программного обеспечения StatSoft Statistica 11.0 Russian, в полном соответствии с современными требованиями к исследованиям, выполняемым в рамках доказательной медицины по стандартам GCP и GLP. Для определения точности вычисленных данных проводили расчет средних значений, медианы и моды, ошибки среднего, дисперсии и стандартного отклонения, доверительного интервала, квартилей и центильных коридоров. При выявлении многомодового характера распределения, а также по данным асимметрии и эксцесса определяли характер распределения результатов исследования с помощью графического метода – построения гистограмм распределения; применялись методы Колмогорова-Смирнова и Лиллиефорса. Для сравнения результатов в различных группах использовали методы непараметрической статистики: одно- и многомерный дисперсионный анализ, H-критерий Краскала-Уоллеса; в качестве апостериорного критерия применяли критерий Шеффе, как наиболее строгий. В качестве критериальных статистик использовали верхнюю область 5 % F-распределения.

Результаты исследования. При оценке общего анализа крови были получены следующие результаты. Показатели уровней эритроцитов и гемоглобина у животных 1-й контрольной группы на 7-е сутки исследования составили 3 [2,82; 3,108] х1012/л и 101 85 [101,03; 104,40] г/л, соответственно. К 90–м суткам количество эритроцитов увеличилось до 3,12 [3,09; 3,15] х1012/л, при снижении гемоглобина до 99,19 [99,16; 99,46] г/л.

При оценке красного ростка кроветворения у животных 2-й контрольной группы были получены следующие результаты: на 7-е сутки исследования показатели не имели достоверных различий с данными 1-й контрольной группы (p >0, 05) и составили: 2, 75 [2, 50; 3, 00] х1012/л и 105,65 [104, 42; 106, 65] г/л соответственно; к 90-м суткам исследования отмечалось увеличение количества эритроцитов на 42,1 %, уровня гемоглобина – на 4,8 %.

В 3-й контрольной группе наблюдалась выраженная положительная динамика на 7-е сутки исследования: изучаемые показатели составили – 5,6 [5,49; 5,70] х1012/л и 107,1 [106,95; 107,17] г/л. К 60-м суткам отмечался их рост на 7,1 % и 12,4 %. На 90–е сутки исследования – значительный рост показателей гемоглобина и эритроцитов до уровня 6,14 [6,10; 6,21] х1012/л и 124,1 [123,72; 124,47] г/л, соответственно.

В 1-й опытной группе в течение всего эксперимента изучаемые показатели не имели достоверных различий с данными 1-й и 2-й контрольных групп и увеличивались за время эксперимента на 36, 2 % и 1, 8 %, соответственно, в сравнении с 7-ми сутками исследования.

Наиболее выраженная положительная динамика наблюдалась во 2-й опытной группе. На 7-е сутки эксперимента уровни эритроцитов и гемоглобина составили 4,46 [4,46; 4,51] х1012/л и 106,1 [105,90; 106,52] г/л, достоверно различаясь с данными контрольных групп (p <0, 05). К 90-м суткам наблюдалась их нормализация.

При оценке уровней лейкоцитов и СОЭ были получены следующие результаты. В 1-й контрольной группе на 7-е сутки исследования показатели составили: 14,0 [13,57; 14,50] х109/л и 10,95 [10,35; 11,62] мм/ч, к 90-м суткам – снизились на 41, 2 % и 44, 3 %, соответственно. Во 2-й контрольной группе уровни лейкоцитов и СОЭ на 7-е сутки были равны 13,2 [12,50; 13,60] х109/л и 9,15 [8,83; 9,40] мм/ч, снижаясь к 90-м суткам до 10, 84 [10,16; 10,87] х109/л и 5, 88 [5,82; 6,00] мм/ч, соответственно. В 3-й контрольной группе изучаемые показатели на 7-е сутки были достоверно ниже по сравнению с данными, полученными в других контрольных группах, и составили 11,43 [11,14; 11,67] х109/л и 4, 5 [4,15; 4,92] мм/ч. На 90-е сутки исследования уровни лейкоцитов и СОЭ были незначительно выше нормы. В 1-й опытной группе изучаемые показатели на протяжении всего экспе- римента не имели достоверных различий с результатами 1-й и 2-й контрольных групп (p>0, 05). Во 2-й опытной группе на 7-е сутки были зарегистрированы самые низкие значения уровней лейкоцитов и СОЭ – 10, 31 [10,21; 10,46] х109/л и 3, 79 [3,60; 4,00] мм/ч. На 60-е сутки изучаемые показатели были незначительно повышены, а на 90-е сутки наблюдалась их нормализация.

