Биоразнообразие и метаболические функции микробиома рубца у молочных коров в разные физиологические периоды

Автор: Лаптев Г.Ю., Йылдырым Е.А., Дуняшев Т.П., Ильина Л.А., Тюрина Д.Г., Филиппова В.А., Бражник Е.А., Тарлавин Н.В., Дубровин А.В., Новикова Н.И., Большаков В.Н., Пономарева Е.С.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Генетика и геномика

Статья в выпуске: 4 т.56, 2021 года.

Бесплатный доступ

В условиях интенсификации скотоводства негативное влияние на микробиоту рубца и, как следствие, на физиологию крупного рогатого скота оказывает совокупность стресс-факторов, в частности экстремально высокая молочная продуктивность, несогласованность нейрогуморальной и гормональной регуляции потребления корма и синтеза молока, отрицательный энергетический баланс, использование кормов, содержащих избыточное количество крахмала. В представленной работе впервые показано, что физиологические периоды у молочного скота - это важный фактор, определяющий относительное изобилие неатрибутируемых бактерий из кандидатных семейств vadinBE97 и WCHB1-41, функции которых практически не изучены. Наиболее выраженные изменения метаболического потенциала микробиоты, а именно угнетение различных типов обмена веществ в химусе рубца, в частности энергетического (цикл трикарбоновых кислот), белкового, углеводного, липидного, включая синтез летучих жирных кислот (ЛЖК), наблюдаются у коров в период стабилизации и спада лактации по сравнению с сухостойными, новотельными и раздойными животными. Цель работы - изучение состава и метаболического потенциала микробиома рубца у коров молочного направления в различные физиологические периоды. Эксперимент проводили летом 2020 года в АО «Агрофирма Дмитрова Гора» (Тверская обл.) на 15 коровах (Bos taurus) молочного направления черно-пестрой голштинизированной породы 2-3-й лактации. Животные были разделены на пять групп (по n = 3): I группа - сухостойные (в среднем за 30 сут до отела), II - новотельные (среднее число дней доения - 20), III - в период раздоя (среднее число дней доения - 90), IV - в период стабилизации лактации (208-е сут лактации), V - в период спада лактации (310-е сут лактации). Рационы коров рассчитывали в программе AMTS.Cattle.Professional в соответствии с общепринятыми требованиями. Тотальную ДНК из образцов химуса рубца выделяли с использованием набора Genomic DNA Purification Kit («Fermentas, Inc.», Литва). Оценку бактериального сообщества рубца проводили методом NGS-секвенирования на платформе MiSeq («Illumina, Inc.», США) с применением праймеров для V3-V4 региона 16S рРНК. Секвенирование осуществляли с использованием реагентов для подготовки библиотек Nextera® XT IndexKit («Illumina, Inc.», США), для очистки ПЦР продуктов Agencourt AMPure XP («Beckman Coulter, Inc.», США) и для проведения секвенирования MiSeq® ReagentKit v2 (500 cycle) («Illumina, Inc.», США). Биоинформатический анализ данных выполняли с помощью программного обеспечения Qiime2 ver. 2020.8. Фильтрацию шумовых последовательностей проводили методом Deblur. Для построения филогении de novo применяли программный пакет MAFFT. Для анализа таксономии использовали справочную базу данных Silva 138 (https://www.arb-silva.de/documentation/release-138/). Реконструкцию и прогнозирование функционального содержания метагенома осуществляли при помощи программного комплекса PICRUSt2 (v.2.3.0). Для анализа метаболических путей и ферментов пользовались базой данных MetaCyc. Тотальную РНК из образцов рубцового содержимого выделяли с помощью набора Aurum Total RNA («Bio-Rad», США). На матрице РНК получали кДНК (набор iScript RT Supermix, «Bio-Rad», США). Относительную экспрессию генов Ldh-L и Ldb 0813 бактерий определяли в количественной ПЦР. Реакцию амплификации с праймерами гена Ldb 0813 , связанного с синтезом D-лактатдегидрогеназы, и L-лактатдегидрогеназы (ген Ldh-L ) проводили при помощи набора SsoAdvanced Universal SYBR Green Supermix («Bio-Rad», США). В результате 16S метагеномного секвенирования содержимого рубца показано снижение α-разнообразия бактериальной микробиоты у коров из IV и V групп (р ≤ 0,05). Обнаружены 12 суперфилумов и филумов микроорганизмов. Суперфилум Bacteroidota и филум Firmicutes были определены как «доминантные» бактерии рубца (соответственно до 59,94±1,86 и 46,82±14,40 % сообщества). Бактерии суперфилума Actinobacteriota полностью элиминировались из рубца лактирующих коров, присутствуя только в рубце сухостойных животных. Бактерии суперфилума Armatimonadota исчезали из рубца новотельных коров и животных в период стабилизации лактации, филума Chloroflexi - в периоды раздоя и стабилизации лактации. Выявлены существенные различия между животными по 8 бактериальным семействам, в том числе Muribaculaceae , Prevotellaceae , Erysipelatoclostridiaceae , Oscil-lospiraceae , Ruminococcaceae , Saccharimonadaceae , кандидантым семействам WCHB1-41, vadinBE97. Обнаружено появление в составе микробиома коров в новотельный период и персистирование в последующие периоды лактации родов Asteroleplasma , Sharpea , Moryella , Oribacterium , Shuttleworthia . Эти бактерии отсутствовали в составе микробиома рубца в период сухостоя. Предсказанный функциональный потенциал 17 метаболических путей микробиома различался (р ≤ 0,01) у коров из разных опытных групп.

