Выделение изолятов возбудителя мыта лошадей в условиях Крайнего Севера

Автор: Неустроев М.П., Петрова С.Г., Эльбядова Е.И., Тарабукина Н.П., Алексеев В.А., Попов А.А.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Ветеринарная вирусология, микробиология, паразитология

Статья в выпуске: 4 т.56, 2021 года.

Бесплатный доступ

Увеличение поголовья и продуктивности в табунном коневодстве сдерживается рядом факторов, среди которых значительное место занимают инфекционные и инвазионные болезни. Наиболее распространенным и причиняющим ощутимый экономический ущерб заболеванием остается мыт лошадей (возбудитель Streptococcus equi ). Заболевание широко распространено в странах азиатского континента, в России и странах СНГ. Для разработки вакцинного препарата против болезни важное значение имеет выделение ее возбудителя. В настоящей работе впервые в условиях Крайнего Севера выделены и идентифицированы три новых изолята возбудителя мыта Streptococcus equi , которые могут быть использованы для диагностики и разработки вакцины против мыта лошадей. Целью работы было выделение, изучение, идентификация по морфологическим, культуральным, биохимическим, молекулярно-генетическим свойствам новых изолятов возбудителя мыта лошадей для диагностики заболевания в условиях Крайнего Севера и разработки вакцины. Биологические пробы были собраны в 2015-2017 годах в хозяйствах Республики Саха (Якутия) (Намский, Хангаласский, Амгинский, Мегино-Кангаласский районы, г. Якутск), а также в Республике Казахстан. Всего исследовали 63 пробы от 6-10-месячных лошадей ( Equus ferus caballus ) якутской и казахской пород, в том числе 45 смывов носовых истечений (27 от клинически больных мытом жеребят, 18 от здоровых жеребят), 7 проб содержимого вскрывшихся абсцессов подчелюстных лимфатических узлов и 11 паренхиматозных органов павших от мыта жеребят. Перед бактериологическими исследованиями применяли предпосевную обработку. Морфологические и культуральные свойства изолятов изучали при высеве в мясопептонный бульон (МПБ) с 1 % глюкозой и 10 % лошадиной сывороткой, а также на мясопептонный агар (МПА) с 1 % глюкозой и 10 % сывороткой крови или 5 % дефибринированной кровью лошади. Мазки из гноя, препараты, приготовленные из культур, выращенных в жидкой и на агаризованной среде, фиксировали и окрашивали по Граму. Биохимические свойства культур исследовали при высеве на MПA с 40 % желчью, 6,5 % солевой MПA, агар с азидом натрия и среды Гисса с глюкозой, лактозой, маннитом, мальтозой, сахарозой, сорбитом и дульцитом. Видовую принадлежность изолятов определяли по биохимическим свойствам культуры с использованием стрипов API 20 Step тест системы API («bioMerieux», Франция). Вирулентную активность стрептококков определяли на белых беспородных мышах, которым подкожно вводили взвесь суточной культуры живых бактериальных клеток стрептококков в объеме 0,2-0,5 см3 (от 1×103 до 1×109 КОЕ/гол). ДНК выделяли из жидкой бактериальной культуры. Генетическое типирование изолятов Streptococcus выполняли методом ПЦР со штамм-специфическими праймерами Seel-F 5ʹ-CGGATACGGTGA-TGTTAAAGA-3ʹ и Seel-R 5ʹ-TTCCTTCCTCAAAGCCAGA-3ʹ. Нуклеотидная последовательность гена 16S рРНК Streptococcus equi была секвенирована для шести изолятов мытного стрептококка, из которых три предлагается использовать для разработки вакцинных препаратов. Полимеразная цепная реакция со специфическими праймерами служит наиболее достоверным и быстрым методом идентификации мытного стрептококка. По результатам генотипирования и изучения культуральных, морфологических и биохимических свойств установлено, что изолят Н-5/1 относится к семейству Streptococcaceae , роду Streptococcus , виду Streptococcus equi ssp. equi и соответствует типовым характеристикам представителей этого вида. Нуклеотидная последовательность фрагмента гена 16S рРНК изолята Н-5/1 после секвенирования депонирована в базе данных NCBI GenBank (MW486609). На основании проведенных исследований штамм Streptococcus equi Н-5/1 депонирован во Всероссийской государственной коллекции штаммов микроорганизмов, используемых в ветеринарии и животноводстве ФГБУ ВГНКИ (регистрационный номер ВКШМ-Б-141П, справка о депонировании от 22 мая 2018 года). Получен патент на изобретение № 2703485 «Штамм бактерий Streptococcus equi, используемый для изготовления вакцины против мыта» от 17.10.2019 года. Новые изоляты Streptococcus equi могут быть использованы для разработки диагностических препаратов и вакцины против мыта лошадей. Также от клинически больных мытом жеребят были выделены культуры Enterococcus faecales , Streptococcus piogenes , токсигенные и плесневые грибы родов Aspergillus и Mucor , что необходимо учитывать при диагностике и профилактике мыта и других респираторных болезней молодняка лошадей.

