Возбудители колибактериоза сельскохозяйственной птицы - носители генов, ассоциированных с вирулентностью экстраинтестинальных и кишечных Escherichia coli
Автор: Поспелова Ю.С., Erjavec Stari M., Кузнецова М.В.
Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology
Рубрика: Ветеринарная микробиология, патология, терапия
Статья в выпуске: 2 т.57, 2022 года.
Бесплатный доступ
С расширением объемов производства в птицеводстве и интенсификацией отрасли возрастает угроза распространения колибактериоза среди сельскохозяйственной птицы, поэтому существует острая необходимость в мониторинге птичьих патогенных Escherichia coli (avian pathogenic Escherichia coli , APEC), изучении генетического разнообразия последних и выявлении штаммов, представляющих опасность для здоровья человека. Определение генов, ассоциированных с вирулентностью, и степени специфической адгезии может быть полезным в комплексной оценке эпидемической и эпизоотической значимости штаммов E. coli , выделенных от сельскохозяйственных животных. В настоящей работе по результатам комплексного молекулярного скрининга штаммов E. coli , выделенных от птиц во время вспышек колибактериоза, на наличие у них генов различных патотипов эшерихий впервые показано, что штаммы характеризовались высоким потенциалом патогенности и могли быть носителями генов сразу нескольких патотипов, при этом детерминанты кишечных патогенных E. coli (IPEC) встречались чаще других. Позитивный адгезивный профиль по ряду генов положительно коррелировал с уровнем адгезии штаммов к эритроцитам кур ( Gallus gallus L.) и человека. Цель работы - дать генотипическую характеристику штаммов E. coli , выделенных от сельскохозяйственной птицы с колибактериозом, а также оценить взаимосвязь между адгезивным генотипом и специфической адгезией к эритроцитам. В работе использовали 28 штаммов E. coli с уникальным генотипом согласно ERIC-ПЦР, выделенных в 2016-2018 годах из разных органов (исключая кишечник) цыплят-бройлеров ( Gallus gallus L.) кросса Ross 308 с генерализованным колибактериозом. С помощью полимеразной цепной реакции (ПЦР) по конечной точке детектировали гены вирулентности ( n = 28), характерные для четырех условных групп: гены, обеспечивающие патогенность бактерий вида E. coli , встречающиеся у различных патотипов, гены патогенных для птиц E. coli (APEC), кишечных патогенных E. coli (IPEC: EPEC/ETEC/EHEC/EaggEC) и уропатогенных E. coli (UPEC). Протоколы для всех типов ПЦР применяли в их авторских вариантах. Амплификацию проводили на термоциклере DNA Engine Dyad Thermal Cycler («Bio-Rad», США). Визуализацию полос и документирование данных осуществляли с использованием системы гель-документации Gel-Doc XR («Bio-Rad», США). При определении адгезии бактерий к эритроцитам клеточным субстратом служили формалинизированные эритроциты человека 0(I) группы Rh(+) и птичьи эритроциты. Адгезивные свойства клеток оценивали с помощью индекса адгезивности микроорганизма (среднее число бактерий, прикрепившихся к одному эритроциту, участвующему в адгезии). Показано, что культуры были носителями множественных генов вирулентности, характерных для различных патотипов E. coli (APEC, UPEC, IPEC). По генетическому профилю изученные штаммы эшерихий имели большее сходство со штаммами, вызывающими острые кишечные инфекции у человека, чем с уропатогенными E. coli . Наличие специфических маркерных генов позволило идентифицировать большинство штаммов как APEC, которые могут содержать детерминанты патогенности, в частности токсины, характерные для патотипа IPEC (за исключением генов шигаподобных токсинов и энтерогемолизинов). На основании кластерного анализа генетических профилей культуры были отнесены к трем условным группам: патогенные для птиц и человека (наличие одновременно 2-6 генов, связанных с АРЕС, и 2-6 генов, связанных с ExPEC или IPEC; 24 штамма), патогенные для птиц и не патогенные для человека (наличие 2-6 генов, связанных с APEC, и 0-1 гена, связанного с ExPEC или IPEC; 2 штамма) и непатогенные (0-1 ген из любой группы, APEC, ExPEC, IPEC, 2 штамма). Выявлено, что 75 % штаммов, выделенных как патогенные для птиц и человека, характеризовались высокими частотами встречаемости генов вирулентности, острова патогенности SHI-2, а также генов бета-лактамаз расширенного спектра и участков интегронов 1-го класса. Специфическая адгезия штаммов E. coli была более выражена в отношении куриных эритроцитов, чем человеческих. При этом, независимо от типа эритроцитов, высокая адгезивная активность бактерий коррелировала с большей выживаемостью в сыворотке крови хозяина (iss+ генотип) и способностью лизировать эритроциты (hlyF+ генотип). Полученные данные о молекулярных и адгезивных свойствах возбудителей колибактериоза птиц позволяют оценить их зоонозный потенциал и эпизоотическую значимость, а также могут служить основой для усовершенствования системы мониторинга колибактериоза в птицеводческих хозяйствах.
