Влияние Xanthomonas campestris pv. campestris на рост этиолированных и фотосинтезирующих проростков Brassica oleracea

Автор: Ушаков Александр Анатольевич, Козарь Елена Георгиевна, Енгалычева Ирина Александровна

Статья в выпуске: 6 (50), 2019 года.

Бесплатный доступ

Актуальность. В последние годы большой интерес у физиологов вызывает изучение особенностей роста и развития проростков в условиях этиоляции. Этиолированные проростки, как модельный объект, интересен при изучении ответных реакций растительного организма на воздействие разнообразных биотических факторов среды. В связи с этим, всестороннее изучение особенностей влияния Xanthomonas campestris pv. campestris (Хсс) на ростовые процессы на ранних стадиях развития растений капусты белокочанной в зависимости от расового состава возбудителя весьма актуально. Материал и методика. Исследование проводили на базе лаборатории иммунитета и защиты растений ФГБНУ «Федерального научного центра овощеводства» (ФНЦО). Материалом исследований служили семена двух сортов капусты белокочанной с различной устойчивостью к сосудистому бактериозу и четыре расы Xanthomonas campestris pv campestris (Хсс1, Хсс3, Хсс4 и Хсс6). Стерильные семена каждого сорта раскладывали в чашки Петри. Заражение разными расами Хсс проводили путем внесения в каждую чашку Петри по 1 мл бактериальной суспензии двухсуточной культуры в концентрации 106 кл/мл...

Еще

Капуста белокочанная, сосудистый бактериоз, xanthomonas campestris pv. сampestris, этиолированные проростки, свет, xanthomonas campestris pv. сэmpestris

Короткий адрес: https://sciup.org/140245802

IDR: 140245802 | DOI: 10.18619/2072-9146-2019-6-133-140

Список литературы Влияние Xanthomonas campestris pv. campestris на рост этиолированных и фотосинтезирующих проростков Brassica oleracea