При оценке уровня тромбоцитов было выявлено, что в 1-й опытной и 1-й контрольной группах на протяжении всего эксперимента наблюдался тромбоцитоз с последующим развитием тромбоцитопении к 90-м суткам исследования. В остальных группах к 90-м суткам изучаемый показатель достиг нормальных значений (табл. 2).

Таблица 2

Показатели общего анализа крови у экспериментальных животных

General blood test parameters in experimental animals

Table 2

Группа Group	Эритроциты, х1012/л Erythrocytes х1012/l	Гемоглобин,г/л Hemoglobin g/l	Лейкоциты, х109/л Leukocytes х109/l	СОЭ,мм/ч ESR mm/h	Тромбоциты,х109/л Platelets х109/l
	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]
7–е сутки
1 контрольная 1st control	3 [2,82; 3,108]	101,85 [101,03; 104,40]	14 [13,57; 14,50]	10,95 [10,35; 11,62]	383,1 [370,27; 396,00]
2 контрольная 2nd control	2,75 [2,50; 3,00]	105,65 [104,42; 106,65]	13,2 [12,50; 13,60]	9,15 [8,83; 9,40]	360,2 [355,30; 365,40]
3 контрольная 3rd control	5,6[5,49 – 5,70] 12	107,1 [106,95; 107,17] 12	11,43 [11,14; 11,67]12	4,5 [4,15; 4,92]12	329,55 [329,20; 329,98]12
1 опытная 1 st experimental	2,9 [2,80 – 3,22] 3	104,1[102,50; 105,78] 3	13,4 [13,22; 13,88]3	10,2 [59,47; 10,80]3	382,15 [379,18; 385,12]3
2 опытная 2nd experimental	4,46 [4,46 – 4,51] 123	106,1 [105,90; 106,52] 12	10,31 [10,21; 10,46]123	3,79 [3,60; 4,00]123	339,7 [339,12; 340,72]123
28–е сутки
1 контрольная 1st control	3,84 [3,73; 3,89]	103,45 [101,88; 104,35]	13,6 [13,38; 13,67]	7,65 [7,20; 8,17]	324,6 [322,15; 327,05]
2 контрольная 2nd control	4,5 [4,05; 4,57]	107,15 [106,25; 108,75]	11,49 [11,21; 11,79]	7,75 [7,62; 7,88]	331,55 [331,95; 334,25]
3 контрольная 3rd control	6,25 [6,12; 6,38]	120,35 [120,30; 120,40]	8,57 [8,29; 8,60]	2,42 [2,40; 2,45]	326,7 [326,10; 326,85]
1 опытная 1 st experimental	4,39 [4,13; 4,67]13	107,05[105,17; 107,28]13	12,37[11,93; 12,77]132	7,73[7,43; 8,05]3	327,5 [321,18; 328,88]23
2 опытная 2nd experimental	6,55 [6,34; 6,71]12	115,59 [114,85; 115,66]123	6,6 [6,53; 6,67]123	1,75 [1,66; 1,78]123	323,2 [322,88; 326,00]12
90–е сутки
1 контрольная 1st control	3,12 [3,09; 3,15]	99,19 [99,16; 99,46]	11,42 [11,41; 11,71]	6,04 [5,86; 6,09]	234,83 [232,30; 236,35]
2 контрольная 2nd control	4,73 [4,56; 4,79]	109 [107,39; 109,70]	10,84 [10,16; 10,87]	5,88 [5,82; 6,00]	304,95 [303,15; 305,25]