Патогенные для птиц escherichia coli, гены вирулентности, специфическая адгезия, зоонозный потенциал
Короткий адрес: https://sciup.org/142235677
IDR: 142235677 | DOI: 10.15389/agrobiology.2022.2.356rus
Список литературы Возбудители колибактериоза сельскохозяйственной птицы - носители генов, ассоциированных с вирулентностью экстраинтестинальных и кишечных Escherichia coli
- Dho-Moulin M., Fairbrother J.M. Avian pathogenic Escherichia coli (APEC). Veterinary Research, 1999, 30(2-3): 299-316.
- Kunert Filho H.C., Brito K.C.T., Cavalli L.S., Brito B.G. Avian Pathogenic Escherichia coli (APEC) — an update on the control. In: The battle against microbial pathogens: basic science, technological advances and educational programs /A. Méndez-Vilas (eds.), Formatex Research Center, Spain, 2015.
- Nolan L.K., Barnes H.J., Vaillancourt J.P., Tahseen A., Logue C.M. Colibacillosis. In: Disease of Poultry, 13th Edition / D.E. Swayne (eds.), John Wiley & Sons, Inc., USA, 2013.
- Solà-Ginés M., Cameron-Veas K., Badiola I., Dolz R., Majó N., Dahbi G., Viso S., Mora A., Blanco J., Piedra-Carrasco N., González-López J.J., Migura-Garcia L. Diversity of multi-drug resistant avian pathogenic Escherichia coli (APEC) causing outbreaks of colibacillosis in broilers during 2012 in Spain, PLoS ONE, 2015, 10(11): e0143191 (doi: 10.1371/journal.pone.0143191).
- Johnson T.J., Wannemuehler Y., Doetkott C., Johnson S.J., Rosenberger S.C., Nolan L.K. Identification of minimal predictors of avian pathogenic Escherichia coli virulence for use as a rapid diagnostic tool Journal of Clinical Microbiology, 2008, 46(12): 3987-3996 (doi: 10.1128/JCM.00816-08).
- Джаилиди Г.А., Пономаренко Ю.Ю., Лозаберидзе А.Е. Анализ эпизоотического состояния птицеводства в Российской Федерации. Ветеринария Кубани, 2014, 2: 25-27.
- Dziva F., Stevens M.P. Colibacillosis in poultry: unravelling the molecular basis of virulence of avian pathogenic Escherichia coli in their natural hosts. Avian Pathology, 2008, 37(4): 355-366 (doi: 10.1080/03079450802216652).
- Maturana V.G., de Pace F., Carlos C., Pires M.M., de Campos T.A., Nakazato G., Stheling E.G., Logue C.M., Nolan L.K., da Silveira W.D. Subpathotypes of avian pathogenic Escherichia coli (APEC) exist as defined by their syndromes and virulence traits. The Open Microbiology Journal, 2011, 5: 55-64 (doi: 10.2174/1874285801105010055).
