Взаимодействие нуклеиновых кислот с молекулами воды, белков и интеркаляторов (обзор)

Автор: Чесноков Ю.В.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Обзоры, проблемы

Статья в выпуске: 3 т.56, 2021 года.

Бесплатный доступ

Современные представления о межмолекулярных взаимодействиях в клетке неполны без понимания того, как формируются комплексы между нуклеиновыми кислотами и основными внутриклеточными компонентами - водой и белками и что определяет пространственную стабилизацию таких комплексов. То же справедливо в отношении интеркаляции - внутриклеточного межмолекулярного взаимодействия веществ планарной структуры, способных внедряться между соседними парами азотистых оснований в молекулы ДНК и РНК, которое играет особую роль в фармакологии и генетическом мутагенезе. Кроме того, интеркаляция, может оказывать сильное влияние на клеточный метаболизм, замедляя, а в некоторых случаях прекращая рост клеток, что в определенных условиях приводит как к апоптозу, так и к раковым заболеваниям либо, наоборот, к выздоровлению от такого рода заболеваний (M. Ashrafizadeh с соавт., 2020). Настоящий обзор посвящен рассмотрению молекулярных механизмов и биологической роли этих процессов. Известно, что двойная спираль ДНК может взаимодействовать с полипептидами при помощи образования специфических водородных связей между Уотсон-Криковскими парами оснований и боковыми цепями аминокислот (C.N. Pace с соавт., 2004), посредством интеркаляции боковых цепей ароматических аминокислот между парами оснований, при которой также проявляется некоторая специфичность (A. Bazzoli с соавт., 2017), и за счет непосредственного связывания белковых α-спиралей и β-слоев в желобках ДНК (E. Del Giudice с соавт., 2009). Предполагается, что последний тип взаимодействия имеет место, например, в комплексах ДНК с cro -репрессором экспрессии генной активности и с белком, активирующим катаболизм, для которого предложены две модели связывания α-спиралей с левосторонней и правосторонней двойной спиралью ДНК в В-форме. Указывается, что если известна структура молекулы нуклеиновой кислоты, то величину поверхности ДНК и РНК, доступной для молекул воды или иных растворителей, можно определить расчетным способом. При этом в случае сворачивания ДНК в растворе в двойную спираль ее молекула становится полярной. При такого рода гидратации вокруг молекулы ДНК образуются две гидратные оболочки. Первая из них, состоящая примерно из 20 молекул воды в расчете на один нуклеотид, непроницаема для катионов и по своей агрегатной структуре не похожа на лед, а вторая оболочка неотличима от обычной воды. Различия в структуре гидратных оболочек проливают свет на природу конформационного перехода между формами В - А, происходящего при уменьшении гидратации молекулы ДНК. Описано также взаимодействие нуклеиновых кислот с молекулами лекарственных и иных планарных веществ. При этом в обзоре рассмотрены только интеркаляционные комплексы с препаратами, молекулы которых имеют плоскую структуру или обладают плоскими функциональными группами. Продемонстрировано, что связывание таких веществ с двойной спиралью протекает в две стадии: на первой происходит их присоединение по периферии спирали, на второй осуществляется интеркаляция, то есть собственно встраивание интеркалятора в планарной плоскости между парами нуклеотидов. Такого рода интеркаляция сопровождается раскручиванием и удлинением спирали нуклеиновой кислоты, а также увеличением ее жесткости. В соответствии с принципом исключения ближайших мест связывания, согласно которому оно не происходит у каждого ближайшего соседа вдоль оси двойной спирали ДНК из-за пространственных ограничений, которые определяет стереометрия нуклеотидов, примыкающих к интеркаляторам, молекулы интеркаляторов заполняют лишь половину таких мест. В целом описанные в работе взаимодействия нуклеиновых кислот с молекулами воды, белков и интеркаляторов указывают на биологическую значимость такого рода взаимоотношений, поскольку, как известно, стабильность и регулярность процессов репликации и экспрессии генов играет важнейшую роль в практическом осуществлении взаимодействия генотип-среда, а также реализации генетической информации на молекулярном уровне.

