Возможность повышения надежности кишечного шва во время операций на толстой кишке

Развитие несостоятельности швов при операциях на толстой кишке возможно в 5–30% случаев [1–6]. При этом последняя цифра обозначает количество больных, у которых данное осложнение возникает в случае неотложных операций. Вероятность несостоятельности повышается при ушивании дефектов или формировании анастомозов в условиях «компроментированной» кишечной стенки. А это характерно для распространенного перитонита и запущенной кишечной непроходимости [7–10]. Высок также риск возникновения осложнений при вмешательствах на правой половине ободочной и терминальном отделе тонкой кишки (например, правосторонняя гемиколэктомия) [2]. Высокий процент несостоятельности швов после вмешательств на толстой кишке связывают с анатомо-физиологическими особенностями строения, характером и вирулентностью населяющей ее микрофлоры [1]. Поэтому следует стремиться создать оптимальные условия для заживления швов и анастомозов при операциях на толстой кишке.

А.А. Запорожец и соавт. [11] обосновал понятие биологической негерметичности швов. Было показано, что в первые три дня после операции на кишечнике брюшная полость инфицируется миллионами кишечных микробов. Микроорганизмы проникают из просвета органов через

«физически» герметичный шов. Временная биологическая проницаемость соустий может привести к образованию порочного круга. Проницаемость хирургического шва для микрофлоры приводит к инфицированию брюшной полости и развитию перитонита. В свою очередь, парез кишечника, который сопровождает перитонит, способствует развитию несостоятельности швов.

Подобная ситуация заставила хирургов разрабатывать различные методы укрепления кишечного шва. С этой целью использовали большой сальник, лоскут париетальной брюшины, твердую мозговую оболочку, аутодермальный имплантат и прочие биологические ткани. При этом установлено, что большой сальник не может полностью обеспечить физическую и биологическую герметичность. Кроме того, в отдаленные сроки он подвергается рубцеванию, что может привести к деформации и стенозу органа [12–15]. Такие виды пластического закрытия анастомоза, как дему-козированный лоскут большой кривизны желудка на сосудистой ножке, стенка толстой и тонкой кишки, не всегда могут быть использованы в ургентной хирургии из-за высокой сложности и опасности [9, 16].

Противоречивы данные применения различных полимерных материалов и биологических клеевых субстанций. Не нашли широкого практического отклика цианокрилат- ные и фибриновые клеи, наносимые поверх кишечного шва [17–23]. Вызывая значительное воспаление тканей, они приводят к возникновению рубцовой деформации и формированию выраженного спаечного процесса [24].

Таким образом, актуален дальнейший поиск средств и методов повышения надежности кишечного шва [25, 26– 29]. С 1997 года мы применяем комбинированную фибринколлагеновую субстанцию (ФКС) «Тахокомб», которая состоит из коллагена, фибриногена, тромбина. В клинике ФКС используют для гемостаза на паренхиматозных органах. Однако ФКС обладает прекрасной адгезией, что делает ее перспективной для укрепления кишечного шва.

Материалы и методы

Нами впервые было проведено экспериментальное исследование по укреплению кишечных швов препаратом ФКС, результаты которого внедрены в клиническую практику.

В эксперименте на 54 беспородных собаках были исследованы механическая прочность, микробная проницаемость и особенности заживления анастомозов при наложении пластин ФКС.

Сравнительную механическую прочность анастомозов исследовали в остром и хроническом эксперименте методом определения давления разрыва анастомоза (ДРА). В опытной группе линию кишечных швов циркулярно закрывали пластиной ФКС. В остром эксперименте ДРА изучали через 5, 10, 30 и 60 минут после аппликации ФКС, сравнивая показания с контрольными соустьями. В хроническом эксперименте механическую прочность анастомоза исследовали на 1, 3, 7 и 14 сутки после операции.

Микробную обсемененность укрепленных ФКС и контрольных анастомозов исследовали в 1 и 3 сутки послеоперационного периода.