Окончание Таблицы 2 / End of Table 2

Группа Group	Эритроциты, х1012/л Erythrocytes х1012/l	Гемоглобин,г/л Hemoglobin g/l	Лейкоциты, х109/л Leukocytes х109/l	СОЭ,мм/ч ESR mm/h	Тромбоциты,х109/л Platelets х109/l
	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]
3 контрольная 3rd control	6,14 [6,10; 6,21] 12	124,1 [123,72; 124,47] 12	6,71 [6,62; 6,74] 12	1,49 [1,43; 1,55] 12	330,4 [330,27; 331,31] 12
1 опытная 1 st experimental	3,21[3,16; 3,54]123	105,7 [105,08; 106,10] 123	10,86 [10,49; 11,18]13	6[5,92; 6,06] 3	248,45 [244,82; 251,40] 13
2 опытная 2nd experimental	6,65 [5,70; 6,76]12	134,6 [133,15; 134,76]123	5,95 [5,53; 6,04]12	1,58 [1,52; 1,64]12	331,73 [330,35; 331,84] 12

1– различия достоверны с 1–й контрольной группой (р <0, 05), H–критерий 2–различия достоверны со 2–й контрольной группой (р <0, 05), H–критерий 3– различия достоверны с 3–й контрольной группой (р <0, 05), H–критерий

При анализе показателей окислительного стресса у экспериментальных животных были получены следующие результаты. При анализе МДА на 7-е сутки исследования было выявлено, что в 1–й контрольной группе отмечалось его повышение – 46,06 [40,72; 46,70] нмоль/мл, кратно превышающее нормальные значения. На данный экспериментальный срок изучаемый показатель во 2-й контрольной и 1-й опытной группах не имел достоверных отличий от значений 1-й контрольной группы.

В 3-й контрольной группе так же отмечался высокий уровень МДА – 35,5 [32,48; 35,94] нмоль/мл, что было достоверно ниже результатов, полученных в других контрольных группах. При анализе уровня МДА на 7-е сутки наименьший уровень был зарегистрирован во 2-й опытной группе – 30,79 [25,24; 31,19] нмоль/мл.

В 1-й контрольной группе сохранялась высокая степень активности пероксидного окисления липидов, что характеризовалось сохраняющимся высоким уровнем МДА на протяжении эксперимента, достигающим к 90-м суткам исследования 40,41 [36,17; 41,57] нмоль/мл. Во 2-й контрольной группе в течение всего времени наблюдения за животными так же отмечалась высокая степень активности пероксидного окисления липидов. За время всего эксперимента уровень МДА в данной группе снизился на 16,4 % по сравнению с 7-ми сутками исследования.

В 3-й контрольной группе на протяжении эксперимента отмечалось планомерное снижение активности пероксид-ного окисления липидов, однако к 90-м суткам изучаемый показатель оставался повышенным – 16,83 [16,50; 17,02] нмоль/мл.

В 1-й опытной группе, несмотря на проведенное лечение, уровень активности пероксидного окисления липидов оставался на высоком уровне. Изучаемый показатель на 14-е сутки составил 41,84 [37,38; 43,49] нмоль/мл, на 90-е сутки – 38,62 [34,38; 40,26] нмоль/мл. Во 2-й опытной группе наблюдалась наиболее выраженная положительная динамика: на протяжении всего эксперимента показатель активности пероксидного окисления липидов был достоверно ниже контрольных групп, нормализуясь к 90–м суткам исследования.

Для оценки степени окислительной модификации белков проводили анализ уровня 2,4-динитрофенилгидразона (ДНФГ). На 7-е сутки в 1-й контрольной группе динамика показателей ДНФГ имела взаимосвязь с показателями МДА. В течение всего эксперимента в данной группе показатель окислительной модификации белка не имел тенденции к снижению и составил к 90–м суткам 76,72 [75,74; 77,09] нмоль/мл. Во 2-й контрольной группе после проведения хирургической санации отмечалось снижение ДНФГ, при этом изучаемый показатель оставался на высоком уровне, сохраняя корреляцию с показателем МДА.