Еще

Нуклеиновые кислоты, а-днк, в-днк, конформационные переходы, молекулы воды, гидратация днк, белки, лиганды, планарные интеркаляторы, межмолекулярные взаимодействия, репликация, генная экспрессия

Короткий адрес: https://sciup.org/142231361

IDR: 142231361   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2021.3.434rus

Список литературы Взаимодействие нуклеиновых кислот с молекулами воды, белков и интеркаляторов (обзор)

  • Pace C.N., Trevino S., Prabhakaran E., Scholtz J.M. Protein structure, stability and solubility in water and other solvents. Philosophical Transactions Royal Society London B, 2004, 359(1448): 1225-1235 (doi: 10.1098/rstb.2004.1500).
  • Bazzoli A., Karanicolas J. “Solvent hydrogen-bond occlusion”: a new model of polar desolvation for biomolecular energetics. Journal Computational Chemistry, 2017, 38(15): 1321-1331 (doi: 10.1002/jcc.24740).
  • Del Giudice E., Tedeschi A. Water and autocatalysis in living matter. Electromagnetic Biology and Medicine, 2009, 28(1): 46-52 (doi: 10.1080/15368370802708728).
  • Barciszewski J., Jurczak J., Porowski S., Specht T., Erdmann V.A. The role of water structure in conformational changes of nucleic acids in ambient and high-pressure conditions. European Jour-nal of Biochemistry, 1999, 260(2): 293-307 (doi: 10.1046/j.1432-1327.1999.00184.x)
  • Biedermannová L., Schneider B. Hydration of proteins and nucleic acids: advances in exper-iment and theory. A review. Biochimisry et Biophysics Acta, 2016, 1860(9): 1821-1835 (doi: 10.1016/j.bbagen.2016.05.036).
  • Takahashi H., Umino S., Miki Y., Ishizuka R., Maeda S., Morita A., Suzuki M., Matubayasi N. Drastic compensation of electronic and solvation effects on ATP hydrolysis revealed through large-scale QM/MM simulations combined with a theory of solutions. Journal of Physical Chem-istry B, 2017, 121(10): 2279-2287 (doi: 10.1021/acs.jpcb.7b00637).
  • Inada A., Oue T., Yamashita S., Yamasaki M., Oshima T., Matsuyama H. Development of highly water-dispersible complexes between coenzyme Q10 and protein hydrolysates. European Journal of Pharmaceutical Sciences, 2019, 136: 104936 (doi: 10.1016/j.ejps.2019.05.014).
  • Chen J., Zhang C., Xia Q., Liu Dю, Tan X., Li Y., Cao Y. Treatment with subcritical water-hydrolyzed citrus pectin ameliorated cyclophosphamide-induced immunosuppression and modu-lated gut microbiota composition in ICR mice. Molecules, 2020, 25(6): 1302 (doi: 10.3390/mol-ecules25061302).
  • Jamshidi A., Antequera T., Solomando J.C., Perez-Palacios T. Microencapsulation of oil and protein hydrolysate from fish within a high-pressure homogenized double emulsion. Journal of Food Science and Technology, 2020, 57(1): 60-69 (doi: 10.1007/s13197-019-04029-5).
  • Bentrup F.W. Water ascent in trees and lianas: the cohesion-tension theory revisited in the wake of Otto Renner. Protoplasma, 2017, 254(2): 627-633 (doi: 10.1007/s00709-016-1009-4).
  • Djikaev Y.S., Ruckenstein E. A probabilistic approach to the effect of water hydrogen bonds on the kinetics of protein folding and protein denaturation. Advances in Colloid and Interface Sciences, 2010, 154(1-2): 77-90 (doi: 10.1016/j.cis.2010.01.009).
  • Andrić J.M., Stanković I.M., Zarić S.D. Binding of metal ions and water molecules to nucleic acid bases: the influence of water molecule coordination to a metal ion on water-nucleic acid base hydrogen bonds. Acta Crystallographica Section B: Structural Science, Crystal Engineering and Materials, 2019, 75(3): 301-309 (doi: 10.1107/S2052520619001999).
  • Li C., Liu M. Protein dynamics in living cells studied by in-cell NMR spectroscopy. FEBS Letters, 2013, 587(8): 1008-1011 (doi: 10.1016/j.febslet.2012.12.023).
  • Wang L., Xue Y., Xing J., Song K., Lin J. Exploring the spatiotemporal organization of membrane proteins in living plant cells. Annual Review of Plant Biology, 2018, 69: 525-551 (doi: 10.1146/an-nurev-arplant-042817-040233).