- Mageiros L., Méric G., Bayliss S.C., Pensar J., Pascoe B., Mourkas E., Calland J.K., Yahara K., Murray S., Wilkinson T.S., Williams L.K., Hitchings M.D., Porter J., Kemmett K., Feil E.J., Jolley K.A., Williams N.J., Corander J., Sheppard S.K. Genome evolution and the emergence of pathogenicity in avian Escherichia coli. Nature Communication, 2021, 12(1): 765 (doi: 10.1038/s41467-021-20988-w).
- Johnson T.J., Siek K.E., Johnson S.J., Nolan L.K. DNA Sequence of a ColV plasmid and prevalence of selected plasmid-encoded virulence genes among avian Escherichia coli strains. Journal of Bacteriology, 2006, 188: 745-758 (doi: 10.1128/JB.188.2.745-758.2006).
- Manges A.R. Escherichia coli and urinary tract infections: the role of poultry-meat. Clinical Microbiology and Infection, 2016, 22(2): 122-129 (doi: 10.1016/j.cmi.2015.11.010).
- Vincent C., Boerlin V.P., Daignault D., Dozois C.M., Dutil L., Galanakis C., Reid-Smith R.J., Tellier P.P., Tellis P.A., Ziebell K., Manges A.R. Food reservoir for Escherichia coli causing urinary tract infections. Emerging Infectious Diseases, 2010, 16(1): 88-95 (doi: 10.3201/eid1601.091118).
- Bergeron C., Prussing C., Boerlin P., Daignault D., Dutil L., Reid-Smith R.J., Zhanel G.G., Manges A.R. Chicken as reservoir for extraintestinal pathogenic Escherichia coli in humans, Canada. Emerging Infectious Diseases, 2012, 18(3): 415-421 (doi: 10.3201/eid1803.111099).
- Johnson T.J., Jordan D., Kariyawasam S., Stell A.L., Bell N.P., Wannemuehler Y.M., Alarcón C.F., Li G., Tivendale K.A., Logue K.M., Nolan L.K. Sequence analysis and characterization of a transferable hybrid plasmid encoding multidrug resistance and enabling zoonotic potential for extraintestinal Escherichia coli. Infection and Immunity, 2010, 78(5): 1931-1942 (doi: 10.1128/IAI.01174-09).
- Rodriguez-Siek K.E., Giddings C.W., Doetkott C., Johnson T.J., Fakhr M.K., Nolan L.K. Comparison of Escherichia coli isolates implicated in human urinary tract infection and avian colibacillosis. Microbiology, 2005, 151(6): 2097-2110 (doi: 10.1099/mic.0.27499-0).
- Johnson T.J., Kariyawasam S., Wannemuehler Y., Mangiamele P., Johnson S.J., Doetkott C., Skyberg J.A., Lynne A.M., Johnson J.R., Nolan L.K.The genome sequence of avian pathogenic Escherichia coli strain O1:K1:H7 shares strong similarities with human extraintestinal pathogenic E. coli genomes. Journal of Bacteriology, 2007, 189(8): 3228-3236 (doi: 10.1128/JB.01726-06).
- Johnson T.J., Wannemuehler Y., Johnson S.J., Stell A.L., Doetkott C., Johnson J.R., Kim K.S., Spanjaard L., Nolan L.K. Comparison of extraintestinal pathogenic Escherichia coli strains from human and avian sources reveals a mixed subset representing potential zoonotic pathogens. Applied and Environmental Microbiology, 2008, 74(22): 7043-7050 (doi: 10.1128/AEM.01395-08).
- Santos A.C.M., Santos F.F., Silva R.M., Gomes T.A.T Diversity of hybrid- and hetero-pathogenic Escherichia coli and their potential implication in more severe diseases. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology, 2020, 10: 339 (doi: 10.3389/fcimb.2020.00339).