Еще

Микробиом рубца, жвачные, молочные коровы, рационы, крахмал, клетчатка, ngs-секвенирование, picrust2, metacyс, метаболические пути

Короткий адрес: https://sciup.org/142231398

IDR: 142231398   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2021.4.619rus

Список литературы Биоразнообразие и метаболические функции микробиома рубца у молочных коров в разные физиологические периоды

  • Bergman E. Energy contributions of volatile fatty acids from the gastrointestinal tract in various species. Physiological Reviews, 1990, 70(2): 567-590 (doi: 10.1152/physrev.1990.70.2.567).
  • Koike S., Kobayashi Y. Fibrolytic rumen bacteria: their ecology and functions. Asian-Australasian Journal of Animal Sciences, 2009, 22(1): 131-138 (doi: 10.5713/ajas.2009.r.01).
  • Ильина Л.А. Изучение микрофлоры рубца крупного рогатого скота на основе молекулярно-биологического метода T-RFLP с целью разработки способов ее оптимизации. Канд. диc. Дубровицы, 2012.
  • McCann J.C., Wickersham T.A., Loor J.J. Rumen microbiome and its relationship with nutrition and metabolism. Bioinformatics and Biology Insights, 2014, 8(8): 109-125 (doi: 10.4137/BBI.S15389).
  • Creevey C.J., Kelly W.J., Henderson G., Leahy S.C. Determining the culturability of the rumen bacterial microbiome. Microbial Biotechnology, 2014, 7(5): 467-479 (doi: 10.1111/1751-7915.12141).
  • Akin D., Borneman W., Windham W. Rumen fungi: morphological types from Georgia cattle and the attack on forage cell walls. Biosystems, 1988, 21(3-4): 385-391 (doi: 10.1016/0303-2647(88)90037-8).
  • Janssen P.H., Kirs M. Structure of the archaeal community of the rumen. Applied and Environmental Microbiology, 2008, 74(12): 3619-3625 (doi: 10.1128/AEM.02812-07).
  • Qumar M., Khiaosa-ard R., Pourazad F., Wetzels S., Klevenhusen F., Kandler W., Aschenbach J., Zebeli Q. Evidence of in vivo absorption of lactate and modulation of short chain fatty acid absorption from the reticulorumen of non-lactating cattle fed high concentrate diets. PLoS ONE 11(10): e0164192 (doi: 10.1371/journal.pone.0164192).
  • Reynolds C.K., Huntington G.B., Tyrrell H.F., Reynolds P.J. Net metabolism of volatile fatty acids, d-β-hydroxybutyrate, nonesterified fatty acids, and blood gases by portal-drained viscera and liver of lactating Holstein cows. Journal of Dairy Science, 1988, 71(9): 2395-2405 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(88)79824-0).
  • Aschenbach J.R., Penner G.B., Stumpff F., Gäbel G. Ruminant nutrition symposium: role of fermentation acid absorption in the regulation of ruminal pH. Journal of Animal Science, 2011, 89(4): 1092-1107 (doi: 10.2527/jas.2010-3301).
  • Penner G.B., Aschenbach J.R., Gäbel G., Rackwitz R., Oba M. Epithelial capacity for apical uptake of short chain fatty acids is a key determinant for intraruminal pH and the susceptibility to sub-acute ruminal acidosis in sheep. Journal of Nutrition, 2009, 139(9): 1714-1720 (doi: 10.3945/jn.109.108506).
  • Beauchemin K.A., Yang W.Z. Effects of physically effective fiber on intake, chewing activity, and ruminal acidosis for dairy cows fed diets based on corn silage. Journal of Dairy Science, 2005, 88(6): 2117-2129 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(05)72888-5).
  • Jouany J.-P. Optimizing rumen functions in the close-up transition period and early lactation to drive dry matter intake and energy balance in cows. Animal Reproduction Science, 2006, 96(3-4): 250-264 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2006.08.005).