  • Lee S., Wang C., Liu H., Xiong J., Jiji R., Hong X., Yan X., Chen Z., Hammel M., Wang Y., Dai S., Wang J., Jiang C., Zhang G. Hydrogen bonds are a primary driving force for de novo protein folding. Acta Crystallographica Section D: Structural Biology, 2017, 73: 955-969 (doi: 10.1107/S2059798317015303)
  • Durell S.R., Ben-Naim A. Hydrophobic-hydrophilic forces in protein folding. Biopolymers, 2017, 107(8): e23020 (doi: 10.1002/bip.23020).
  • Persson F., Soderhjelm P., Halle B. The spatial range of protein hydration. The Journal of Chem-ical Physics, 2018, 148(21): 215104 (doi: 10.1063/1.5031005).
  • Meyer A.J., Riemer J., Rouhier N. Oxidative protein folding: state-of-the-art and current avenues of research in plants. New Phytologist, 2019, 221(3): 1230-1246 (doi: 10.1111/nph.15436).
  • Zhang J., Ma Z., Kurgan L. Comprehensive review and empirical analysis of hallmarks of DNA-, RNA- and protein-binding residues in protein chains. Brief Bioinformatics, 2019, 20(4): 1250-1268 (doi: 10.1093/bib/bbx168).
  • Sharma M., Ganeshpandian M., Majumder M., Tamilarasan A., Sharma M., Mukhopadhyay R., Islam N.S., Palaniandavar M. Octahedral copper(II)-diimine complexes of triethylenetetramine: effect of stereochemical fluxionality and ligand hydrophobicity on CuII/CuI redox, DNA binding and cleavage, cytotoxicity and apoptosis-inducing ability. Dalton Transactions, 2020, 24: 8282-8297 (doi: 10.1039/d0dt00928h).
  • Bartas M., Červeň J., Guziurová S., Slychko K., Pečinka P. Amino acid composition in various types of nucleic acid-binding proteins. International Journal of Molecular Sciences, 2021, 22(2): 922 (doi: 10.3390/ijms22020922).
  • Hendry L.B., Mahesh V.B., Bransome E.D. Jr., Ewing D.E. Small molecule intercalation with double stranded DNA: implications for normal gene regulation and for predicting the biological efficacy and genotoxicity of drugs and other chemicals. Mutation Research, 2007, 623(1-2): 53-71 (doi: 10.1016/j.mrfmmm.2007.03.009).
  • Soni A., Khurana P., Singh T, Jayaram B. A DNA intercalation methodology for an efficient prediction of ligand binding pose and energetics. Bioinformatics, 2017, 33(10): 1488-1496 (doi: 10.1093/bioinformatics/btx006).
  • Sieber M., Bredenfeld H., Josting A., Reineke T., Rueffer U., Koch T., Naumann R., Boiss-evain F., Koch P., Worst P., Soekler M., Eich H., Müller-Hermelink H.K., Franklin J., Pau-lus U., Wolf J., Engert A., Diehl V. German Hodgkin’s Lymphoma Study Group. 14-day variant of the bleomycin, etoposide, doxorubicin, cyclophosphamide, vincristine, procarbazine, and pred-nisone regimen in advanced-stage Hodgkin’s lymphoma: results of a pilot study of the German Hodgkin’s Lymphoma Study Group. Journal of Clinical Oncology, 2003, 21(9): 1734-1739 (doi: 10.1200/JCO.2003.06.028).
  • Cabrera C.M.E., Puga L.B., Torres V., Salinas M. Evaluación del tratamiento de linfoma de Hodgkin con esquema ABVD en Chile [Treatment of Hodgkin lymphoma. Analysis of 915 pa-tients]. Revista medica de Chile, 2019, 147(4): 437-443 (doi: 10.4067/S0034-98872019000400437).
  • Gaspar N., Hawkins D.S., Dirksen U., Lewis I.J., Ferrari S., Le Deley M.C., Kovar H., Grimer R., Whelan J., Claude L., Delattre O., Paulussen M., Picci P., Sundby Hall K., van den Berg H., Ladenstein R., Michon J., Hjorth L., Judson I., Luksch R., Bernstein M.L., Marec-Bérard P., Brennan B., Craft A.W., Womer R.B., Juergens H., Oberlin O. Ewing sarcoma: current management and future approaches through collaboration. Journal of Clinical Oncology, 2015, 33(27): 3036-3046 (doi: 10.1200/JCO.2014.59.5256).