Исследование посевов с линии шва, зон наложения ФКС на укрепленном анастомозе, а также из просвета кишки производили методом отпечатков на 3%-ный кровяной агар методом секторных высевов. Для этого готовили специальные пластиковые транспортные кюветы с помещенной в них твердой питательной средой. Кюветы имели герметически закрывающуюся крышку и прозрачное дно, разделенное на 4 равных сектора для визуальной ориентации. Сектора нумеровались от 1 до 4 по часовой стрелке с наружной части дна. Перед исследованием крышка кюветы открывалась. Исследуемая поверхность отпечатывалась на среде в проекции каждого сектора от первого до четвертого в строгой последовательности. Кювета вновь герметизировалась и доставлялась в лабораторию. Кюветы инкубировались при 37 ^о С 18–24 часа, после чего подсчитывалось число колоний, выросших в разных секторах. Величины выражали в стандартных общепринятых колониеобразующих единицах на грамм исследуемого материала (КОЕ/г).

Особенности заживления укрепленных тонкокишечных соустий изучали в хроническом эксперименте. Визуальный контроль и взятие материала для морфологического исследования осуществляли на 1, 3, 7, 14, 30 сутки после наложения анастомозов.

В клинике ФКС был использован у 56 больных.

Результаты и обсуждение

В остром эксперименте недостоверное различие в показателях механической прочности укрепленного ФКС анастомоза с контрольным соустьем наблюдали только на 5 минуте, при этом в основной группе ДРА составило 135,0±8,7 мм рт. ст., и в контрольной – 131,7±7,3 мм рт. ст. На 10, 30 и 60 минутах после аппликации пластины ФКС разница в прочностных характеристик укрепленных анастомозов была достоверно выше. На 10 минуте ДРА в основной группе в среднем составило 178,3±10,1 мм рт. ст., а в контрольной группе – 128,3±9,3 мм рт. ст. На 30 минуте ДРА опытных соустий составила 185,0±8,7, контрольных – 128,3±8,8 мм рт. ст. Еще более значительным различие отмечены на 60 минуте после апликиции ФКС (табл. 1).

В хроническом эксперименте ДРА через 1 сутки после оперативного вмешательства была невысока, хотя и была выше в основной группе 290,0±18,3 мм водн. ст., чем с контрольной 130,6±10,2 мм водн. ст. На 3 сутки после операции ДРА опытных анастомозов повышалось почти в 3 раза и составило в среднем 940,0±22,2 мм вод. ст., а контрольных – 280,3±7,6 мм водн. ст. (Р<0,01), рис. 1.

На 7 сутки и 14 сутки избыточное давление жидкости приводило к разрыву стенки кишки, а не анастомоза при давлении 2300–2600 мм водн. ст. Достоверных различий между сегментами кишки с опытными и контрольными анастомозами выявлено не было.

Микробная обсемененность опытного анастомоза через 1 сутки после операции составила 45,0±12,7 КОЕ/г ткани и была почти в 3 раза ниже контрольного (130,0±13,4 КОЕ/г). На 3 сутки обсемененность укрепленного анастомоза была в 16 раз ниже контрольного (5,0±3,8 и 80,0±7,1 КОЕ/г соответственно, Р<0,001) (рис. 2).

Таблица 1

Сравнительные результаты исследования механической прочности анастомозов укрепленных ФКС в остром эксперименте на собаках, N = 18

Сроки исследования	Давление разрыва анастомоза (ДРА) в мм. рт. ст.		Критерий достоверности
	Основная группа N = 9	Контрольная группа N = 9
5 минут	135,0±8,7	131,7±7,3	Р±0,01
10 минут	178,3±10,1	128,3±9,3	Р±0,01
30 минут	185,0±8,7	128,3±8,8	Р±0,01
60 минут	195,0±2,9	128,3±8,8	Р±0,01

Рис. 1. Сравнительные результаты механической прочности опытного и контрольного анастомозов на 1 и 3 сутки у экспериментальных животных

Рис. 2. Сравнительные результаты исследования микробной обсемененности анастомозов и просвета толстой кишки на 1 и 3 сутки (в КОЕ/г)