  • Zebeli Q., Aschenbach J.R., Tafaj M., Boghun J., Ametaj B.N., Drochner W. Invited review: Role of physically effective fiber and estimation of dietary fiber adequacy in high-producing dairy cattle. Journal of Dairy Science, 2012, 95(3): 1041-1056 (doi: 10.3168/jds.2011-4421).
  • Steele M.A., Schiestel C., AlZahal O., Dionissopoulos L., Laarman A.H., Matthews J.C., McBride B.W. The periparturient period is associated with structural and transcriptomic adaptions of rumen papillae in dairy cattle. Journal of Dairy Science, 2015, 98(4): 2583-2595 (doi: 10.3168/jds.2014-8640).
  • Dieho K., Dijkstra J., Klop G., Schonewille J.T., Bannink A. Changes in rumen microbiota composition and in situ degradation kinetics during the dry period and early lactation as affected by rate of increase of concentrate allowance. Journal of Dairy Science, 2017, 100(4): 2695-2710 (doi: 10.3168/jds.2016-11982 ).
  • Henderson G., Cox F., Ganesh S. Jonker A., Young W., Janssen P.H. Rumen microbial community composition varies with diet and host, but a core microbiome is found across a wide geographical range. Scientific Reports, 2015, 5(1): 14567 (doi: 10.1038/srep14567).
  • Kumar S., Indugu N., Vecchiarelli B., Pitta D.W. Associative patterns among anaerobic fungi, methanogenic archaea, and bacterial communities in response to changes in diet and age in the rumen of dairy cows. Frontiers in Microbiology, 2015, 6(6): 781 (doi: 10.3389/fmicb.2015.00781).
  • Rukkwamsuk T., Kruip T.A. Meijer G.A., Wensing T. Hepatic fatty acid composition in periparturient dairy cows with fatty liver induced by intake of a high energy diet in the dry period. Journal of Dairy Science, 1999, 82(2): 280-287 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(99)75234-3).
  • Schulz K., Frahm J., Meyer U., Kersten S., Reiche D., Rehage J., Dänicke S. Effects of prepartal body condition score and peripartal energy supply of dairy cows on postpartal lipolysis, energy balance and ketogenesis: An animal model to investigate subclinical ketosis. Journal of Dairy Research, 2014, 81(3): 257-266 (doi: 10.1017/S0022029914000107).
  • Солун А.С. Петухова Е.А., Емелина Н.Т. Эффективность балансирования сахаро-протеинового отношения в летних рационах коров. Кормление сельскохозяйственных животных, 1971, 9: 201-209.
  • Топорова Л.В. Теория и практика кормления высокопродуктивных молочных коров. Ветеринария сельскохозяйственных животных, 2005, 7: 67-74.
  • Koenig M., Beauchemin K.A., Rode L.M. Effect of grain processing and silage on microbial protein synthesis and nutrient digestibility in beef cattle fed barley-based diets. Journal of Animal Science, 2003, 81(4): 1057-1067 (doi: 10.2527/2003.8141057x).
  • Pitta D., Kumar S., Vecchiarelli B., Shirley D., Bittinger K., Baker L., Ferguson J.D., Thomsen N. Temporal dynamics in the ruminal microbiome of dairy cows during the transition period. Journal of Animal Science, 2014, 92(9): 4014-4022 (doi: 10.2527/jas.2014-7621).
  • Krause K., Oetzel G. Understanding and preventing subacute ruminal acidosis in dairy herds: a review. Animal Feed Science and Technology, 2006, 126(3-4): 215-236 (doi: 10.1016/j.anifeedsci.2005.08.004).
  • Plaizier J.C., Khafi E., LiS., Gozho G.N., Krause D.O. Subacute ruminal acidosis (SARA), endotoxins and health consequences. Animal Feed Science and Technology, 2012, 172(1-2): 9-21 (doi: 10.1016/j.anifeedsci.2011.12.004).
  • Ospina P.A., Nydam D.V., Stokol T., Overton T.R. Evaluation of non-esterified fatty acids and b-hydroxybutyrate in transition dairy cattle in the north eastern United States: critical thresholds for prediction of clinical diseases. Journal of Dairy Science, 2010, 93(2): 546-554 (doi: 10.3168/jds.2009-2277).