  • Paulino E., de Melo A.C. Actinomycin D shortage in the Brazilian market: new challenges for successful treatment of gestational trophoblastic neoplasia. Journal of Gynecologic Oncology, 2019, 30(4): e87 (doi: 10.3802/jgo.2019.30.e87).
  • Haines A.M., Tobe S.S., Kobus H.J., Linacre A. Properties of nucleic acid staining dyes used in gel electrophoresis. Electrophoresis, 2015, 36(6): 941-944 (doi: 10.1002/elps.201400496).
  • Teuber M., Rögner M., Berry S. Fluorescent probes for non-invasive bioenergetic studies of whole cyanobacterial cells. Biochimica et Biophysica Acta, 2001, 1506(1): 31-46 (doi: 10.1016/s0005-2728(01)00178-5).
  • Bruno J.G. An acridine orange spore germination fluorescence microscopy versus spectral para-dox. Journal of Fluorescence, 2015, 25(1): 211-216 (doi: 10.1007/s10895-014-1498-5).
  • Hopfinger A.J. Intermolecular interaction and biomolecular organization. Wiley, New York, 1977: 159-169.
  • Hadži S., Lah J. Origin of heat capacity increment in DNA folding: the hydration effect. Biochimica et Biophysica Acta — General Subjects, 2021, 1865(1): 129774 (doi: 10.1016/j.bbagen.2020.129774).
  • Kuntz I.D. Jr., Kauzmann W. Hydration of proteins and polypeptides. Advances in Protein Chem-istry, 1974, 28: 239-345 (doi: 10.1016/s0065-3233(08)60232-6).
  • Edelhoch H., Osborne J.C. Jr. The thermodynamic basis of the stability of proteins, nucleic acids, and membranes. Advances in Protein Chemistry, 1976, 30: 183-250 (doi: 10.1016/s0065-3233(08)60480-5).
  • Anandakrishnan R., Izadi S., Onufriev A.V. Why computed protein folding landscapes are sensi-tive to the water model. Journal of Chemical Theory and Computation, 2019, 15(1): 625-636 (doi: 10.1021/acs.jctc.8b00485).
  • Чесноков Ю.В. Конформационная изменчивость двойных спиралей ДНК. Овощи России, 2020, 6: 51-57 (doi: 10.18619/2072-9146-2020-6-51-57).
  • Khesbak H., Savchuk O., Tsushima S., Fahmy K. The role of water H-bond imbalances in B-DNA substate transitions and peptide recognition revealed by time-resolved FTIR spectroscopy. Journal of the American Chemical Society, 2011, 133(15): 5834-5842 (doi: 10.1021/ja108863v).
  • Waters J.T., Lu X.J., Galindo-Murillo R., Gumbart J.C., Kim H.D., Cheatham T.E. 3rd, Har-vey S.C. Transitions of double-stranded DNA between the A- and B-forms. Journal of Physical Chemistry B, 2016, 120(33): 8449-8456 (doi: 10.1021/acs.jpcb.6b02155).
  • Fuller W., Forsyth T., Mahendrasingam A. Water-DNA interactions as studied by X-ray and neutron fibre diffraction. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences, 2004, 359(1448): 1237-1247 (doi: 10.1098/rstb.2004.1501).
  • Aldawsari H., Altaf A., Banjar Z.M., Iohara D., Nakabayashi M., Anraku M., Uekama K., Hirayama F. Crystallization of a new polymorph of acetohexamide from 2-hydroxybutyl-β-cy-clodextrin solution: form VI with a high aqueous solubility. International Journal of Pharmaceutics, 2013, 453(2): 315-321 (doi: 10.1016/j.ijpharm.2013.06.026).
  • Iohara D., Anraku M., Uekama K., Hirayama F. Modification of drug crystallization by cy-clodextrins in pre-formulation study. Chemical and Pharmaceutical Bulletin (Tokyo), 2019, 67(9): 915-920 (doi: 10.1248/cpb.c18-00752).
  • Falk M., Hartman K.A., Lord R.C. Hydration of deoxyribonucleic acid. II. An infrared study. Journal of the American Chemical Society, 1963, 85(4): 387-391 (doi: 10.1021/ja00887a004).