Изучение особенностей заживления тонкокишечных анастомозов в хроническом опыте позволило выявить эффект стимуляции биополимером репаративных процессов в стенке кишки. ФКС способствовал более быстрой регенерации кишечной стенки по сравнению с контрольными анастомозами. При этом эпителизация дефекта слизистой оболочки опытных анастомозов начиналась уже к 3 суткам, а регенерация железистого аппарата в слизистой оболочке наблюдалась к 14 суткам. У контрольных животных неполное заживление шва со стороны слизистой оболочки в виде однослойной эпителиальной выстилки наблюдали лишь к 14 суткам после операции. В случаях укрепления анастомоза ФКС воспалительная реакция вокруг шовного материала в ранние сроки была выражена меньше, чем у контрольных животных, что проявлялось слабой лейкоцитарной инфильтрацией на 3–7 сутки эксперимента. Реакция на шовный материал в укрепленном кишечном шве чаще имела характер асептического воспаления и не приводила к абсцедированию вокруг лигатур.

Морфологическое исследование позволили в некоторой степени объяснить процесс адгезии биополимера к тканям. Первоначальная адгезия коллагеновой основы ФКС проис- ходит за счет сил сцепления фибрина. В дальнейшем, начиная с 3 суток после аппликации, прочность сцепления биополимера с серозной оболочкой возрастает за счет миграции фибробластов в ячеистую структуру композиции и прорастания ее соединительной тканью. Этот механизм замедляется, если протектором между субстанцией и тканью служит сгусток крови.

В клинике при операциях на толстой кишке ФКС применили у 56 больных. При этом пластические свойства использовали у 51 больного (рис. 3), гемостатические – у 5 пациентов.

Правостороннюю гемиколэктомию (20 больных) с наложением илеотрансверзоанастомоза и укреплением его биополимером ФКС выполняли по поводу опухолей правой половины ободочной кишки, осложненных перфорацией с распространенным перитонитом либо кишечной непроходимостью. В 1 случае поводом для проведения подобной операции послужило острое нарушение мезентериального кровообращения с развитием некроза участка тонкой и правой половины ободочной кишки.

Ушивание дефектов толстой кишки произвели у 6 больных. У 1 пациента выполнена резекция купола слепой кишки по поводу перфорации в зоне основания червеобразного отростка и выраженного тифлита. У 2 больных – субтотальная колонэктомия при обтурирующих опухолях сигмовидной кишки с кишечной непроходимостью.

В 9 случаях укрепление колоректальных анастомозов производили после ликвидации колостом в плановом порядке. При операциях на толстой кишке все укрепленные швы и анастомозы оказались состоятельны.

Пластические свойства клеевой субстанции были использованы нами у 12 больных в совершенно новом качестве – для профилактики перфорации стенки кишки в случаях возникновения десерозированной поверхности. Ушивание обширных десерозированных участков, особенно при измененной кишечной стенке, может привести к деформации просвета

• •    Правосторонняя гем и колэктомия

• ■    Резекция купола слепой кишки

• ■    Ушивание дефекта кишки

• ■    Субтотальмал колокэктомия

• ■    Ликвидация колостом

• ■    Закрытие десе роз н рован мыт учасіков

Рис. 3. Количество больных, которым использовали пластические свойства ФКС при операциях на толстой кишке

= Тахокомб®

Эластичный гемостатический пластырь

Оригинальная КЛЕЕВАЯ композиция фибриногена, тромбина и коллагена для БЫСТРОЙ обработки                ;

тканей операционной раны

• •    Быстрый и надёжный окончательный гемостаз за 3-5 минут'

• •    Обеспечивает герметизацию, непроницаемую для жидкости и воздуха'

• •    Подвергается естественной биодеградации за 3-6 недель'

• •    Готов к применению, не требует подготовки

1. Frilling A, Stavrou G, Mischinger HJ, de Hemptinne B, Rokkjaer M, Klempnauer J et al. Effectiveness of a new carrierbound fibrin sealant versus argon beamer as hemostatic agent during liver resection: a randomized prospective trial. Langenbeck's Arch Surg 2005; 390 (2): 114-120.

