Антиоксидантная система защиты в симбиотических клубеньках бобовых растений

Автор: Иванова К.А., Цыганов В.Е.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Агросистемы будущего

Статья в выпуске: 5 т.52, 2017 года.

Бесплатный доступ

В результате взаимодействия бобовых растений с почвенными бактериями (ризобиями) на их корнях образуются азотфиксирующие клубеньки. В основе развития клубенька лежит обмен сигнальными молекулами, благодаря которому происходит скоординированная экспрессия генов обоих партнеров. Процесс сопровождается дифференцировкой как растительных клеток, так и бактериальных. Это приводит к формированию инфицированных растительных клеток, заполненных специализированными для азотфиксации формами ризобий - бактероидами. Бактероид отделен от цитоплазмы растительной клетки перибактероидной мембраной, образуя органеллоподобную структуру - симбиосому (A.V. Tsyganova с соавт., 2017). Главная функция симбиотического клубенька заключается в создании микроаэрофильных условий для функционирования в ризобиях основного фермента азотфиксации - нитрогеназы, которая крайне чувствительна к кислороду. В то же время следует отметить, что азотфиксирующие клубеньки отличаются высокой степенью продукции активных форм кислорода (АФК) и азота (АФА). Они образуются в результате автоокисления леггемоглобина в цитоплазме, окисления нитрогеназы и ферредоксина в симбиосомах, функционирования транспортных цепей электронов в митохондриях, симбиосомах, пероксисомах (C. Chang с соавт., 2009). АФК и АФА также вовлечены в различные сигнальные пути, поэтому антиоксидантная система в клубеньке должна поддерживать их концентрацию на определенном уровне (C.W. Ribeiro с соавт., 2015). Большинство антиоксидантов, присутствующих в других органах растений, обнаруживаются и в клубеньках, однако в большей концентрации, что, вероятно, связано с высокой интенсивностью процессов, ассоциированных с биологической азотфиксацией. Это ферменты супероксиддисмутаза, аскорбатпероксидаза, глутатионпероксидаза, пероксиредоксины и ряд других, а также неферментативные элементы, в первую очередь аскорбиновая кислота и глутатион, присутствующие в клубеньке в миллимолярных концентрациях (M. Becana с соавт., 2010). Кроме того, у представителей семейства Fabaceae обнаружен уникальный гомолог глутатиона - гомоглутатион, способный не только выполнять сходные функции, но также проявлять специфичность действия. До сих пор не ясно, почему некоторые бобовые приобрели способность синтезировать два различных тиоловых соединения и нуждаются в двойном механизме регуляции клеточного цикла, включающем его активацию глутатионом и ингибирование цитокинеза гомоглутатионом (T. Pasternak с соавт., 2014). В настоящее время показано, что увеличение количества глутатиона приводит к повышению эффективности фиксации азота, тогда как аналогичных данных для гомоглутатиона не получено. Поскольку для функционирования клубенька необходим баланс в соотношении глутатиона и гомоглутатиона, повышение азотфиксации за счет модификации содержания этих тиолов представляется нетривиальной задачей. Более того, необходимо учитывать влияние других компонентов антиоксидантной системы. Следует отметить, что в функционировании азотфиксирующего клубенька важную роль играют и антиоксиданты ризобий (C.W. Ribeiro с соавт., 2015). В настоящем обзоре мы рассмотрели основные компоненты растительной антиоксидантной системы в клубеньке. Более глубокое понимание механизмов ее функционирования необходимо для повышения эффективности биологической азотфиксации.

