Тканевые препараты. Рубрика в журнале - Сельскохозяйственная биология
Статья научная
Сохранение стабильности генома сельскохозяйственных животных связано с целостностью ДНК их клеток в условиях экологического неблагополучия. В настоящей работе было впервые установлено антигенотоксическое влияние гидрофильной криофракции селезенки крупного рогатого скота (ГКСК) в печени и костном мозге, а также антиапоптотическое действие ГКСК, липофильной криофракции селезенки крупного рогатого скота (ЛКСК) и равной смеси липофильной криофракции селезенки и плаценты крупного рогатого скота (ЛКСПК) в костном мозге мышей в условиях индуцированной циклофосфамидом (ЦФ) генотоксичности. Целью работы было определение влияния гидрофильной криофракции селезенки, липофильной криофракций селезенки и смеси липофильной криофракции селезенки и плаценты крупного рогатого скота на генотоксическое действие циклофосфамида у мышей. Исследование проводили во Всероссийском научно-исследовательском ветеринарном институте патологии, фармакологии и терапии (ФГБНУ ВНИВИПФиТ) в 2025 году. Использовали фармацевтические субстанции, содержащие ГКСК, ЛКСК и ЛКСПК (ФГБНУ ВНИВИПФиТ). Экспериментальным генотоксикантом служил Эндоксан® («Baxter Oncology GmbH», Германия), содержащий в качестве действующего вещества циклофосфамид моногидрат (ЦФ). Были сформированы 11 групп лабораторных беспородных мышей-самцов (Mus albus officinarum, n = 126) с массой тела 26,0±2,0 г. В I группе (негативный контроль) животные получали однократную внутримышечную и внутрибрюшинную инъекцию изотонического раствора хлорида натрия в объеме соответственно 0,1 и 0,5 мл (n = 6). Мыши во II, III и IV группах получали однократную внутримышечную инъекцию соответственно ГКСК, ЛКСК и ЛКСПК в дозе 0,5 мл/кг и объеме 0,1 мл (n = 12 в каждой группе). Животные в V группе выступали в качестве позитивного контроля, им однократно внутрибрюшинно вводили ЦФ в дозе 40 мг/кг и объеме 0,5 мл (n = 12). Животным в VI группе однократно внутримышечно вводили ГКСК в дозе 0,5 мл/кг и объеме 0,1 мл перед внутрибрюшинной инъекцией ЦФ в дозе 40 мг/кг и объеме 0,5 мл (n = 12). Мышам из VII и VIII групп однократно вводили соответственно ЛКСК и ЛКСПК перед введением ЦФ в дозах, аналогичных таковым в VI группе (n = 12). Животным из IX, X и XI групп трехкратно с интервалом 24 ч вводили соответственно ГКСК, ЛКСК и ЛКСПК в дозе 0,5 мл/кг и объеме 0,1 мл (n = 12 в каждой группе). Совместно с последней инъекцией исследуемой субстанции мыши однократно внутрибрюшинно получали ЦФ в дозе 40 мг/кг и объеме 0,5 мл. Животных выводили из эксперимента посредством передозировки углекислого газа в специальной камере через 6 и 24 ч после введения ЦФ. Из бедренных костей получали образцы костного мозга, также отбирали образцы печени. Ткани гомогенизировали и использовали для проведения щелочного электрофореза единичных клеток (метод ДНК-комет). Определяли содержание ДНК в «хвосте кометы» (TDNA, %) через 6 и 24 ч после инъекции ЦФ. С помощью коммерческого набора Annexin V-IF488/PI Cell Apoptosis Detection Kit («Servicebio», Китай) методом флуоресцентной микроскопии определяли долю апоптотических клеток в костном мозге через 24 ч после инъекции ЦФ. Результаты представляли в виде медианы и межквартильного интервала — Me (IQR). Однократное введение ГКСК снижало TDNA на 30,3 % до 18,7 (9,92) % (p < 0,05) и на 27,9 % до 28,5 (19,48) % (p < 0,05) в костном мозге через 6 и 24 ч после введения ЦФ относительно группы позитивного контроля — 26,8 (5,39) и 39,5 (7,11) %. Трехкратная инъекция ГКСК приводила к уменьшению TDNA на 57,3 % до 15,8 (20,29) % (p < 0,05) и 35,5 % до 35,4 (1,57) % (p < 0,05) в печени через 6 и 24 ч относительно группы позитивного контроля — соответственно 37,0 (5,28) и 55,0 (4,69) %. Курсовое введение ГКСК, ЛКСК, ЛКСПК перед ЦФ вызывало значимое снижение доли апоптотических клеток соответственно на 34,3; 45,7; 34,3 % (p < 0,05) относительно группы позитивного контроля — 17,5 (4,00) %. Полученные данные свидетельствуют об антигенотоксическом действии ГКСК и антиапоптотическом влиянии исследуемых субстанций в условиях индуцированной ЦФ цитотоксичности, которые, вероятно, проявляются благодаря антиоксидантному и иммуномодулирующему действию.