Takada

Сокращённая информация по медицинскому применению: Торговое название препарата: Тахокомб®. Активные компоненты: фибриноген 5,5 мг, тромбин 2 ME. Показания к применению: показан для вспомогательного применения у взрослых при хирургических вмешательствах с целью улучшения гемостаза, обеспечения соединения тканей, а также для укрепления швов в сосудистой хирургии, когда результаты стандартных методов недостаточны, Противопоказания: повышенная чувствительность к компонентам губки Тахокомб®, возраст до 18 лет, беременность, период лактации. Способ применения и дозы: Тахокомб® следует наносить на хирургические раневые поверхности в стерильных условиях. Перед наложением губки раневая поверхность должна быть очищена от крови, дезинфицирующих и других жидкостей. Побочные реакции: также как и любой белковый продукт, губка Тахокомб® может вызывать у пациентов реакции гиперчувствительности аллергического типа, обструкцию дыхательных путей, гипотензию и анафилактический шок, Особые указания: внутрисосудистое применение препарата недопустимо. Используйте только ненарушенную упаковку. Повторная стерилизация невозможна. Полная информация по препарату в инструкции по применению.

ООО «Такеда Фармасьютикалс»: ул. Усачёва, 2, стр. 1, 119048, Москва, т.: (495) 933 5511, 502 1626, ф.: (495) 502 1625. Информация для специалистов здравоохранения. Per. уд. М3 РФ: П № 012888/01 от 19.12.2007. Перед применением ознакомьтесь с инструкцией. Имеются противопоказания, www.tachocomb.ru, www.takeda.com.ru . Дата выхода рекламы: декабрь 2013 г.

либо к прорезыванию швов и возникновению перфорации. Избежать этого весьма легко, укрыв поврежденный участок клеевой субстанцией ФКС. Осложнений при подобных манипуляциях на ободочной кишке не наблюдали.

Биополимер ФКС при операциях на толстой кишке использовали и в качестве гемостатика. У 3 больных возникли ятрогенные повреждения селезенки при манипуляциях в левом поддиафрагмальном пространстве (у 1 – при санации брюшной полости, у 2 – при мобилизации селезеночного угла ободочной кишки). В 2 случаях пришлось останавливать обильные капиллярные кровотечения из брыжейки поперечно-ободочной и сигмовидной кишок в условиях распространенного перитонита на этапе мобилизации. Гемостаз другими средствами был не эффективен или опасен повреждением крупных сосудов.

Технические особенности аппликации ФКС

Препарат наносится в один слой. Конфигурация пластины должна моделировать линию шва с захождением краев ФКС на серозный покров не менее чем на 2 см. Перед аппликацией препарат необходимо смочить, кратковременно (1–2 сек.) поместив в раствор антибиотика широкого спектра действия, который предполагается использовать в послеоперационном периоде парентерально. Фиксация осуществляется смоченным в том же растворе марлевым тампоном в течение 5 минут. Удалять тампон необходимо с осторожностью, обязательно от края к центру, придерживая соответствующий край инструментом.

При аппликации препарата ФКС на анастомозы следует соблюдать следующие условия: анастомозы, наложенные «конец в конец» или «конец в бок» укрываются полностью с захватом части брыжейки кишки на 2 см; при наложении боковых соустий укрепляется не только передняя и задняя губа анастомоза, но в обязательном порядке – ушитая культя приводящей петли, т.к. она, как правило, является слабым местом анастомоза; культю отводящей петли можно не укреплять; аппликацию препарата необходимо проводить в последнюю очередь перед зашиванием раны передней брюшной стенки. В противном случае во время проведения санации брюшной полости пластина препарата может быть случайно сдвинута или оторвана при манипуляциях.

Заключение

В результате эксперимента выяснили, что ФКС на 3 сутки послеоперационного периода увеличивает механическую прочность швов в 3 раза, снижая микробную обсеменен-ность зоны дополнительно закрытого анастомоза в 16 раз. При этом был установлен выраженный эффект стимуляции репаративных процессов – нанесение ФКС способствовало более быстрой регенерации кишечной стенки. Эпителиза-ция зоны опытных анастомозов начиналась уже к 3 суткам, а появление железистого аппарата в слизистой оболочке на- блюдалось к 7 суткам. У контрольных животных эти процессы происходили значительно позднее.

Считаем, что использование метода дополнительного укрепления шва клеевой субстанцией ФКС в условиях тяжелой внутрибрюшной инфекции либо скомпроментированной кишечной стенки является патогенетически оправданным, т.к. помимо придания дополнительной механической прочности, включается эффект стимуляции репаративных процессов.