Еще

Мыт лошадей, стрептококк, streptococcus equi, биохимиеские признаки, генотипирование, якутские породы, сибирь, крайний север, бактериальные инфекции

Короткий адрес: https://sciup.org/142231378

IDR: 142231378   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2021.4.707rus

Список литературы Выделение изолятов возбудителя мыта лошадей в условиях Крайнего Севера

  • Timoney J.F. The pathogenic equine streptococci. Vet. Res.,2004, 35(4): 397-409 (doi: 10.1051/vetres:2004025).
  • Sweeney C.R., Timoney J.F., Newton J.R., Hines M.T. Streptococcus equi infections in horses: guidelines for treatment, control and prevention of strangles. Journal of Veterinary Internal Medicine,2005, 19(1): 123-134 (doi: 10.1111/j.1939-1676.2005.tb02671.x).
  • Harris S.R., Robinson C., Steward K.F., Webb K.S., Paillot R., Parkhill J., Holden M.T.G., Waller A.S. Genome specialization and decay of the strangles pathogen, Streptococcus equi, is driven by persistent infection. Genome Research,2015, 25(9): 1360-1371 (doi: 10.1101/gr.189803.115).
  • Густокашин К.А. Модель распространения мыта лошадей в Алтайском крае с 1964 по 2011 годы, основанная на эпизоотологическом мониторинге. Вестник Алтайского государственного аграрного университета,2013, 11(109): 79-80.
  • Баянжаргал Б., Бадмаева О.Б., Ринчинова О.Н., Цыдыпов В.Ц. Эпизоотологические аспекты инфекционных болезней на трансграничной территории России (Бурятии) и Монголии. Ветеринария Кубани, 2014, 1: 10-12.
  • Неустроев М.П. Мыт лошадей в Якутии (этиология, эпизоотология, меры борьбы и профилактика). Новосибирск, 2000.
  • Бижанов А.Б., Сансызбай А.Р., Намет A.M., Байдаров А.Х. Выделение и изучение биологических свойств возбудителя мыта лошадей. Жаршы, 1997, 6: 13-18.
  • Boyle A.G., Timoney J.F., Newton J.R., Hines M.T., Waller A.S., Buchanan B.R. Streptococcus equi infections in horses: guidelines for treatment, control, and prevention of strangles—revised consensus statement. Journal of Veterinary Internal Medicine, 2018, 32(2): 633-647 (doi: 10.1111/jvim.15043).
  • Джетигенов Э.А., Бекташев А.Б., Айтбаев А.А. Культурально--морфологические свойства изолятов возбудителя мыта лошадей. Вестник Кыргызского национального аграрного университета им. К.И. Скрябина,2016, 2(37): 190-194.
  • Хартфорд О.М.(IE), Фостер Т.Д. (IE), Якобс А.A.К. (NL). Штамм и культура штамма Streptococcus equiTW 928 для вакцинации лошадей. A.c. RU2194752 C2 МПК 7 А 61 К 39/09. Заявл. 24.01.97. Опубл. 30.12.02.
  • Nearmat-Allah A.N.F., Damaty H.M. Strangles in Arabian horses in Egypt: clinical, epidemiological, hematological, and biochemical aspects. Veterinary World,2016, 9(8): 820-826 (doi: 10.14202/vetworld.2016.820-826).
  • Бережная Л. Микробиологическая диагностика стрептококкозов. Ветеринария сельскохозяйственных животных,2008, 8: 20-27.
  • Kim J.W., Jung J.Y., Lee K., Lee H., Kim H.Y., Yoon S.S., So B.J., Choi E. A case of Streptococcus equi subspecies zooepidemicus infection in a thoroughbred horse. Journal of Comparative Pathology,2018, 158: 137 (doi: 10.1016/j.jcpa.2017.10.133).
  • Libardoni F., Machado G., Gressler L.T., Kowalski A.P., Diehl G.H., dos Santos L.C., Corbellini L.G., de Vargas A.C. Prevalence of Streptococcus equi subsp. equi in horse and associated risk factors in the State of Rio Grande do Sul, Brazil. Research in Veterinary Science,2016, 104: 53-57 (doi: 10.1016/j.rvsc.2015.11.009).