Бесплатно
Исследование антимутагенного действия гидрофильной криофракции селезенки крупного рогатого скота
Статья научная
Высокие производственные нагрузки и ухудшение экологической обстановки приводят к усилению действия различных факторов, которые способны вызывать мутации в клетках сельскохозяйственных животных. Накопление мутаций приводит к возникновению заболеваний, нарушению иммунных функций, снижению набора массы, частичной или полной стерильности, потере ценных признаков породы, вызывает гибель, а также отражается на следующих поколениях. Одним из способов снижения накопления повреждений ДНК в организме считают применение препаратов, обладающих антимутагенным действием. Фармакологические субстанции, полученные из тканей животных, например селезенки крупного рогатого скота (КРС), могут стать перспективной основой для препаратов с такими свойствами. В настоящей работе впервые установлено антимутагенное действие гидрофильной криофракции селезенки КРС на клетки костного мозга мышей, а также ДНК-защитное действие по отношению к митохондриальной ДНК (мтДНК) печени мышей в условиях цитогенетической нестабильности, индуцированной экспериментальным мутагеном митомицином С. Также показано влияние гидрофильной криофракции селезенки КРС на некоторые маркеры окислительного стресса в клетках печени мышей при введении животным митомицина С. Целью работы было определение влияния гидрофильной криофракции селезенки крупного рогатого скота на цитогенетическую стабильность клеток костного мозга и целостность мтДНК печени мышей, а также оценка ее антимутагенного и ДНК-протекторного действия на мышах с индуцированной митомицином С (ММС) цитогенетической нестабильностью. Гидрофильная криофракция селезенки КРС (ГКСК) была получена в ФГБНУ ВНИВИПФиТ. Положительным контролем служил препарат Митомицин С Киова («Kyowa Hakko Kogyo Co., Ltd», Япония), содержащий в качестве действующего вещества митомицин. Опыты проводили в 2024 году. Использовали самцов белых беспородных мышей (Mus albus officinarum) (n = 30) с массой тела 26,0±2,0 г. Были сформированы пять групп животных (n = 6). В I группе (отрицательный контроль) животным однократно внутримышечно вводили стерильный изотонический раствор хлорида натрия в объеме 0,1 мл. Во II группе мыши получали однократно внутримышечную инъекцию ГКСК в дозе 0,5 мл/кг в объеме 0,1 мл. Животным III группы вводили 3-кратно внутримышечно с интервалом в 24 ч ГКСК в дозе 0,5 мл/кг в объеме 0,1 мл и совместно с последней инъекцией ГКСК однократно внутрибрюшинно ММС в дозе 10 мг/кг в объеме 0,5 мл. Животным IV группы вводили внутримышечно однократно ГКСК в дозе 0,5 мл/кг в объеме 0,1 мл и однократно внутрибрюшинно ММС аналогично III группе. Мыши из V группы (положительный контроль) получали однократно интраперитонеально ММС в дозе 10 мг/кг в объеме 0,5 мл. Мышей выводили из эксперимента через 24 ч после последней инъекции посредством передозировки углекислого газа в специальной камере. Для исследования частоты полихроматофильных эритроцитов (ПХЭ) с микроядрами (микроядерного теста) клетки костного мозга из бедренных костей добавляли к инактивированной фетальной телячьей сыворотке («БиолоТ», Россия) и наносили на предметные стекла, далее препараты высушивали и окрашивали по Папенгейму. Исследовали частоту ПХЭ с микроядрами на 1000 ПХЭ, также учитывали отношение ПХЭ к нормохромным эритроцитам (НЭ). Относительное количество повреждений в мтДНК оценивали методом qPCR. Для этого выделяли тотальную ДНК из 25 мг гомогенизированной печени мышей при помощи набора ПРОБА-ГС («ДНК-технология», Россия). Расчет повреждений мтДНК проводили в участках, кодирующих 12S и 16S рРНК (12S-16S) и ген ND5 (ND5). Суммарное относительное содержание внутриклеточных активных форм кислорода (АФК) определяли с помощью