Еще

Симбиотический клубенек, антиоксиданты, окислительно-восстано-вительный потенциал, глутатион, гомоглутатион, аскорбат, аскорбат-глутатионовый цикл, тиоловые пероксидазы, редоксины, супероксиддисмутазы

Короткий адрес: https://sciup.org/142213849

IDR: 142213849   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2017.5.878rus

Список литературы Антиоксидантная система защиты в симбиотических клубеньках бобовых растений

  • Guinel F.C., Geil R.D. A model for the development of the rhizobial and arbuscular mycorrhizal symbioses in legumes and its use to understand the roles of ethylene in the establishment of these two symbioses. Can. J. Bot., 2002, 80(7): 695-720 ( ) DOI: 10.1139/b02-066
  • Tsyganov V.E., Voroshilova V.A., Priefer U.B., Borisov A.Y., Tikhonovich I.A. Genetic dissection of the initiation of the infection process and nodule tissue development in the Rhizobium-pea (Pisum sativum L.) symbiosis. Ann. Bot., 2002, 89(4): 357-366 ( ) DOI: 10.1093/aob/mcf051
  • Popp C., Ott T. Regulation of signal transduction and bacterial infection during root nodule symbiosis. Curr. Opin. Plant Biol., 2011, 14(4): 458-467 ( ) DOI: 10.1016/j.pbi.2011.03.016
  • Kawaharada Y., Kelly S., Nielsen M.W., Hjuler C.T., Gysel K., Muszyński A., Carlson R.W., Thygesen M.B., Sandal N., Asmussen M.H., Vinther M., Andersen S.U., Krusell L., Thirup S., Jensen K.J., Ronson C.W., Blaise M., Radutoiu S., Stougaard J. Receptor-mediated exopolysaccharide perception controls bacterial infection. Nature, 2015, 523: 308-312 ( ) DOI: 10.1038/nature14611
  • Цыганова А.В., Китаева А.Б., Бревин Н.Дж., Цыганов В.Е. Клеточные механизмы развития симбиотических клубеньков у бобовых растений. Сельскохозяйственная биология, 2011, 3: 34-40.
  • Guinel F.C. Getting around the legume nodule: I. The structure of the peripheral zone in four nodule types. Botany, 2009, 87: 1117-1138 ( ) DOI: 10.1139/B09-074
  • Tsyganova A.V., Kitaeva A.B., Tsyganov V.E. Cell differentiation in nitrogen-fixing nodules hosting symbiosomes. Funct. Plant Biol., 2017 ( ) DOI: 10.1071/FP16377
  • Tsyganov V.E., Voroshilova V.A., Herrera-Cervera J.A., Sanjuan-Pinilla J.M., Borisov A.Y., Tikhonovich I.A., Priefer U.B., Olivares J., Sanjuan J. Developmental downregulation of rhizobial genes as a function of symbiosome differentiation in symbiotic root nodules of Pisum sativum. New Phytol., 2003, 159: 521-530 ( ) DOI: 10.1046/j.1469-8137.2003.00823.x
  • Mergaert P., Uchiumi T., Alunni B., Evanno G., Cheron A., Catrice O., Mausset A.E., Barloy-Hubler F., Galibert F., Kondorosi A., Kondorosi E. Eukaryotic control on bacterial cell cycle and differentiation in the Rhizobium-legume symbiosis. PNAS USA, 2006, 103(13): 5230-5235 ( ) DOI: 10.1073/pnas.0600912103
  • Baudouin E., Pieuchot L., Engler G., Pauly N., Puppo A. Nitric oxide is formed in Medicago truncatula-Sinorhizobium meliloti functional nodules. Mol. Plant-Microbe Interact., 2006, 19: 970-975 ( ) DOI: 10.1094/MPMI-19-0970
  • Meakin G.E., Bueno E., Jepson B., Bedmar E.J., Richardson D.J., Delgado M.J. The contribution of bacteroidal nitrate and nitrite reduction to the formation of nitrosylleghaemoglobin complexes in soybean root nodules. Microbiology, 2007, 153: 411-419 ( ) DOI: 10.1099/mic.0.2006/000059-0