- Онищенко Г.Г., Дятлов И.А., Светоч Э.А., Воложанцев Н.В., Баннов В.А., Карцев Н.Н., Борзенков В.Н., Фурсова Н.К., Шемякин И.Г., Богун А.Г., Кисличкина А.А., Попова А.В., Мякинина В.П., Теймуразов М.Г., Полосенко О.В., Кафтырева Л.А., Макарова М.А., Матвеева З.Н., Гречанинова Т.А., Григорьева Н.С., Кича Е.В., Забалуева Г.В., Кутасова Т.Б., Коржаев Ю.Н., Башкетова Н.С., Бушманова О.Н., Сталевская А.В., Чхинджерия И.Г., Жебрун А.Б. Молекулярно-генетическая характеристика шига-токсинпродуцирующих Escherichia coli, выделенных при вспышке пищевой инфекции в Санкт-Петербурге в 2013 году. Вестник РАМН, 2015, 70(1): 70-81.
- Bélanger L., Garenaux A., Harel J., Boulianne M., Nadeau E., Dozois C.M. Escherichia coli from animal reservoirs as a potential source of human extraintestinal pathogenic E. coli. FEMS Immunology and Medical Microbiology, 2011, 62(1): 1-10 (doi: 10.1111/j.1574-695X.2011.00797.x).
- Antao E.M., Ewers C., Gurlebeck D., Preisinger R., Homeier T., Li G., Wieler L.H. Signature-tagged mutagenesis in a chicken infection model leads to the identification of a novel avian pathogenic Escherichia coli fimbrial adhesion. PLoS One, 2009, 4(11): e7796 (doi: 10.1371/journal.pone.0007796).
- Li G., Laturnus C., Ewers C., Wieler L.H. Identification of genes required for avian Escherichia coli septicemia by signature-tagged mutagenesis. Infection and Immunity, 2005, 73(5): 28182827 (doi: 10.1128/IAI.73.5.2818-2827.2005).
- Skyberg J.A., Johnson T.J., Johnson J.R., Clabots C., Logue C.M., Nolan L.K. Acquisition of avian pathogenic Escherichia coli plasmids by a commensal E. coli isolate enhances its abilities to kill chicken embryos, grow in human urine, and colonize the murine kidney. Infection and Immunity, 2006, 74(11): 6287-6292 (doi: 10.1128/IAI.00363-06).
- Kuznetsova M.V., Gizatullina J.S., Nesterova L.Yu., Starčič Erjavec M. Escherichia coli isolated from cases of colibacillosis in Russian poultry farms (Perm krai): sensitivity to antibiotics and bacteriocins. Microorganisms, 2020, 8(5): 741 (doi: 10.3390/microorganisms8050741).
- Guiral E., Bosch J., Vila J., Soto S.M. Prevalence of Escherichia coli among samples collected from the genital tract in pregnant and nonpregnant women: relationship with virulence. FEMS Microbiology Letters, 2011, 314(2): 170-173 (doi: 10.1111/j.1574-6968.2010.02160.x).
- Subedi M., Luitel H., Devkota B., Bhattarai R.K., Phuyal S., Panthi P., Shrestha A., Chaudhary D.K. Antibiotic resistance pattern and virulence genes content in avian pathogenic Escherichia coli (APEC) from broiler chickens in Chitwan, Nepal. BMC Veterinary Research, 2018, 14: 113 (doi: 10.1186/s12917-018-1442-z).
- Johnson J.R., Stell A.L. Extended virulence genotypes of Escherichia coli strains from patients with urosepsis in relation to phylogeny and host compromise. Journal of Infectious Disease, 2000, 181(1): 261-272 (doi: 10.1086/315217).
- Maslennikova I.L., Kuznetsova M.V., Toplak N., Nekrasova I.V., Žgur Bertok D., Starčič Erjavec M. Estimation of the bacteriocin ColE7 conjugation-based “kill”—“anti-kill” antimicrobial system by real-time PCR, fluorescence staining and bioluminescence assays. Letters in Applied Microbiology, 67(1): 47-53 (doi: 10.1111/lam.12884).