Среди всех контрольных групп наиболее выраженная положительная динамика отмечалась в 3-й контрольной группе. На 7-е сутки исследования показатель окислительной модификации белков составил 46,30 [45,55; 47,46] нмоль/мл, что было ниже показателей 1-й контрольной группы на 23,6 % (p <0, 05), 2–й контрольной группы – на 15,9 % (p <0, 05). К 28-м суткам исследования уровень ДНФГ был равен 54,36 [52,53; 55,02] нмоль/мл, к 90-м суткам – 46,30 [45,55; 47,46] нмоль/мл.

При оценке показателей антиоксидантной защиты были получены следующие результаты. В 1-й контрольной группе на 7-е сутки исследования уровень СОД и SH-групп составил 0,41 [0,38; 0,42] ед/мл и 107,72 [105, 22; 109, 48] нмоль/мл, соответственно.

В течение всего эксперимента в данной группе отмечалось снижение показателей антиоксидантной защиты, которые к 28-м суткам снижались на 18,2 % и 44,8 %, соответственно, к 90-м суткам составили 0,28 [0,26; 0,29] ед/мл и 66,99 [64,17; 67,77] нмоль/мл, что существенно ниже нормальных значений.

Во 2-й контрольной группе, несмотря на проведенное оперативное лечение, значения СОД и SH–группы также снижались, однако не так сильно, как в 1-й контрольной группе. На 7-е сутки уровни изучаемых показателей составили 0,55 [0,46; 0,56] ед/мл и 113,77 [107,90; 117,34] нмоль/мл, соответственно. К 60-м суткам показатели системы антиоксидантной защиты снижались до значений – 0,41 [0,39; 0,42] ед/ мл и 72,26 [66,61; 74, 02] нмоль/мл, на 90-е сутки – 0,40 [0,38; 0,42] ед/мл и 71,42 [68,09; 73,61] нмоль/мл, соответственно.

В 3-й контрольной группе отмечалась тенденция к нормализации данных показателей. На 7-е сутки исследования показатели СОД и SH-групп составили 119,02 [116,19; 120,31] нмоль/мл и 1,62 [1,59; 1,62] ед/мл, соответственно, и были достоверно выше их уровней в 1-й и 2-й контрольных группах, что свидетельствовало об ответной реакции организма на наличие очага воспаления в виде активизации показателей антиоксидантной защиты. К 60-м суткам исследования значения СОД и SH–групп снижались на 43,4 % и 9,8 %. К 90-м суткам исследования уровень супероксиддисмутазы составил 1,42 [1,41; 1,47] ед/мл, SH-групп – 68,99 [68,86; 74,67] нмоль/мл, что было выше уровня данных показателей 1-й контрольной группы на 80,2 % и 4,1 %, соответственно (p<0, 05), показателей 2-й контрольной группы – на 71,8 % и 2,3 % (p<0, 05).

В 1-й опытной группе динамика показателей антиоксидантной защиты была сравнима с данными 2-й контрольной группы и не имела между ними достоверных различий. Выраженная положительная динамика отмечалась во 2-й опытной группе. На 7-е сутки исследования зарегистрированы наибольшие значения уровней SH-групп и СОД – 124,8 [122,69; 125,33] нмоль/мл и 1,96 [1,94; 1,97] ед/мл, соответственно, с достоверными различиями со всеми контрольными группами. В течение эксперимента отмечалась тенденция к снижению уровня антиоксидантной защиты, что коррелировало со снижением уровня МДА и ДФНГ во 2-й опытной группе и свидетельствовало о купировании воспалительного процесса у животных данных групп. К 28-м суткам исследования данные показатели составили 80,62 [69,08; 87,03] нмоль/мл и 1,57 [1,57; 1,58] ед/мл, соответственно, что выше уровня значений в 1-й контрольной группе на 12,8 % и 78,4 %, (p<0, 05), уровня показателей 2-й контрольной группы – на 10,6 % и 73,9 %, соответственно, (p<0, 05). К 90-м суткам исследования изучаемые показатели нормализовались (табл. 3).

