Влияние электроактивированных водных растворов на морфофункциональные показатели поджелудочной железы и почек крыс с экспериментальной моделью сахарного диабета

Электроактивация – сравнительно новая отрасль в медицине, открывающая широкие возможности применения водных растворов, обработанных электрическим током, в качестве лекарственных средств в эксперименте и в клинике [1, с. 88–91; 3, с. 54;

4, с. 26; 6, с. 23–25]. Электрохимически активные водные растворы (ЭВР) образуются при определенном режиме электрического воздействия в анодной или катодной камерах диафрагменных электротехнических установок [2, с. 36–107].

Серкина Оксана Александровна – старший лаборант кафедры анатомии, физиологии и безопасности жизнедеятельности ИЕСЭН, Новосибирский государственный педагогический университет.

Хачатрян Ашот Папикович – доктор медицинских наук, профессор кафедры анатомии, физиологии и безопасности жизнедеятельности ИЕСЭН, Новосибирский государственный педагогический университет Ларионов Петр Михайлович – доктор медицинских наук, профессор кафедры фундаментальной медицины, Новосибирский государственный университет.

Все права защищены

4(8) 2012                                                   ISSN 2226-3365

При пропускании электрического постоянного тока через водный раствор в нем происходит электроактивация молекул, атомов, ионов и перераспределение ионов в электрическом поле [5, с. 93]. В результате вода, находящаяся в катодной зоне (ЭВР-К), приобретает восстановительные свойства и запасает потенциальную энергию. Католит обладает высокой биологической активностью, поскольку повышает интенсивность биохимических процессов, постоянно протекающих в живой клетке. Он обладает противовоспалительными и общетонизирующими свойствами, нормализует энергетический потенциал клеток и повышает интенсивность и эффективность тканевого дыхания. Анолит (ЭВР-А) обладает анальгезирующим, антиаллергическим, противовоспалительными свойствами, а также мощным антисептическим действием (противогрибковым, антивирусным и антибактериальным), что объясняется высокими окислительными свойствами раствора и содержанием химических соединений, выделяющих хлор, кислород и озон [2, с. 36–107; 3, с. 54; 4, с. 26; 6, с. 23–25].

В этой связи представлялось интересным изучить механизм влияния вышеперечисленных электрохимически активных водных растворов на организм при развитии сахарного диабета, как одной из наиболее распространенных и социально значимых патологий человека.

Методика . С этой целью был проведен эксперимент на взрослых крысах линии Wistar массой 200–250 г. Все животные были поделены на 2 группы – контрольную и экспериментальную, каждая из которых, в свою очередь, была разделена на три подгруппы: животные, получающие воду, раствор католита (ЭВР-К) или анолита (ЭВР-А) (рис.1).

Рис. 1.

Распределение животных по группам наблюдения.

Для моделирования сахарного диабета животным подкожно вводили 10 % раствор аллоксана из расчета 0,1мл/100г массы тела.

На 1, 3 и 6 сутки эксперимента у животных

Все права защищены

4(8) 2012

ISSN 2226-3365

брали пробы крови путем надсечки хвоста для определения уровня глюкозы. На 6 сутки животных высаживали в обменные клетки для сбора мочи. В конце эксперимента у всех животных из нижней полой вены брали пробы крови для последующего определения ионноосмотических показателей, а также образцы тканей поджелудочной железы и почки.

Концентрацию глюкозы в плазме крови и моче определяли пикриновым методом на спектрофотоколориметре «Spekol» при длине волны 560 нм.

Концентрацию ионов натрия и калия в моче, плазме крови определяли методом пламенной фотометрии с использованием фотометра «BMW Technologies», производства США.

Для определения осмотической концентрации мочи и плазмы крови использовали метод криоскопии. Измерения выполняли на миллиосмометре «OSMOMAT», производство Германия в диапазоне от 300 до 2000 мосм/л.

Парциальные функции почек (табл.1) рассчитывали по общепринятым формулам [7, с. 293].

Для светооптического исследования образцы поджелудочной железы и почек фиксировали в 10 % растворе нейтрального формалина, обезвоживали в серии спиртов возрастающей концентрации и заключали в парафин. Срезы толщиной 5-6 микрон, окрашивали гематоксилином Майера, эозином, альциановым синим и заключали в канадский бальзам.

Таблица 1

Расчет парциальных функций почек

Показатель Обозначения Формула расчета Единица измерения Диурез V D*100 / t* М мл/ 100 г*час Скорость клубочковой фильтрации GFR UCR*V/PCR мл/ 100 г*час Относительная реабсорбция жидкости RH2O,% GFR – V/GFR*100% % Экскреция натрия UNA*V UNA*V мкмоль/100 г *час Экскреция калия UK*V UK*V мкмоль/ 100 г*час Эксретируемая фракция натрия EFNA (UNA*V/GFR*PNA) 100% % Эксретируемая фракция калия EFK (UK*V/GFR*PK) 100% % Осмотический концентрационный индекс UOSM/P UOSM/POSM - Очищение осмотически активных веществ COSM UOSM*V/POSM - где: D-количество мочи (мл), t – время, в течение которого собирали порцию мочи (час),

М- масса тела (г),

U cr и P cr – концентрация креатинина в моче и плазме (мг%);

U NA иP NA – концентрация натрия в моче и плазме (ммоль/л);

U K и P k – концентрация калия в моче и плазме (ммоль/л);

U osm и P osm – концентрация осмотически активных веществ в моче и плазме (мосмоль/л).