  • Wolf B., Hanlon S. Structural transitions of deoxyribonucleic acid in aqueous solutions. II. The role of hydration. Biochemistry, 1975, 14(8): 1661-1670 (doi: 10.1021/bi00679a018).
  • Vikram K., Alapati P.R., Singh R.K. Temperature dependent Raman study of S(B)→S(C) tran-sition in liquid crystalline compound N-(4-n-pentyloxybenzylidene)-4'-heptylaniline (5O.7). Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy, 2010, 75(5): 1480-1485 (doi: 10.1016/j.saa.2010.02.002).
  • Ivanov V.I., Minchenkova L.E., Schyolkina A.K., Poletayev A.I. Different conformations of dou-ble stranded nucleic acids in solution as revealed by circular dichroism. Biopolymers, 1973, 12(1): 89-100 (doi: 10.1002/bip.1973.360120109).
  • Noy A., Pérez A., Laughton C.A., Orozco M. Theoretical study of large conformational transitions in DNA: the B ↔ A conformational change in water and ethanol/water. Nucleic Acids Research, 2007, 35(10): 3330-3338 (doi: 10.1093/nar/gkl1135).
  • Zhang H., Fu H., Shao X., Dehez F., Chipot C., Cai W. Changes in microenvironment modulate the B- to A-DNA transition. Journal of Chemical Information and Modeling, 2019, 59(5): 2324-2330 (doi: 10.1021/acs.jcim.8b00885).
  • Alden C.J., Kim S.-H. Solvent-accessible surfaces of nucleic acids. Journal of Molecular Biology, 1979, 132(3): 411-434 (doi: 10.1016/0022-2836(79)90268-7).
  • Borukhov S., Lee J. RNA polymerase structure and function at lac operon. Comptes Rendus Biologies, 2005, 328(6): 576-587 (doi: 10.1016/j.crvi.2005.03.007).
  • Sendy B., Lee D.J., Busby S.J., Bryant J.A. RNA polymerase supply and flux through the lac operon in Escherichia coli. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences, 2016, 371(1707): 20160080 (doi: 10.1098/rstb.2016.0080).
  • Rajendran V., Kalita P., Shukla H., Kumar A., Tripathi T. Aminoacyl-tRNA synthetases: Struc-ture, function, and drug discovery. International Journal of Biological Macromolecules, 2018, 111: 400-414 (doi: 10.1016/j.ijbiomac.2017.12.157).
  • McPherson A., Jurnak F., Wang A., Kolpak F., Rich A. The structure of a DNA unwinding protein and its complexes with oligodeoxynucleotides by X-ray diffraction. Biophysical Journal, 1980, 32(1): 155-173 (doi: 10.1016/S0006-3495(80)84931-9).
  • Young T.-S., Kim S.-H., Modrich P., Beth A., Jay E. Preliminary X-ray diffraction studies of EcoRI restriction endonuclease-DNA complex. Journal of Molecular Biology, 1981, 145(3): 607-610 (doi: 10.1016/0022-2836(81)90548-9).
  • Ruff M., Cavarelli J., Mikol V., Lorber B., Mitschler A., Giege R., Thierry J.C., Moras D. A high-resolution diffracting crystal form of the complex between yeast tRNAAsp and aspartyl-tRNA synthetase. Journal of Molecular Biology, 1988, 201(1): 235-236 (doi: 10.1016/0022-2836(88)90450-0).
  • Havrylenko S., Mirande M. Aminoacyl-tRNA synthetase complexes in evolution. International Journal of Molecular Sciences, 2015, 16(3): 6571-6594 (doi: 10.3390/ijms16036571).
  • Stasyuk O.A., Jakubec D., Vondrášek J., Hobza P. Noncovalent interactions in specific recogni-tion motifs of protein-DNA complexes. Journal of Chemical Theory and Computation, 2017, 13(2): 877-885 (doi: 10.1021/acs.jctc.6b00775).
  • von Hippel P.H., McGhee J.D. DNA-protein interactions. Annual Review of Biochemistry, 1972, 41(10): 231-300 (doi: 10.1146/annurev.bi.41.070172.001311).
  • Nucleic acid-protein recognition /H.J. Vogel (ed.). Academic Press, New York, 1977.