Федулов Ю.П., Котляров В.В., Доценко К.А. Устойчивость растений к неблагоприятным факторам среды. Издательство Краснодар: Куб ГАУ. 2015.
Кефели В.И. Действие света на рост и морфогенез высших растений. Фоторегуляция метаболизма и морфогенеза растений. Издательство М.: Наука.1975:209-227.
Шатило В.И., Бочарникова Н.И., Музыкантов В.П., Балашова H.H. Патосистема: "хлорофилльные мутанты томата-ВТМ" как модель для изучения механизмов толерантности к вирусам. С.-х. биология. 1997;3:116-124.
Pennazio S., Roggero P. Endogenous changes in cytokinin activity in systemically virus-infected plants. Microbiologica. 1998; 21:419-426.
Jameson P.E., Cytokinins and auxins in plant-pathogen interactions. An overview. Plant Growth Regulation. 2002;32:369-380.
Berger S., Papadopoulos M., Schreiber U., Kaiser W. & Roitsch T. Complex regulation of gene expression, photosynthesis and sugar levels by pathogen infection in tomato.Physiologia Plantarum. 2004; 122:419-428.
Guo, A., Reimers, P.J., and Leach, J.E. Effect of light on incompatible interactions between Xanthomonas oryzae pv. oryzae and rice. Physiol. Mol. Plant Pathol. 1993;42:413-425.
Карначук P.A., Головацкая И.Ф. Гормональный статус, рост и фотосинтез растений, выращенных на свету разного спектрального состава. Физиол. раст.1998;45(6):925-934.
Jenkins G.I., Christie J.M., Fuglevand G., Long J.C., Jackson J.A. Plant responses to UV and blue light: biochemical and genetic approaches. Plant Science.1995;112:117-138.
Ahmad M. Seeing the world in red and blue: insight into plant vision and photoreceptors. Current Opinion in Plant Biology. 1999; 2(3):230-235.
Evans M.L., The action of auxin on plant cell elongation. Crit. Rev. Plant Sci.1985; 2:213-265.
Su W.P., Howwell S.H. The effects of cytokinin and light on hypocotyl elongation in arabidopsis seedlings are independent and additive. Plant Physiol. 1995; 108:1423-1430.
Кузнецова Е.Н. Роль света в устойчивости растений томата к вирусу табачной мозаики.Дис.канд.биол.наук.Томск;2004.Доступно по: https://search.rsl.ru/ru/record/01002660607.
Рябушкина Н.А. Биотесты для скрининга аллелопатического потенциала диких и культурных видов растений. Биотехнология. Теория и практика. 2005; 5:5- 15.
Yu L., Zhang C., Shang H., Wang X., Wei M., Yang F., Shi Q. Exogenous hydrogen sulfide enhanced antioxidant capacity, amylase activities and salt tolerance of cucumber hypocotyls and radicles. J. Integr. Agricult. 2013;12:445-456.
Chen J., Shang Y.T., Wang W.H. Chen X.Y., He E.M., Zheng H.L., Shangguan Z. Hydrogen sulfide-mediated polyamines and sugar changes are involved in hydrogen sulfide-induced drought tolerance in Spinacia oleracea seedlings. Front. Plant Sci. 2016;7:1173.
DOI: 10.3389/fpls.2016.01173
Janicka M., Reda M., Czyzewska K., Kabafa K. Involvement of signalling molecules NO, H2O2 and H2S in modification of plasma membrane proton pump in cucumber roots subjected to salt or low temperature stress. Funct. Plant Biol. 2018;45:428-439.
Шевлягина О.Ф., Коробков В.В. Особенности роста этиолированных проростков в аспекте реализации донорно-акцепторных отношений. Известия Саратовского университета.2019;19(2):170-176.
DOI: 10.18500/1816-9775-201919-2-170-176
Кефели В.И. Фотоморфогенез, фотосинтез и рост как основа продуктивности растений. Издательство Пущино;1991.
Демина О.С. Роль корневых выделений в аллелопатической активности подсолнечника (Helianthusannus), ржи (Secale cereale) и люпина (Lupinus spp.). Дис. канд.биол.наук. М; 2017. Доступно:https://search.rsl.ru/ru/record/0100870727з.
Удовенко Г. В. Диагностика устойчивости растений к стрессовым воздействиям. Л.: ВИР. 1988:10-25.
Игнатов А.Н. Распространение возбудителей опасных бактериозов растений в Российской Федерации. Защита картофеля. 2014;2:53-57.
Джалилов Ф.С., Во Тхи Нгок Ха. Защита капусты от болезней в период вегетации. Картофель и овощи.2014;1:20-23.
Лазарев А.М. Ареал и зона вредоносности сосудистого бактериоза капусты. Вестник защиты растений. 2017; 1(91):52-55.
Доспехов Б.А. Методика опытного дела. М: Колос; 1985.
Сорокин О.Д. Прикладная статистика на компьютере. Краснообск. ГУП РПО СО РАСХН. 2009.
Либберт Э. Физиология растений. М. 1976.