4(8) 2012

ISSN 2226-3365

Статистический анализ результатов исследования проводили на основе определения среднеарифметических (М) и их ошибок (±m). Различие показателей оценивали методами вариационной статистики по t-критерию Стьюдента и критерию ANOVA (для непараметрических данных) и считали достоверными при p≤0,05. Расчеты производили по общепринятым формулам с использованием стандартных программ пакета Microsoft Office (Statistica-6.0).

Все животные находились в стандартных условиях вивария при свободном доступе к воде или соответствующему раствору и пище.

Результаты. На первом этапе исследования был проведен анализ концентрации глюкозы в плазме крови крыс в динамике развития экспериментального сахарного диабета (табл.2).

Таблица 2

Концентрация глюкозы в плазме крови крыс (M±m), ммоль/л

Время эксперимента, сутки	Контроль (интактные)			СД
	вода	ЭВР-А	ЭВР-К	вода	ЭВР-А	ЭВР-К
1	6,7±0,39	6,5±0,35	6,6±0,18	14,7±3,4*	7,06±1,15 ▲ Δ	23,06±4,03*
3				18,1±4,0*	9,3±1,4 ▲ Δ	23,18±5,01*
6				16,1±5,3	11,2±3,2	12,05±2,8

Примечание (здесь и далее):

* - достоверные отличия от аналогичных показателей контроля (р ≤0,05 ) ;

Δ – достоверные отличия между экспериментальными группами (католит, анолит) (р ≤0,05);

▲ - достоверные отличия по сравнению с группой «вода» (р ≤0,05 )

Из данных таблицы 2 видно, что у здоровых животных католит и анолит не вызывали изменения уровня глюкозы в крови на протяжении всего периода наблюдения. У животных экспериментальной группы уже на первые сутки после инъекции аллоксана уровень глюкозы был достоверно выше аналогичных показателей контроля, что свидетельствовало о развитии сахарного диабета. Только в группе «ЭВР-А» этот показатель был достоверно ниже показателей остальных групп и достоверно не отличался от контроля. Подобная ситуация сохранилась на 3 сутки эксперимента. На 6 сутки наблюдения уровень глюкозы у всех экспериментальных животных достоверно не различался между группами и был в 2 раза выше интактных животных.

Таким образом, можно заключить, что у здоровых животных электрохимически активные водные растворы не вызывали изменений уровня глюкозы в крови, тогда как на фоне сахарного диабета ЭВР-А оказывал выраженный гипогликемический эффект, вызывая задержку развития сахарного диабета, тогда как ЭВР-К не проявлял протективного сахаропонижающего эффекта.

При анализе ионно-осмотических показателей плазмы крови и мочи крыс было выявлено, что у интактных животных различные водные растворы не вызывали существенных изменений концентрации ионов и показателей функций почек, кроме

Все права защищены

4(8) 2012

ISSN 2226-3365

снижения мочевины в плазме крови после приема ЭВР-А. На фоне сахарного диабета концентрация натрия и калия не изменялись, а содержание мочевины имело тенденцию к повышению, и уровень креатинина был достоверно выше аналогичных показателей здоровых животных. Полученные изменения могут свидетельствовать о нарушении функционального состояния почек и развитии почечной недостаточности в условиях СД. При этом существенных отличий среди животных, принимавших разные электрохимически активированные водные растворы, не обнаружено, за исключением некоторого увеличения концентрации креатинина и гипокалиемии после приема ЭВР-К (табл. 3).

Таблица 3

Ионно-осмотические показатели плазмы крови крыс (M±m)

Концентрация, ммоль/л	контроль			СД
	вода	ЭВР-А	ЭВР-К	вода	ЭВР-А	ЭВР-К
натрия	139,4±13,5	138,3±12,1	129,7±13,0	148,0±23,7	124,0±8,6	131,0±34,1
калия	4,1±0,2	3,9±0,2	4,0±0,3	3,8±0,2	3,6±0,3	3,0±0,3*▲
креатинина	1,14±0,04	1,1±0,05	1,09±0,02	1,4±0,03*	1,4±0,04*	1,5±0,01*▲ Δ
мочевины	54,0±4,9	33,8±5,6▲ Δ	49,8±4,8	60,0±7,7	64,8±7,2*	63,6±8,7

Примечание: см. таблицу 2

Изучение гидро- и ионоуретической функций почек позволило выявить увеличение уровня диуреза на фоне сахарного диабета в группах животных, принимавших как анолит, так и католит (табл. 3). Скорость клубочковой фильтрации и уровень канальцевой реабсорбции не отличались между группами СД и контроля. Параллельно возрастала экскретируемая фракция калия, что, вероятнее всего, отражало увеличение секреции катиона. Указанные факты свидетельствуют в пользу усиления экскреции осмотически активных веществ (например, глюкозы) под влиянием ЭВР в условиях СД, в результате чего повышалась скорость мочеотделения и очищение калия.