  • Horchani F., Prévot M., Boscari A., Evangelisti E., Meilhoc E., Bruand C., Raymond P., Boncompagni E., Aschi-Smiti S., Puppo A., Brouquisse R. Both plant and bacterial nitrate reductases contribute to nitric oxide production in Medicago truncatula nitrogen-fixing nodules. Plant Physiol., 2011, 155(2): 1023-1036 ( ) DOI: 10.1104/pp.110.166140
  • Cueto M., Hernández-Perera O., Martín R., Bentura M.L., Rodrigo J., Lamas S., Golvano M.P. Presence of nitric oxide synthase activity in roots and nodules of Lupinus albus. FEBS Lett., 1996, 398(2-3): 159-164 ( ) DOI: 10.1016/s0014-5793(96)01232-x
  • Becana M., Matamoros M.A., Udvardi M., Dalton D.A. Recent insights into antioxidant defenses of legume root nodules. New Phytol., 2010, 188(4): 960-976 ( ) DOI: 10.1111/j.1469-8137.2010.03512.x
  • Ribeiro C.W., Alloing G., Mandon K., Frendo P. Redox regulation of differentiation in symbiotic nitrogen fixation. Biochim. Biophys. Acta, 2015, 1850(8): 1469-1478 ( ) DOI: 10.1016/j.bbagen.2014.11.018
  • Damiani I., Pauly N., Puppo A., Brouquisse R., Boscari A. Reactive oxygen species and nitric oxide control early steps of the Legume -Rhizobium symbiotic interaction. Front. Plant Sci., 2016, 7 ( ) DOI: 10.3389/fpls.2016.00454
  • Meyer Y., Buchanan B.B., Vignols F., Reichheld J.P. Thioredoxins and glutaredoxins: unifying elements in redox biology. Annu. Rev. Genet., 2009, 43: 335-367 ( ) DOI: 10.1146/annurev-genet-102108-134201
  • Meyer Y., Belin C., Delorme-Hinoux V., Reichheld J.P., Riondet C. Thioredoxin and glutaredoxin systems in plants: molecular mechanisms, crosstalks, and functional significance. Antiox. Redox. Signal., 2012, 17: 1124-1160 ( ) DOI: 10.1089/ars.2011.4327
  • Gest N., Gautier H., Stevens R. Ascorbate as seen through plant evolution: the rise of a successful molecule? J. Exp. Bot., 2013, 64: 33-53 ( ) DOI: 10.1093/jxb/ers297
  • Foyer C.H., Noctor G. Ascorbate and glutathione: the heart of the redox hub. Plant Physiol., 2012, 155: 2-18 ( ) DOI: 10.1104/pp.110.167569
  • Noctor G., Mhamdi A., Chaouch S., Han Y., Neukermans J., Marquez-Garcia B., Queval G., Foyer C.H. Glutathione in plants: an integrated overview. Plant Cell Environ., 2012, 35: 454-484 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-3040.2011.02400.x
  • Harrison J., Jamet A., Muglia C.I., Van de Sype G., Aguilar O.M., Puppo A., Frendo P. Glutathione plays a functional role in growth and symbiotic capacity of Sinorhizobium meliloti. J. Bacteriol., 2005, 187: 168-174 ( ) DOI: 10.1128/JB.187.1.168-174.2005
  • Groten K., Vanacker H., Dutilleul C., Bastian F., Bernard S., Carzaniga R., Foyer C.H. The roles of redox processes in pea nodule development and senescence. Plant Cell Environ., 2005, 28: 1293-1304 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-3040.2005.01376.x
  • Muglia C., Comai G., Spegazzini E., Riccillo P.M., Aguilar O.M. Glutathione produced by Rhizobium tropici is important to prevent early senescence in common bean nodules. FEMS Microbiol. Lett., 2008, 286: 191-198 ( ) DOI: 10.1111/j.1574-6968.2008.01285.x
  • Цыганова А.В., Цыганов В.Е., Борисов А.Ю., Тихонович И.А., Бревин Н.Дж. Сравнительный цитохимический анализ распределения перекиси водорода у неэффективного мутанта гороха SGEFix-1 (sym40) и исходной линии SGE. Экологическая генетика, 2009, 7(3): 3-9.