клеточного зонда - 2´,7´-дихлордигидрофлуоресцеиндиацетата («Sigma-Aldrich», США), который, окисляясь внутри живых клеток, образует флуоресцирующую форму (DCF), детектируемую с помощью спектрофлуориметра RF-5301 («Shimadzu», Япония). Содержание внутриклеточных АФК оценивали в суспензии клеток печени мышей (3×106 кл/мл). Концентрацию малоновогодиальдегида (МДА) определяли в гомогенате печени мышей с помощью спектрофотометра UV-1700 («Shimadzu», Япония) по окрашиванию раствора при l = 535 нм триметиновым комплексом. В результате экспериментов мы не обнаружили значимых отличий от негативного контроля всех исследуемых параметров у мышей из II группы. Так во II группе частота ПХЭ с микроядрами составляла 0,41±0,080 %, количество повреждений мтДНК во фрагментах 12S-16S и ND5 - соответственно 0,0±0,92 и 2,2±0,45. Введение ММС в V группе приводило к увеличению частоты ПХЭ с микроядрами в костном мозге мышей до 11,20±1,000 %. Количество повреждений мтДНК печени возрастало до 4,1±0,44 и 4,2±0,30 во фрагментах 12S-16S и ND5, что сопровождалось увеличением содержания внутриклеточных АФК до 314,0±44,20 отн. ед и концентрации МДА до 1,7±0,15 мкмоль/г.
Бесплатно
Статья научная
Коррекция морфофункциональной незрелости телят с признаками антенатальной гипотрофии и коморбидными патологиям остается одной из актуальных проблем в животноводстве. Структурно-функциональные изменения гемоглобина (Hb) служат важными диагностическими критериями физиологического состояния животного в процессе роста. У телят-гипотрофиков наблюдается нарушение обменных процессов и кислородтранспортной функции крови, что способно приводить к замедлению замены фетального гемоглобина (HbF) на дефинитивный гемоглобин взрослых животных (HbA). Коррекция таких состояний с помощью различных препаратов и механизмы их действия продолжают оставаться предметом изучения. Мы впервые выявили влияние препарата интерамин, содержащего гидрофильную криофракцию селезенки крупного рогатого скота, рекомбинантные видоспецифичные (бычьи) альфа- и гамма-интерфероны (IFN-α и IFN-γ) и витамины А, Е, на состояние кроветворной системы у телят-гипотрофиков, которое оценивали по спектральным характеристикам гемоглобина в гемолизате периферической крови. Содержание фетального гемоглобина в крови телят определяли спектрофотометрически по локальным максимумам светопоглощения растворов гемоглобина в ультрафиолетовом диапазоне. С использованием базы данных Uniprot проведен сравнительный анализ ароматических аминокислотных остатков в первичной структуре β- и γ-субъединиц гемоглобинов Bos taurus и установлено различие в количественном содержании триптофана в обеих молекулах. В результате исследования впервые установлены изменения максимумов светопоглощения в УФ-диапазоне гемоглобина телят-гипотрофиков при применении интерамина. При подкожном введении новорожденным телятам-гипотрофикам интерамина в дозе 1 мл/10 кг массы животного впервые зарегистрировано смещение локального максимума светопоглощения гемоглобина в УФ-диапазоне от 270 нм к 275 нм. При этом такое изменение локальных максимумов наблюдалось уже на 7-е сут у телят-гипотрофиков, которым начали вводить комплексный препарат, в то время как применение препарата сравнения - Биферона-Б телятам-гипотрофикам по такой же схеме индуцировало смещение локального максимума светопоглощения гемоглобина только к 30-м сут неонатального развития и не наблюдалось к этому времени у телят-гипотрофиков без применения препаратов. Основываясь на данных литературы, предложен гипотетический механизм обнаруженных явлений. Возможно, что интерамин благодаря иммуномодулирующему эффекту ускоряет замещение фетального гемоглобина на дефинитивный у телят-гипотрофиков и оказывает корректирующее действие на кислородтранспортную функцию крови.
Бесплатно