Поскольку функциональные изменения органа обусловлены изменением его морфологической структуры, на следующем этапе нашего исследования был проведен анализ морфологической структуры поджелудочной железы и почек животных.

Таблица 4

Гидро- и ионоуретическая функции почек крыс (M±m)

Показатель	контроль			СД
	вода	ЭВР-А	ЭВР-К	вода	ЭВР-А	ЭВР-К
V, мл/100г*час	0,05±0,02	0,03±0,01	0,04±0,01	0,06±0,01	0,11±0,02*▲	0,11±0,03*
СКФ, мл/100г*час	13,7±3,4	20,6±2,12	12,2±2,5 Δ	10,4±2,0	15,2±3,7	12,2±4,9

Все права защищены

4(8) 2012

ISSN 2226-3365

R H 2 O, %	99,6±0,1	99,7±0,03	99,6±0,09	99,6±0,04	99,7±0,1	99,0±0,6
U Na *V, мкмоль/100г*ч ас	4,0±1,5	13,7±0,6▲ Δ	7,0±2,8	4,3±1,6	6,8±2,4*	16,5±5,5 Δ
U K *V, мкмоль/100г*ч ас	15,6±6,4	12,0±1,5	8,9±3,1	17,1±8,6	16,6±1,07	17,1±6,7
EF Na , %	0,2±0,1	0,4±0,05	0,4±0,2	0,3±0,09	0,3±0,10	2,11±0,97
EF K , %	22,8±10,2	15,03±3,3	13,06±2,8	54,2±6,2	40,6±2,2*	58,5±11,8*

Примечание: см. таблицу 2

Анализ структурной организации поджелудочной железы крыс контрольной группы показал, что структура органа соответствует норме: клетки расположены довольно равномерно с хорошо контурируемыми ядрами.

Было установлено, что во всех экспериментальных группах по сравнению с контролем наблюдались некротические изменения, вызванные интоксикацией аллоксаном. При анализе структурной организации поджелудочной железы крыс после приема ЭВР-А обнаружена только кольцевидная трансформация ацинуса, гипертрофия островков Лангерганса, субнекроз. Иная картина наблюдалась в структурной организации поджелудочной железы крыс, употреблявших ЭВР-К при аллоксановой модели сахарного диабета. Наряду с кольцевидной трансформацией ацинуса, гипертрофией островков Лангерганса, субнекрозом, которые наблюдались в группе СД+ЭВР-А, отмечена также гипертрофия и гиперплазия островков Лангерганса, междольковый отек, очаговые некрозы ткани, псевдокистоз, а также соединительнотканное замещение ацинусов, элементы жировой атрофии, тяжелый протеолиз в сочетании с липолизом (рис.2). Таким образом, прием ЭВР-А на фоне СД способствовал минимальным структурным изменениям поджелудочной железы по сравнению с водой и ЭВР-К.

Рис. 2.

Морфологическая структура поджелудочной железы.

Все права защищены

4(8) 2012

ISSN 2226-3365

Почки практически всех животных контрольной группы имеют нормальную структурную организацию. Отчетливо обозначены корковое и мозговое вещество почечной паренхимы. Клубочки коры представлены капиллярными петлями, заключенными в эпителиальные капсулы со слегка различимыми просветами. Анализ структурной организации почек крыс с аллоксановой моделью сахарного диабета после приема ЭВР-А показал кистозную множественную трансформацию, гидрофическую дистрофию канальцев, выраженную полифибропластическую реакцию на уровне капилляров, канальцевые некрозы, начинающиеся фибропластические реакции.

В почках крыс после приема ЭВР-К обнаружен слабо выраженный кистоз, гидрофическая дистрофия, акцентированная на проксимальных канальцах, ячеистая структура на фоне тотальных некрозов, очаговый некроз с плазматическим пропитыванием интерстиция (рис. 3).

Следовательно, на фоне аллоксанового диабета в почках животных всех экспериментальных групп по сравнению со здоровыми животными обнаружены тяжелые последствия аллоксановой интоксикации. Регенерирующее действие ЭВР на почки в ходе эксперимента не установлено (рис.3).

Рис. 3.

Морфологическая структура почки.

Таким образом, прием электрохимически активных водных растворов не вызывает изменений функций почек и водно-солевого обмена у здоровых животных, тогда как при сахарном диабете увеличение диуреза и экскретируемой фракции калия после приема ЭВР требует дальнейшего изучения. В то же время анолит на фоне изучаемой патологии способствует задержке развития данного заболевания, что проявляется в более низких показателях уровня глюкозы в крови, тогда как католит не оказывает подобного протективного эффекта. Гистологический анализ показал положительное влияние анолита на структуру поджелудочной железы крыс с аллоксановой моделью сахарного диабета. Полученные данные требуют исследования биохимических процессов, определяющих подобный гипогликемический и протективный эффекты анолита.

Все права защищены

4(8) 2012

ISSN 2226-3365