  • Helene C., Maurizot J.-C. Interactions of oligopeptides with nucleic acids. CRC Critical Reviews in Biochemistry, 1981, 10(3): 213-258 (doi: 10.3109/10409238109113600).
  • Pabo C.O., Sauer R.T. Protein-DNA recognition. Annual Review of Biochemistry, 1984, 53: 293-321 (doi: 10.1146/annurev.bi.53.070184.001453).
  • Blace C.C.F., Oatley S.J. Protein-DNA and protein-hormone interactions in prealbumin: a model of the thyroid hormone nuclear receptor? Nature, 1977, 268(5616): 115-120 (doi: 10.1038/268115a0).
  • Schulz G.E., Schirmer H. Principles of protein structure. Springer Verlag, New York, 1979.
  • Bochkarev A., Bochkareva E. From RPA to BRCA2: lessons from single-stranded DNA binding by the OB-fold. Current Opinion in Structural Biology, 2004, 14(1): 36-42 (doi: 10.1016/j.sbi.2004.01.001).
  • Ishibashi K., Ishikawa M. Template selection by replication protein of tobacco mosaic virus. Uirusu, 2014, 64(1): 3-10 (doi: 10.2222/jsv.64.3) (In Japanese).
  • Ruszkowski M., Dauter Z. Structures of Medicago truncatula L-histidinol dehydrogenase show rearrangements required for NAD+ binding and the cofactor positioned to accept a hydride. Scientific Reports, 2017, 7: 10476 (doi: 10.1038/s41598-017-10859-0).
  • Oliver A.W., Bogdarina I., Schroeder E., Taylor I.A., Kneale G.G. Preferential binding of fd gene 5 protein to tetraplex nucleic acid structures. Journal of Molecular Biology, 2000, 301(3): 575-584 (doi: 10.1006/jmbi.2000.3991).
  • Persil O., Hud N.V. Harnessing DNA intercalation. Trends in Biotechnology, 2007, 25(10): 433-436 (doi: 10.1016/j.tibtech.2007.08.003).
  • Rescifina A., Zagni C., Varrica M.G., Pistarà V., Corsaro A. Recent advances in small organic molecules as DNA intercalating agents: synthesis, activity, and modeling. European Journal of Medicinal Chemistry, 2014, 74: 95-115 (doi: 10.1016/j.ejmech.2013.11.029).
  • Portugal J., Barceló F. Noncovalent binding to DNA: still a target in developing anticancer agents. Current Medicinal Chemistry, 2016, 23(36): 4108-4134 (doi: 10.2174/0929867323666160902153511).
  • Pack G.R., Loew G. Origins of the specificity in the intercalation of ethidium into nucleic acids. A theoretical analysis. Biochimica et Biophysica Acta, 1978, 519(1): 163-172 (doi: 10.1016/0005-2787(78)90070-9).
  • Tsai C.-C., Jain S.C., Sobell H.M. Visualization of drug-nucleic acid interactions at atomic resolution. I. Structure of an ethidium/dinucleoside monophosphate crystalline complex, ethidium: 5-iodocytidylyl(3′,5′)adenosine. Journal of Molecular Biology, 1977, 114(3): 301-305 (doi: 10.1016/0022-2836(77)90252-2).
  • Lerman L.S. Structural considerations in the interaction of DNA and acridines. Journal of Mo-lecular Biology, 1961, 3: 18-30 (doi: 10.1016/S0022-2836(61)80004-1).
  • Fuller W., Warning M. A molecular model for the interaction of ethidium bromide with deoxy-ribonucleic acid. Berichte der Bunsengesellschaft für physikalische Chemie, 1964, 68(8-9): 805-809 (doi: 10.1002/bbpc.19640680830).
  • Watson J.D., Tooze J., Kurtz D.T. Recombinant DNA: a short course. Scientific American Books (W.H. Freeman), New York, 1983.
  • Warning M. Variation of the supercoils in closed circular DNA by binding of antibiotics and drugs: evidence of molecular models involving intercalation. Journal of Molecular Biology, 1970, 54(2): 247-279 (doi: 10.1016/0022-2836(70)90429-8).
  • Чесноков Ю.В., Стыранкевич Р.Г., Бурилков В.К. Эффекты лазерного излучения и бромистого этидия на препараты фаговой и растительной ДНК. Известия АН ССРМ. Серия биологических и химических наук, 1990, 6: 62-63.