Таблица 3

Показатели уровня окислительного стресса и антиоксидантной защиты в группах исследования

Table 3

Indicators of oxidative stress and antioxidant protection levels in the study groups

Группа Group	МДА, нмоль/мл MDA, nmol/ml	ДНФГ, нмоль/мл DNPH, nmol/ml	SH-группы, нмоль/мл SH-group,nmol/ml	СОД, ед/мл SOD, units/ml
	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]
7-е сутки
1 контрольная 1st control	46,06 [40,72; 46,70]	82,85 [78,99; 83,70]	107,72 [105,22; 109,48]	0,41 [0,38; 0,42]
2 контрольная 2nd control	43,82 [39,85; 44,08]	75,97 [75,18; 78,45]	113,77 [107,90; 117,34]	0,55 [0,46; 0,56]
3 контрольная 3rd control	35,5 [32,48; 35,94] 12	63,91 [61,81; 65,84] 12	119,02 [116,19; 120,31] 12	1,62 [1,59; 1,62] 12
1 опытная 1 st experimental	44,58 [40,25; 45,50] 3	81,48 [78,09; 82,18] 3	110,79 [107,30; 113,29] 3	0,46 [0,42; 0,47] 3
2 опытная 2nd experimental	30,79 [25,24; 31,19] 123	60,11 [56,88; 60,96] 123	124,8 [122,69; 125,33] 123	1,96 [1,94; 1,97] 123
28-е сутки
1 контрольная 1st control	41,73 [38,61; 41,97]	77,55 [75,93; 79,47]	70,23 [65,67; 70,95]	0,34 [0,31; 0,37]
2 контрольная 2nd control	32,73[31,44; 33,09]	66,86 [63,95; 67,14]	72,08 [67,53; 73,28]	0,41 [0,40; 0,42]
3 контрольная 3rd control	18,27 [17,48; 18,70] 12	54,36 [52,53; 55,02] 12	79,93 [77,90; 80,40] 12	1,53 [1,50; 1,54] 12
1 опытная 1 st experimental	37,2 [35,41; 37,81] 31	74,71 [70,68; 75,47] 312	71,06 [66,39; 72,62] 3	0,40 [0,37; 0,41] 3

Окончание Таблицы 3 / End of Table 3

Группа Group	МДА, нмоль/мл MDA, nmol/ml	ДНФГ, нмоль/мл DNPH, nmol/ml	SH-группы, нмоль/мл SH-group,nmol/ml	СОД, ед/мл SOD, units/ml
	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]	Me [Q₁; Q₃]
2 опытная 2nd experimental	16,9 [15,63; 17,05] 312	50,78 [49,16; 51,11] 312	80,62 [69,08; 87,03] 12	1,57 [1,57; 1,58] 12
90-е сутки
1 контрольная 1st control	40,41 [36,17; 41,57]	76,72 [75,74; 77,09]	66,99 [64,17; 67,77]	0,28 [0,26; 0,29]
2 контрольная 2nd control	36,84 [34,02; 37,68]	56,53 [55,48; 57,82]	69,78 [68,86; 74,67]	0,40 [0,38; 0,42]
3 контрольная 3rd control	16,83 [16,50; 17,02] 31	46,30 [45,55; 47,46] 12	71,42 [68,09; 73,61] 12	1,42 [1,41; 1,47] 12
1 опытная 1 st experimental	38,62 [34,38; 40,26] 31	61,83 [59,41; 63,66] 312	68,07 [67,78; 71,98] 31	0,36 [0,34; 0,38] 31
2 опытная 2nd experimental	14,98 [13,10; 15,96] 312	45,02 [44,89; 46,51] 12	75,70 [71,51; 80,58] 12	1,44 [1,42; 1,46] 12

1– различия достоверны с 1–й контрольной группой (р <0, 05), H–критерий 2–различия достоверны со 2–й контрольной группой (р <0, 05), H–критерий 3– различия достоверны с 3–й контрольной группой (р <0, 05), H–критерий

Обсуждение

При проведении исследования было выявлено, что изолированное применение хирургической санации способствует снижению воспалительной реакции за счет радикального очищения патологического очага от некротизированных тканей и микробных тел. В тоже время, отсутствие антибактериальной терапии приводит к формированию длительно существующего очага воспаления, с высокими показателями МДА и ДНФГ, а также дефицитом показателей СОД и SH-групп.