  • Dalton D.A., Langeberg L., Treneman N. Correlations between the ascorbate-glutathione pathway and effectiveness in legume root nodules. Physiologia Plantarum, 1993, 87: 365-370 ( ) DOI: 10.1111/j.1399-3054.1993.tb01743.x
  • Matamoros M.A., Dalton D.A., Clemente M.R., Rubio M.C., Ramos J., Becana M. Biochemistry and molecular biology of antioxidants in the Rhizobia-Legume symbiosis. Plant Physiol., 2003, 133(2): 499-509 ( ) DOI: 10.1104/pp.103.025619
  • Chang C., Damiani I., Puppo A., Frendo P. Redox changes during the Legume-Rhizobium symbiosis. Mol. Plant, 2009, 2: 370-377 ( ) DOI: 10.1093/mp/ssn090
  • Marino D., Pucciariello C., Puppo A., Frendo P. The redox state, a referee of the legume-Rhizobia symbiotic game. Adv. Bot. Res., 2009, 52: 115-151 ( ) DOI: 10.1016/S0065-2296(10)52005-6
  • Maughan S., Foyer C.H. Engineering and genetic approaches to modulating the glutathione network in plants. Physiol. Plant., 2006, 126: 382-397 ( ) DOI: 10.1111/j.1399-3054.2006.00684.x
  • Mullineaux P.M., Rausch T. Glutathione, photosynthesis and the redox regulation of stress-responsive gene expression. Photosynth. Res., 2005, 86(3): 459-474 ( ) DOI: 10.1007/s11120-005-8811-8
  • Frendo P., Hernández-Jiménez M.J., Mathieu C., Duret L., Gallesi D., Van de Sype G., Hérouart D., Puppo A.A. Medicago truncatula homoglutathione synthetase is derived from glutathione synthetase by gene duplication. Plant Physiol., 2001, 126: 1706-1715 ( ) DOI: 10.1104/pp.126.4.1706
  • Matamoros M.A., Clemente M.R., Sato S., Asamizu E., Tabata S., Ramos J., Moran J.F., Stiller J., Gresshoff P.M., Becana M. Molecular analysis of the pathway for the synthesis of thiol tripeptides in the model legume Lotus japonicus. Mol. Plant-Microbe Interact., 2003, 16(11): 1039-1046 ( ) DOI: 10.1094/MPMI.2003.16.11.1039
  • Cairns N.G., Pasternak M., Wachter A., Cobbett C.S., Meyer A.J. Maturation of Arabidopsis seeds is dependent on glutathione biosynthesis within the embryo. Plant Physiol., 2006, 141: 446-455 ( ) DOI: 10.1104/pp.106.077982
  • Pasternak M., Lim B., Wirtz M., Hell R., Cobbett C.S., Meyer A.J. Restricting glutathione biosynthesis to the cytosol is sufficient for normal plant development. The Plant J., 2008, 53(6): 999-1012 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-313X.2007.03389.x
  • Moran J.F., Iturbe-Ormaetxe I., Matamoros M.A., Rubio M.C., Clemente M.R., Brewin N.J. Glutathione and homoglutathione synthetases of legume nodules. Cloning, expression, and subcellular localization. Plant Physiol., 2000, 124: 1381-1392 ( ) DOI: 10.1104/pp.124.3.1381
  • Clemente M.R., Bustos-Sanmamed P., Loscos J., James E.K., Pérez-Rontomé C., Navascués J. Thiol synthetases of legumes: immunogold localization and differential gene regulation by phytohormones. J. Exp. Bot., 2012, 63: 3923-3934 ( ) DOI: 10.1093/jxb/ers083
  • Pucciariello C., Innocenti G., Van de Velde W., Lambert A., Hopkins J., Clément M., Ponchet M., Pauly N., Goormachtig S., Holsters M., Puppo A. (Homo)glutathione depletion modulates host gene expression during the symbiotic interaction between Medicago truncatula and Sinorhizobium meliloti. Plant Physiol., 2009, 151(3): 1186-1196 ( ) DOI: 10.1104/pp.109.142034