- Moulin-Schouleur M., Répérant M., Laurent S., Brée A., Mignon-Grasteau S., Germon P., Rasschaert D., Schouler C. Extraintestinal pathogenic Escherichia coli strains of avian and human origin: link between phylogenetic relationships and common virulence patterns. Journal of Clinical Microbiology, 2007, 45(10): 3366-3376 (doi: 10.1128/JCM.00037-07).
- Yamamoto S., Terai A., Yuri K., Kurazono H., Takeda Y., Yoshida O. Detection of urovirulence factors in Escherichia coli by multiplex polymerase chain reaction. FEMS Immunology and Medical Microbiology, 1995, 12(2): 85-90 (doi: 10.1111/j.1574-695X.1995.tb00179.x).
- Chapman T.A., Wu X.-Y., Barchia I., Bettelheim K.A., Driesen S., Trott D., Wilson M., Chin J.C.C Comparison of virulence gene profiles of Escherichia coli strains isolated from healthy and diarrheic swine. Applied and Environmental Microbiology, 2006, 72(7): 4782-4795 (doi: 10.1128/AEM.02885-05).
- Orden J.A., Horcajo P., de la Fuente R., Ruiz-Santa-Quiteria J.A., Domínguez-Bernal G., Carrión J. Subtilase cytotoxin-coding genes in verotoxin-producing Escherichia coli strains from sheep and goats differ from those from cattle. Applied and Environmental Microbiology, 2011, 77(23): 8259-8264 (doi: 10.1128/AEM.05604-11).
- Kerényi M., Allison H.E., Bátai I., Sonnevend A., Emödy L., Plaveczky N., Páll T. Occurrence of hlyA and sheA genes in extraintestinal Escherichia coli strains. Journal of Clinical Microbiology, 1998, 43(6): 2965-2968 (doi: 10.1128/JCM.43.6.2965-2968.2005).
- O’Hara R.W., Jenks P.J., Emery M., Upton M. Rapid detection of extra-intestinal pathogenic Escherichia coli multi-locus sequence type 127 using a specific PCR assay. Journal of Medical Microbiology, 2019, 68(2): 188-196 (doi: 10.1099/jmm.0.000902).
- Nakano M., Yamamoto S., Terai A., Ogawa O., Makino S., Hayashi H., Nair G.B., Kurazono H. Structural and sequence diversity of the pathogenicity island of uropathogenic Escherichia coli which encodes the USP protein. FEMS Microbiology Letters, 2001, 205(1): 71-76 (doi: 10.1111/j.1574-6968.2001.tb10927.x).
- Брилис В.И., Брилен Т.А., Ленцнер Х.П. Методика изучения адгезивного процесса микроорганизмов. Лабораторное дело, 1986: 210-212.
- Zhao L., Gao S., Huan H., Xu X., Zhu X., Yang W., Gao Q., Liu X. Comparison of virulence factors and expression of specific genes between uropathogenic Escherichia coli and avian pathogenic E. coli in a murine urinary tract infection model and a chicken challenge model. Microbiology, 2009, 155(5): 1634-1644 (doi: 10.1099/mic.0.024869-0).
- Tivendale K.A., Logue C.M., Kariyawasam S., Jordan D., Hussein A., Li G., Wannemuehler Y., Nolan L.K. Avian-pathogenic Escherichia coli strains are similar to neonatal meningitis E. coli strains and are able to cause meningitis in the rat model of human disease. Infection and Immunity, 2010, 78(8): 3412-3419 (doi: 10.1128/IAI.00347-10).
- Johnson J.R., Murray A.C., Gajewski A., Sullivan M., Snippes P., Kuskowski M.A., Smith K.E. Isolation and molecular characterization of nalidixic acid-resistant extraintestinal pathogenic Escherichia coli from retail chicken products. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, 2003, 47(7): 2161-2168 (doi: 10.1128/AAC.47.7.2161-2168.2003).