  • Webb K., Barker C., Harrison T., Heather Z., Steward K.F., Robinson C., Newton J.R., Waller A.S. Detection of Streptococcus equi using a triplex qPCR assay. Veterinary Journal, 2013, 195(3): 300-304 (doi: 10.1016/j.tvjl.2012.07.007).
  • Cordoni G., Williams A., Duram A., Florio D., Zanoni R.G., Ragione R.L. Rapid diagnosis of strangles (Streptococcus equi subspecies equi) using PCR. Research in Veterinary Science, 2015, 102: 162-166 (doi: 10.1016/j.rvsc.2015.08.008).
  • Boyle A.G., Stefanovski D., Rankin S.C. Comparison of nasofaryngeal and guttural pouch specimens to determine the optimal sampling site to detect Streptococcus equi subsp. equi carriers by DNA amplification. BMC VeterinaryResearch, 2017, 13: 75 (doi: 10.1186/s12917-017-0989-4).
  • Boyle A.G., Rankin S.C., Duffee L., Boston R.C., Wheeler-Aceto H. Streptococcus equi detection polimerase chain reaction assay for equine nasopharyngeal and guttural pouch wash samples. Journal of Veterinary Internal Medicine, 2016, 30(1): 276-281 (doi: 10.1111/jvim.13808).
  • Cvetojević D., Radanović O., Milićević V., Jezdimirović N., Kureljušić B. Polyarthritis in goat-kids caused by streptococcus equi subspecies zooepidemicus. Acta Veterinaria-Beogra, 2017, 67(3): 432-440 (doi: 10.1515/acve-2017-0035).
  • Хоулт Д.Г., Криг Н., Смит П., Стейли Дж., Уилльямс С. Определитель бактерий Берджи. Том 2. М., 1997.
  • Методические указания по лабораторной диагностике мыта. М., 2007.
  • Шевченко А.А., Черных О.Ю., Шевченко Л.В., Джаилиди Г.А., Зеркалев Д.Ю., Литвинова А.Р., Двадненко О.В. Диагностика стафилококкозов и стрептококкозов. Краснодар, 2013.
  • Ашмарин И.П., Воробьев А.А. Статистические методы в микробиологических исследованиях. Ленинград, 1962.
  • Wilson K. Preparation of genomic DNA from bacteria. Current Protocols in Molecular Biology,2001, 56(1): 241-245 (doi: 10.1002/0471142727.mb0204s56).
  • Жирков А.Д., Татаринова С.С., Тарабукина Н.П., Неустроев М.П. Фунгицидная активность штаммов бактерий Bacillus subtilis по отношению к токсигенным и плесневым грибам. Аграрный вестник Урала, 2013, 7(113): 20-21.
  • Неустроев М.П., Тарабукина Н.П., Петрова С.Г., Эльбядова Е.И. Мыт лошадей, осложненный плесневыми и токсигенными грибами. Труды ВИЭВ, 2018, 80(1): 268-272 (doi: 10.18411/978-5-9906389-2018-243-247).
  • Dauvillier J., Woort F., Erck-Westergren E. Fungi in respiratory samples of horses with inflammatory airway disease. Journal of Veterinary Internal Medicine, 2018, 33(2): 968-975 (doi: 10.1111/jvim.15397).
  • Pelkonen S., Lindahl S.B., Suomala P., Karhukorpi J., Vuorinen S., Koivula I., Väisänen T., Pentikäinen J., Autio T., Tuuminen T. Transmission of Streptococcus equi subspecies zooepidemicus infection from horses to humans. Emerging Infectious Diseases,2013, 19(7): 1041-1048 (doi: 10.3201/eid1907.121365).
  • Laing G., Christley R., Stringer A., Aklilu N., Ashine T., Newton R., Radford A., Pinchbeck G. Respiratory disease and sero-epidemiology of respiratory pathogens in the working horses of Ethiopia. Equine Veterinary Journal, 2018, 50(6): 793-799 (doi: 10.1111/evj.12834).
  • Smith F.L., Watson J.L., Spier S.J., Kilcoyne I., Mapes S., Sonder C., Pusterla N. Frequency of shedding of respiratory pathogens in horses recently imported to the United States. Journal of Veterinary Internal Medicine,2018, 32(4): 1436-1441 (doi: 10.1111/jvim.15145).
  • North S.E., Wakeley P.R., Mayo N., Mayers J., Sawyer J. Development of a real-time PCR to detect Streptococcus equi subspecies equi. Equine Veterinary Journal,2013, 46(1) (doi: 10.1111/evj.12088).
Еще
Статья научная