  • Tada Y., Spoel S.H., Pajerowska-Mukhtar K., Mou Z., Song J., Wang C., Zuo J., Dong X. Plant immunity requires conformational charges of NPR1 via S-nitrosylation and thioredoxins. Science, 2008, 321(5891): 952-956 ( ) DOI: 10.1126/science.1156970
  • Peleg-Grossman S., Golani Y., Kaye Y., Melamed-Book N., Levine A. NPR1 protein regulates pathogenic and symbiotic interactions between Rhizobium and legumes and non-legumes. PLoS ONE, 2009, 4(12): 83-99 ( ) DOI: 10.1371/journal.pone.0008399
  • Frendo P., Harrison J., Norman C., Hernández-Jiménez M.J., Van de Sype G., Gilabert A., Puppo A. Glutathione and homoglutathione play a critical role in the nodulation process of Medicago truncatula. Mol. Plant-Microbe Interact., 2005, 18: 254-259 ( ) DOI: 10.1094/MPMI-18-0254
  • Vernoux T., Wilson R.C., Seeley K.A., Reichheld J.P., Muroy S., Brown S., Maughan S.C., Cobbett C.S., van Montagu M., Inzé D. The ROOT MERISTEMLESS1/CADMIUM SENSITIVE2 gene defines a glutathione-dependent pathway involved in initiation and maintenance of cell division during postembryonic root development. Plant Cell, 2000, 12: 97-109 ( ) DOI: 10.2307/3871032
  • Diaz-Vivancos P., Dong Y.P., Ziegler K., Markovic J., Pallardó F., Pellny T.K., Verrier P., Foyer C.H. Recruitment of glutathione into the nucleus during cell proliferation adjusts whole cell redox homeostasis in Arabidopsis thaliana and lowers the oxidative defence shield. Plant J., 2010, 64: 825-838 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-313X.2010.04371.x
  • Diaz-Vivancos P., Wolff T., Markovic J., Pallard O.F.V., Foyer C.H. A nuclear glutathione cycle within the cell cycle. Biochem. J., 2010, 431: 169-178 ( ) DOI: 10.1042/BJ20100409
  • Matamoros M.A., Moran J.F., Iturbe-Ormaetxe I., Rubio M.C., Becana M. Glutathione and homoglutathione synthesis in legume root nodules. Plant Physiol., 1999, 121: 879-888 ( ) DOI: 10.1104/pp.121.3.879
  • El Msehli S., Lambert A., Baldacci-Cresp F., Hopkins J., Boncompagni E., Smiti S.A., Hérouart D., Frendo P. Crucial role of (homo)glutathione in nitrogen fixation in Medicago truncatula nodules. New Phytol., 2011, 192(2): 496-506 ( ) DOI: 10.1111/j.1469-8137.2011.03810.x
  • Ribeiro C.W., Baldacci-Cresp F., Pierre O., Larousse M., Benyamina S., Lambert A., Hopkins J., Castella C., Cazareth J., Alloing G., Boncompagni E. Regulation of differentiation of nitrogen-fixing bacteria by microsymbiont targeting of plant thioredoxin s1. Curr. Biol., 2017, 27(2):250-256 ( ) DOI: 10.1016/j.cub.2016.11.013
  • Colville L., Sáez C.M.B., Lewis G.P., Kranner I. The distribution of glutathione and homoglutathione in leaf, root and seed tissue of 73 species across the three sub-families of the Leguminosae. Phytochemistry, 2015, 115: 175-183 ( ) DOI: 10.1016/j.phytochem.2015.01.011
  • Pasternak T., Asard H., Potters G., Jansen M.A. The thiol compounds glutathione and homoglutathione differentially affect cell development in alfalfa (Medicago sativa L.). Plant Physiol. Biochem., 2014, 74: 16-23 ( ) DOI: 10.1016/j.plaphy.2013.10.028
  • Frendo P., Gallesi D., Turnbull R., Van de Sype G., Hérouart D., Puppo A. Localisation of glutathione and homoglutathione in Medicago truncatula is correlated to a differential expression of genes involved in their synthesis. Plant J., 1999, 17: 215-219 ( ) DOI: 10.1046/j.1365-313X.1999.00367.x