  • Чесноков Ю.В., Пащенко В.М., Бурилков В.К. Нуклеазная активность прорастающей пыльцы томата и ее ингибирование. Биополимеры и клетка, 1993, 9(5): 78-82 (doi: 10.7124/bc.000376).
  • Пашенко В.М., Чесноков Ю.В., Бурилков В.К., Лысиков В.Н. Эффекты совместного действия ультрафиолетового излучения и красителей-сенсибилизаторов на прорастающую пыльцу. Известия АН РМ. Серия биологических и химических наук, 1992, 5: 19-23.
  • Пащенко В.М., Бурилков В.К., Чесноков Ю.В. Возможный механизм взаимодействия лазерного излучения и комплекса ДНК-6-меркаптопурин. Известия АН РМ. Серия биологических и химических наук, 1993, 1: 33-36.
  • Berman H.M., Stallings W., Carrell H.L., Glusker J.P., Neidle S., Taylor G., Achari A. Molecular and crystal structure of an intercalation complex: proflavine-cytidylyl-(3′,5′)-guanosine. Biopoly-mers, 1979, 18(10): 2405-2429 (doi: 10.1002/bip.1979.360181004).
  • Reddy B.S., Seshadri T.P., Sakore T.D., Sobell H.M. Visualization of drug-nucleic acid inter-actions at atomic resolution. V. Structures of two aminoacridine-dinucleoside and acridine orange-5-iodocytidylyl(3′,5′)-guanisine. Journal of Molecular Biology, 1979, 135(4): 787-812 (doi: 10.1016/0022-2836(79)90513-8).
  • Alden C.J., Arnott S. Visualization of planar drug intercalation in B-DNA. Nucleic Acids Research, 1975, 2(10): 1701-1717 (doi: 10.1093/nar/2.10.1701).
  • Davies D.B., Eaton R.J., Baranovsky S.F., Veselkov A.N. NMR investigation of the com-plexation of daunomycin with deoxytetranucleotides of different base sequence in aqueous solution. Journal of Biomolecular Structure and Dynamics, 2000, 17(5): 887-901 (doi: 10.1080/07391102.2000.10506577).
  • Hogan M., Dattagupta N., Crothers D.M. Transmission of allosteric effects in DNA. Nature, 1979, 278(5704): 521-524 (doi: 10.1038/278521a0).
  • Mondal S., Bandyopadhyay S. Flexibility of the binding regions of a protein-DNA complex and the structure and ordering of interfacial water. Journal of Chemical Information and Modeling, 2019, 59(10): 4427-4437 (doi: 10.1021/acs.jcim.9b00685).
  • Sinha S.K., Bandyopadhyay S. Conformational fluctuations of a protein-DNA complex and the structure and ordering of water around it. The Journal of Chemical Physics, 2011, 135(24): 245104 (doi: 10.1063/1.3670877).
  • Hendry L.B., Mahesh V.B., Bransome E.D. Jr., Ewing D.E. Small molecule intercalation with double stranded DNA: implications for normal gene regulation and for predicting the biological efficacy and genotoxicity of drugs and other chemicals. Mutation Research, 2007, 623(1-2): 53-71 (doi: 10.1016/j.mrfmmm.2007.03.009).
  • Tateishi-Karimata H., Sugimoto N. Biological and nanotechnological applications using interac-tions between ionic liquids and nucleic acids. Biophysical Reviews, 2018, 10(3): 931-940 (doi: 10.1007/s12551-018-0422-7).
  • Khosravifar F., Dehghan G., Bidoki S.K., Mahdavi M. DNA-binding activity and cytotoxic and cell-cycle arrest properties of some new coumarin derivatives: a multispectral and computational investigation. Luminescence, 2020, 35(1): 98-106 (doi: 10.1002/bio.3702).
  • Ashrafizadeh M., Mohammadinejad R., Samarghandian S., Yaribeygi H., Johnston T.P., Saheb-kar A. Anti-tumor effects of osthole on different malignant tissues: a review of molecular mech-anisms. Anti-Cancer Agents in Medicinal Chemistry, 2020, 20(8): 918-931 (doi: 10.2174/1871520620666200228110704).
  • Arnott S., Bond P.J., Chandrasekaran R. Visualization of an unwound DNA duplex. Nature, 1980, 287(5782): 561-563 (doi: 10.1038/287561a0).
Еще
Статья обзорная