Кефели В.И. Рост растений и фотоморфогенез. Физиол. расте-ний.1987;34(4):685-697.
Sharma, A., Sharma, B., Hayes, S. et al. UVR8 disrupts stabilisation of PIF5 by COP1 to inhibit plant stem elongation in sunlight. Nat Commun.2019.10.р.4417
DOI: 10.1038/s41467-019-12369
Джалилов Ф.С. Диагностика зараженности семян капусты сосудистым бактериозом. М.1995.
Игнатов А.Н. Генетическое разнообразие фитопатогенных бактерий Xanthomonas campestris и устойчивость к ним растений семейства Brassicaceae. Дис.доктор биол.наук. 2006:80-87. Доступно: http://diss.rsl.ru/diss/07/0286/070286014.pdf.
Якушин Н.И. Физиология растений. М.1980.
Чесноков Ю.В. Устойчивость растений к патогенам. С.-х. биология. 2007;1:16- 35.
Ebel J., Cosio E.G. Elicitors of plant defence responses. Int. Rev. Cytol.1994;148:1- 36.
Murphy A.M., Holcombe L.J., Carr J.P. Characteristics of salicylic acid-induced delay in disease caused by a necrotrophic fungal pathogen in tobacco. Physiol. and Molec. Plant Pathol. 2000;57.2:47-54.
Jameson PE. Cytokinins and auxins in plant-pathogen interactions -An overview. Plant Growth Reg2000; 32:369-380.
William F. Fett, Stanley F. Osman, and Michael F. Dunn. "Auxin production by plant-pathogenic pseudomonads and xanthomonads". Appl. Environ. Microbiol. 1987; 53(8):1839-1845.
Costacurta A., Mazzafera P., Rosato Y.B. Indole-3-acetic acid biosynthesis by Xanthomonas axonopodis pv. citri is increased in the presence of plant leaf extracts. Cold Spring Harb Perspect Biol.2006; 5:223. https://doi.org/10.111Vj.1574- 6968.1998.tb12863.x
Chen ZY, Agnew JL, Cohen JD, He P, Shan LB, Sheen J, Kunkel BN. Pseudomonas syringae type III effector AvrRpt2 alters Arabidopsis thaliana auxin physiology. Proc Natl Acad Sci 104: 2007: 20131-20136.
Chalupowicz L,Barash I, Panijel M, Sessa G, Manulis-Sasson S 2009. Regulatory interactions between quorum-sensing, auxin, cytokinin, and the Hrp regulon in relation to gall formation and epiphytic fitness of Pantoea agglomerans pv gypsophilae. 2009;22:849-856.
Spaepen S., Vanderleyden J. Auxin and Plant-Microbe Interactions. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2011; 3(4): a001438. 10.1101/cshperspect.a001438. PMID: 21084388.
DOI: 10.1101/cshperspect.a001438.PMID
McClerklin S.A., Lee S.G., Harper C.P., Nwumeh R., Jez J.M., et al. Indole-3-acetaldehyde dehydrogenase-dependent auxin synthesis contributes to virulence of Pseudomonas syringae strain.DC3000.PLOSPathogens.2018;14(1):1006811. https:doi.org.10.1371.journal.ppat.1006811.
Baebler Щ., Witek K., Petek M. et al. Salicylic acid is an indispensable component of the Ny-1 resistance-gene-mediated response against Potato virus Y infection in potato. J. Exp. Bot. 2014; 65:1095-1109.
Ghosh Dasgupta M., George B.S., Bhatia A., Sidhu O.P. Characterization of Withania somnifera leaf transcriptome and expression analysis of pathogenesis-related genes during salicylic acid signaling. PLoS One. 2014; 9:94803.
Cernadas, Raul Andrés, and Celso Eduardo Benedetti. "Role of auxin and gibberellin in citrus canker development and in the transcriptional control of cell-wall remodeling genes modulated by Xanthomonas axonopodis pv. Citri. Plant science 2009;177(3):190-195.
Grant M.R., Kazan K., Manners J.M. Exploiting pathogens' tricks of the trade for engineering of plant disease resistance: challenges and opportunities. Microb. Biotechnol. 2013; 6:212-222.
Смирнова О.Г., Кочетов А.В. Промоторы генов растений, участвующих в защите от патогенов. Вавиловский журнал генетики и селекции. 2014;18(4/1):765-769.
Fujita, M., Fujita, Y., Noutoshi, Y., Takahashi, F., Narusaka, Y., YamaguchiShinozaki, K., Shinozaki, K. Crosstalk between abiotic and biotic stress responses: a current view from the points of convergence in the stress signaling networks. Curr. Opin. Plant Biol. 2006; 9: 436-442.
Passardi F., Penel C., Dunand C. Performing paradoxical: how plant peroxidases modify the cell wall.Trends in Plant Science. 2004; 9:534-540.
Graskova I.A., Antipina I.V., Potapenko O.Y., Voinikov V.K. Pathogen impact on the activity dynamics of potato suspension cells extra-cellular peroxidase.J. Stress Physiol. & Biochem. 2005;1:15-20.

Еще

Статья научная