  • Innocenti G., Pucciariello C., Le Gleuher M., Hopkins J., de Stefano M., Delledonne M., Puppo A., Baudouin E., Frendo P. Glutathione synthesis is regulated by nitric oxide in Medicago truncatula roots. Planta, 2007, 225: 1597-1602 ( ) DOI: 10.1007/s00425-006-0461-3
  • Loscos J., Matamoros M.A., Becana M. Ascorbate and homoglutathione metabolism in common bean nodules under stress conditions and during natural senescence. Plant Physiol., 2008, 146: 1282-1292 ( ) DOI: 10.1104/pp.107.114066
  • Tsyganov V.E., Belimov A.A., Borisov A.Y., Safronova V.I., Georgi M., Dietz K.J., Tikhonovich I.A. A chemically induced new pea (Pisum sativum) mutant SGECdt with increased tolerance to, and accumulation of, cadmium. Ann. Bot., 2007, 99(2): 227-237 ( ) DOI: 10.1093/aob/mcl261
  • Kulayeva O.A., Tsyganov V.E. Gene expression analysis of genes coding key enzymes of cadmium detoxification in garden pea symbiotic nodules. Rus. J. Genet.: Appl. Res., 2015, 5(5): 479-485 ( ) DOI: 10.1134/s207905971505007x
  • Zhao F.Y., Hu F., Han M.M., Zhang S.Y., Liu W. Superoxide radical and auxin are implicated in redistribution of root growth and the expression of auxin and cell-cycle genes in cadmium-stressed rice. Russ. J. Plant Physiol., 2011, 58: 851-863 ( ) DOI: 10.1134/S102144371105027X
  • Dalton D.A., Russell S.A., Hanus F.J., Pascoe G.A., Evans H.J. Enzymatic reactions of ascorbate and glutathione that prevent peroxide damage in soybean root nodules. PNAS USA, 1986, 83: 3811-3815 ( ) DOI: 10.1073/pnas.83.11.3811
  • Smirnoff N. Ascorbic acid: metabolism and functions of a multi-faceted molecule. Curr. Opin. Plant Biol., 2000, 3: 229-235 ( ) DOI: 10.1016/S1369-5266(00)80070-9
  • Potters G., Horemans N., Caubergs R.J., Asard H. Ascorbate and dehydroascorbate influence cell cycle progression in a tobacco cell suspension. Plant Physiol., 2000, 124: 17-20 ( ) DOI: 10.1104/pp.124.1.17
  • Arrigoni O., De Tullio M.C. Ascorbic acid: much more than just an antioxidant. Biochim. Biophys. Acta, 2002, 1569: 1-9 ( ) DOI: 10.1016/S0304-4165(01)00235-5
  • De Tullio M.C., Arrigoni O. Hopes, disillusions and more hopes from vitamin C. Cell Mol. Life Sci., 2004, 61: 209-219 ( ) DOI: 10.1007/s00018-003-3203-8
  • Wheeler G.L., Jones M.A., Smirnoff N. The biosynthetic pathway of vitamin C in higher plants. Nature, 1998, 393: 365-369 ( ) DOI: 10.1038/30728
  • Matamoros M.A., Loscos J., Coronado M.J., Ramos J., Sato S., Testillano P.S., Tabata S., Becana M. Biosynthesis of ascorbic acid in legume root nodules. Plant Physiol., 2006, 141: 1068-1077 ( ) DOI: 10.1104/pp.106.081463
  • Pignocchi C., Foyer C.H. Apoplastic ascorbate metabolism and its role in the regulation of cell signalling. Curr. Opin. Plant Biol., 2003, 6: 379-389 ( ) DOI: 10.1016/S1369-5266(03)00069-4
  • Pandey P., Singh J., Achary V., Reddy M.K. Redox homeostasis via gene families of ascorbate-glutathione pathway. Front. Environ. Sci., 2015, 3: 25 ( ) DOI: 10.3389/fenvs.2015.00025
  • Benedito V.A., Torres-Jerez I., Murray J.D., Andirankaja A., Allen S., Kakar K., Wandrey M., Verdier J., Zuber H., Ott T. A gene expression atlas of the model legume Medicago truncatula. Plant J., 2008, 55: 504-513 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-313X.2008.03519.x
  • Rahantaniaina M.S., Tuzet A., Mhamdi A., Noctor G. Missing links in understanding redox signaling via thiol/disulfide modulation: how is glutathione oxidized in plants? Front. Plant Sci., 2013, 4: 477 ( ) DOI: 10.3389/fpls.2013.00477