Дополнение хирургической санации заполнением костного дефекта антибиотиком и гидроксиапатитом кальция приводит к ускорению купирования остеомиелита за счет высокой локальной дозировки антибактериального препарата. Неорганический компонент заполняет костный дефект и способствует его заживлению, выступая в качестве матрицы для формирования костной мозоли.

Изолированное использование хирургической санации очага инфекции и последующее его заполнение измельченными пантами марала приводит к ухудшению течения остеомиелита, что связано с тем, что в составе данного материала имеется большое количество факторов роста. При отсутствии антибактериальной терапии, даже при условии тщательно выполненной хирургической обработки, оставшаяся микробная флора использует органический компонент пантов марала в качестве среды для роста. В результате наблюдается усиление воспалительной реакции, повышение уровней МДА и ДНФГ с формированием окислительного стресса.

Комбинированное применение хирургической санации с препаратом, состоящим из антибиотика амикацина и измельченного порошка пантов марала, взятых в массовом соотношении 2/1 (патент RU 2780114 C1) приводило к достоверному улучшению течению остеомиелита по сравнению с контрольными группами. Санация очага с использованием шаровидной фрезы снижает бактериальную нагрузку, так же происходит вскрытие гаверсовых каналов, что улучшает кровоснабжение в зоне дефекта. Заполнение дефекта предложенным препаратом способствовало нормализации показателей воспаления к 90-м суткам исследования, что достигалось за счет наличия антибиотика в составе предложенного препарата и достижения его высокой локальной концентрации. Панты марала являлись субстратом для остеогенеза: органический и неорганический компоненты выступали в качестве матрицы для остеогенеза, а наличие факторов роста способствовало ускорению пролиферации остеобластов. Это приводило к более выраженной регенерации в очаге остеомиелита, нормализации показателей воспаления и антиоксидантной защиты.

Выводы

Разработан способ купирования экспериментального хронического остеомиелита, основанный на последовательном применении хирургической санации с последующим внесением в область дефекта препарата, состоящего из антибиотика амикацина и порошка пантов марала в массовом соотношении 2/1 (патент RU 2780114 C1).

Изолированное применение измельченных пантов марала в сочетании с хирургической санацией не приводило к снижению воспалительной реакции, данные лабораторных методов исследования в течение всего эксперимента не имели достоверных отличий в сравнении с показателями 1-й и 2-й контрольных групп.

Применение хирургической санации с последующим заполнением дефекта антибиотиком амикацином (доза 15 мг/ кг) и гидроксиапатитом при лечении экспериментального хронического остеомиелита достоверно снижает воспалительную реакцию по сравнению с изолированным применением хирургической обработки.

При сравнении с использованием амикацина и гидроксиапатита, применение предложенного способа лечения экспериментального хронического остеомиелита позволяет снизить степень активности пероксидного окисления липидов (по уровню МДА), на 11,9 % (р<0,05), окислительной модификации белков (по уровню ДФНГ) на 2.2 %. Показатели антиоксидантной защиты превосходили результаты 3-й контрольной группы, в которой применяли антибиотик амикацин в дозировке 15 мг/кг и гидроксиапатит кальция для заполнения костный полости, (по уровню СОД) на 1,4 %, (по уровню SH-групп) на 5,7 %. Так же к 90-м суткам исследования при оценке синдрома воспаления наилучшие результаты отмечались при применении разработанного способа – уже 7-е сутки были зарегистрированы самые низкие значения уровней лейкоцитов и СОЭ (р<0, 05), а на 90-е сутки наблюдалась их нормализация, в сравнении с контрольными группами.