- Spurbeck R.R., Dinh Jr. P.C., Walk S.T., Stapleton A.E., Hooton T.M., Nolan L.K., Kim K.S., Johnson J.R., Mobley H.L.T. Isolates that carry vat, fyuA, chuA, and yfcV efficiently colonize the urinary. InfectionandImmunity, 2012, 80(12): 4115-4122 (doi: 10.1128/IAI.00752-12).
- Sarowska J., Futoma-Koloch B., Jama-Kmiecik A., Frej-Madrzak M., Ksiazczyk M., Bugla-Ploskonska G., Choroszy-Krol I.Virulence factors, prevalence and potential transmission of extraintestinal pathogenic Escherichia coli isolated from different sources: recent reports. Gut Pathogens, 2019, 11: 10 (doi: 10.1186/s13099-019-0290-0).
- Li T., Castañeda C.D., Arick M.A., Hsu C., Hsu C., Kiess A.S., Zhang L. Complete genome sequence of multidrug-resistant avian pathogenic Escherichia coli strain APEC-O2-MS1170. Journal of Global Antimicrobial Resistance, 2020, 23: 401-403 (doi: 10.1016/j.jgar.2020.11.009).
- Toval F., Schiller R., Meisen I., Putze J., Kouzel I.U., Zhang W., Karch H., Bielaszewska M., Mormann M., Müthing J., Dobrindt U. Characterization of urinary tract infection-associated shiga toxin-producing Escherichia coli. Infection and Immunity, 2014, 82(11): 4631-4642 (doi: 10.1128/IAI.01701-14).
- Dziva F., Hauser H., Connor T.R., van Diemen P.M., Prescott G., Langridge G.C., Eckert S., Chaudhuri R.R., Ewers C., Mellata M., Mukhopadhyay S., Curtiss R., Dougan G., Wieler L.H., Thomson N.R., Pickard D.J., Stevens M.P. Sequencing and functional annotation of avian pathogenic Escherichia coli serogroup O78 strains reveal the evolution of E. coli lineages pathogenic for poultry via distinct mechanisms. Infection and Immunity, 2013, 81(3): 838-849 (doi: 10.1128/IAI.00585-12).
- Булгакова Н.Ф. Идентификация с помощью метода ПЦР гена цитотоксина субтилазы среди штаммов шига-токсигенных Еscherichiacoli, выделенных от людей, крупного рогатого скота, свиней (Польша). Ветеринария. Реферативный журнал, 2007, 3: 759.
- Tsutsuki H., Ogura K., Moss J., Yahiro K. Host response to the subtilase cytotoxin produced by locus of enterocyte effacement-negative shiga-toxigenic Escherichia coli. Microbiology and Immunology, 2020, 64(10): 657-665 (doi: 10.1111/1348-0421.12841).
- Naderi G., Haghi F., Zeighami H., Hemati F., Masoumian N. Distribution of pathogenicity island (PAI) markers and phylogenetic groups in diarrheagenic and commensal Escherichia coli from young children. Gastroenterol Hepatol Bed Bench, 2016, 9(4): 316-324.
- Yoon S.H., Park Y., Kim J.F. PAIDB v2.0: exploration and analysis of pathogenicity and resistance islands. Nucleic Acids Research, 2015, 43(D1): D624-D630 (doi: 10.1093/nar/gku985).
- Johnson T.J., Nolan L.K. Pathogenomics of the virulence plasmids of Escherichia coli. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2009, 73(4): 750-774 (doi: 10.1128/MMBR.00015-09).
- Thomas W.E., Trintchina E., ForeroM., Vogel V., Sokurenko E.V. Bacterial adhesion to target cells enhanced by shear force.Cell, 2002, 109(7): 913-923 (doi: 10.1016/s0092-8674(02)00796-1).
- Le Bouguénec C., Servin A.L. Diffusely adherent Escherichia coli strains expressing Afa/Dr adhesins (Afa/Dr DAEC): hitherto unrecognized pathogens. FEMSMicrobiologyLetters, 2006, 256: 185-194 (doi: 10.1111/j.1574-6968.2006.00144.x).