  • Meyer Y., Reichheld J.P., Vignois F. Thioredoxins in Arabidopsis and other plants. Photosynth. Res., 2005, 86: 419-433 ( ) DOI: 10.1007/s11120-005-5220-y
  • Ramos J., Matamoros M.A., Naya L., James E.K., Rouhier N., Sato S., Tabata S., Becana M. The glutathione peroxidase gene family of Lotus japonicus: characterization of genomic clones, expression analyses and immunolocalization in legumes. New Phytol., 2009, 181: 103-114 ( ) DOI: 10.1111/j.1469-8137.2008.02629.x
  • Matamoros M.A., Saiz A., Peñuelas M., Bustos-Sanmamed P., Mulet J.M., Barja M.V., Rouhier N., Moore M., James E.K., Dietz K.J., Becana, M. Function of glutathione peroxidases in legume root nodules. J. Exp. Bot., 2015, 66(10): 2979-2990 ( ) DOI: 10.1093/jxb/erv066
  • Groten K., Dutilleul C., van Heerden P.D.R., Vanacker H., Bernard S., Finkemeier I., Dietz K.-J., Foyer C.H. Redox regulation of peroxiredoxin and proteinases by ascorbate and thiols during pea root nodule senescence. FEBS Lett., 2006, 580: 1269-1276 ( ) DOI: 10.1016/j.febslet.2006.01.043
  • Alkhalfioui F., Renard M., Frendo P., Keichinger C., Myer Y., Gelhaye E., Hirasawa M., Knaff D.B., Ritzenhaler C., Montrichard F. A novel type of thioredoxin dedicated to symbiosis in legumes. Plant Physiol., 2008, 148: 424-435 ( ) DOI: 10.1104/pp.108.123778
  • He J., Benedito V.A., Wang M., Murray J.D., Zhao P.X., Tang Y., Udvardi M.K. The Medicago truncatula gene expression atlas web server. BMC Bioinformatics, 2009, 10(1): 441-456 ( ) DOI: 10.1186/1471-2105-10-441
  • Roux B., Rodde N., Jardinaud M.F., Timmers T., Sauviac L., Cottret L., Carrère S., Sallet E., Courcelle E., Moreau S., Debellé F. An integrated analysis of plant and bacterial gene expression in symbiotic root nodules using laser-capture microdissection coupled to RNA sequencing. Plant J., 2014, 77(6): 817-837 ( ) DOI: 10.1111/tpj.12442
  • Lee M.-Y., Shin K.-H., Kim Y.-K., Suh J.-Y., Gu Y.-Y., Kim M.-R., Hur Y.-S., Son O., Kim J.-S., Song E. Induction of thioredoxin is required for nodule development to reduce reactive oxygen species levels in soybean roots. Plant Physiol., 2005, 139: 1881-1889 ( ) DOI: 10.1104/pp.105.067884
  • Edwards E., Dixon D.P., Walbot V. Plant glutathione S-transferases: enzymes with multiple functions in sickness and in health. Trends Plant Sci., 2000, 5: 193-198 ( ) DOI: 10.1016/S1360-1385(00)01601-0
  • Dalton D.A., Boniface C., Turner Z., Lindahl A., Kim H.J., Jelinek L., Govindarajulu M., Finger R.E., Taylor C.G. Physiological roles of glutathione S-transferases in soybean root nodules. Plant Physiol., 2009, 150: 521-530 ( ) DOI: 10.1104/pp.109.136630
  • McGonigle B., Keeler S.J., Lau S.-M.C., Koeppe M.K., O'Keefe D.P. A genomics approach to the comprehensive analysis of glutathione S-transferase gene family in soybean and maize. Plant Physiol., 2000, 124: 1105-1120 ( ) DOI: 10.1104/pp.124.3.1105
  • Rubio M.C., James E.K., Clemente M.R., Bucciarelli B., Fedorova M., Vance C.P., Becana M. Localization of superoxide dismutases and hydrogen peroxide in legume root nodules. Mol. Plant-Microbe Interact., 2004, 17: 1294-1305 ( ) DOI: 10.1094/MPMI.2004.17.12.1294
  • Wisniewski J.P., Rathbun E.A., Knox J.P., Brewin N.J. Involvement of diamine oxidase and peroxidase in insolubilization of the extracellular matrix: implications for pea nodule initiation by Rhizobium leguminosarum. Mol. Plant-Microbe Interact., 2000, 13: 413-420 ( ) DOI: 10.1094/MPMI.2000.13.4.413
  • Rubio M.C., Becana M., Sato S., James E.K., Tabata S., Spaink H.P. Characterization of genomic clones and expression analysis of the three types of superoxide dismutases during nodule development in Lotus japonicus. Mol. Plant-Microbe Interact., 2007, 20: 262-275 ( ) DOI: 10.1094/MPMI-20-3-0262
  • Tejera N.A., Campos R., Sanjuán J., Lluch C. Nitrogenase and antioxidant enzyme activities in Phaseolus vulgaris nodules formed by Rhizobium tropici isogenic strains with varying tolerance to salt stress. J. Plant Physiol., 2004, 161: 329-338 ( ) DOI: 10.1078/0176-1617-01050
  • Jebara S., Jebara M., Limam F., Aouani M.E. Changes in ascorbate peroxidase, catalase, guaiacol peroxidase and superoxide dismutase activities in common bean (Phaseolus vulgaris) nodules under salt stress. J. Plant Physiol., 2005, 162: 929-936 ( ) DOI: 10.1016/j.jplph.2004.10.005
  • Furlan A.L., Bianucci E., del Carmen Tordable M., Castro S., Dietz K.J. Antioxidant enzyme activities and gene expression patterns in peanut nodules during a drought and rehydration cycle. Funct. Plant Biol., 2014, 41(7): 704-713 ( ) DOI: 10.1071/FP13311
  • Gogorcena Y., Iturbe-Ormaetxe I., Escuredo P.R., Becana M. Antioxidant defenses against activated oxygen in pea nodules subjected to water stress. Plant Physiol., 1995, 108: 753-759 ( ) DOI: 10.1104/pp.108.2.753
  • Porcel R., Barea J.M., Ruiz-Lozano J.M. Antioxidant activities in mycorrhizal soybean plants under drought stress and their possible relationship to the process of nodule senescence. New Phytol., 2003, 157: 135-143 ( ) DOI: 10.1046/j.1469-8137.2003.00658.x
  • Scandalios J.G., Guan L., Polidoros A.N. Catalases in plants: gene structure, properties, regulation, and expression. In: Oxidative stress and the molecular biology of antioxidant defense/J.G. Scandalios (ed.). Cold Spring Harbor Press, NY: 343-406.
  • Jamet A., Sigaud S., Van de Sype G., Puppo A., Hérouart D. Expression of the bacterial catalase genes during Sinorhizobium meliloti-Medicago sativa symbiosis and their crucial role during the infection process. Mol. Plant-Microbe Interact., 2003, 16(3): 217-225 ( ) DOI: 10.1094/MPMI.2003.16.3.217
  • De Lorenzo C., Lucas M.M., Vivo A., de Felipe M.R. Effect of nitrate on peroxisome ultrastructure and catalase activity in nodules of Lupinus albus L. cv. Multolupa. J. Exp. Bot., 1990, 41: 1573-1578 ( ) DOI: 10.1093/jxb/41.12.1573
  • Klapheck S. Homoglutathione: isolation, quantification and occurrence in legumes. Physiol. Plant., 1988, 74(4): 727-732 ( ) DOI: 10.1111/j.1399-3054.1988.tb02044.x
  • Jiménez-Bremont J.F., Marina M., de la Luz Guerrero-González M., Rossi F.R., Sánchez-Rangel D., Rodríguez-Kessler M., Ruiz O.A., Gárriz A. Physiological and molecular implications of plant polyamine metabolism during biotic interactions. Front. Plant. Sci., 2014, 5: 95 ( ) DOI: 10.3389/fpls.2014.00095
  • Iturbe-Ormaetxe I., Matamoros M.A., Rubio M.C., Dalton D.A., Becana M. The antioxidants of legume nodule mitochondria. Mol. Plant-Microbe Interact., 2001, 14(10): 1189-1196 ( ) DOI: 10.1094/MPMI.2001.14.10.1189
Еще
Статья обзорная