  • McArt J.A., Nydam D.V., Oetzel R. A field trial on the effect of propylene glycol on displaced abomasum, removal from herd and reproduction in fresh cows diagnosed with subclinical ketosis. Journal of Dairy Science, 2012, 95(5): 2505-2512 (doi: 10.3168/jds.2011-4908).
  • Duffield T.F., Lissemore K.D., McBride B.W., Leslie K.E. Impact of hyperketonemia in early lactation dairy cows on health and production. Journal of Dairy Science, 2009, 92(2): 571-580 (doi: 10.3168/jds.2008-1507).
  • Ospina P.A., Nydam, D.V., Stokol T., Overton T.R. Associations of elevated non-esterified fatty acids and b-hydroxybutyrate concentrations with early lactation reproductive performance and milk production in transition dairy cattle in the north eastern United States. Journal of Dairy Science, 2010, 93(2): 1596-1603 (doi: 10.3168/jds.2009-2852).
  • Bell A. Regulation of organic nutrient metabolism during transition from late pregnancy to early lactation. Journal of Animal Science, 1995, 73(9): 2804-2819 (doi: 10.2527/1995.7392804x).
  • Roche J.R., Bell A.W., Overton T.R., Loor J.L. Nutritional management of the transition cow in the 21st century — a paradigm shift in thinking. Animal Production Science, 2013, 53(9): 1000-1023 (doi: 10.1071/AN12293).
  • Slyter L.L. Influence of acidosis on rumen function. Journal of Animal Science, 1976, 43(4): 910-929 (doi: 10.2527/jas1976.434910x).
  • Russell J.B., Hino T. Regulation of lactate production in Streptococcus bovis: a spiraling effect that contributes to rumen acidosis. Journal of Dairy Science, 1985, 68(7): 1712-1721 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(85)81017-1).
  • Шишов В.П. Липолитические и глицеринферментирующие бактерии рубца овец, содержащихся на разных рационах. Канд. дис. Боровск, 1969.
  • Пивняк И.Г., Тараканов Б.В. Микробиология пищеварения жвачных. М., 1982.
  • Тараканов Б.В. Нормальная микрофлора преджелудков жвачных. Сельскохозяйственные животные: физиологические и биохимические параметры организма. Боровск, 2002: 259-334.
  • Lima F.S., Oikonomou G., Lima S.F. Bicalho M.L.S., Ganda E.K., de Oliveira Filho J.C., Lorenzo G., Trojacanec P., Bicalho R.C. Prepartum and postpartum rumen fluid microbiomes: characterization and correlation with production traits in dairy cows. Applied and Environmental Microbiology, 2015, 81(4): 1327-1337 (doi: 10.1128/AEM.03138-14).
  • Zhong Y., Xue M., Liu J. Composition of rumen bacterial community in dairy cows with different levels of somatic cell counts. Frontiers in Microbiology, 2018, 9: 3217 (doi: 10.3389/fmicb.2018.03217).
  • Sundset M.A., Edwards J.E., Cheng Y.F., Senosiain R.S., Fraile M.N., Northwood K.S., Praesteng K.E., Glad T., Mathiesen S.D., Wright A.D. Molecular diversity of the rumen microbiome of Norwe-gian reindeer on natural summer pasture. Microbial Ecology, 2009, 57(2): 335-348 (doi: 10.1007/s00248-008-9414-7).
  • Zeng H., Guo C., Sun D., Seddik H.E., Mao S. The ruminal microbiome and metabolome alterations associated with diet-induced milk fat depression in dairy cows. Metabolites, 2019, 9(7): 154 (doi: 10.3390/metabo9070154).
  • Callahan B., McMurdie P., Holmes S. Exact sequence variants should replace operational taxonomic units in marker-gene data analysis. The ISME Journal, 2017, 11(12): 2639-2643 (doi: 10.1038/ismej.2017.119).
  • Zeka F., Vanderheyden K., De Smet E., Cuvelier C.A., Mestdagh P., Vandesompele J. Straightforward and sensitive RT-qPCR based gene expression analysis of FFPE samples. Scientific Reports, 2016, 6: 21418 (doi: 10.1038/srep21418).
  • Livak K.J., Schmittgen T.D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2-ΔΔCT method. Methods, 2001, 25(4): 402-408 (doi: 10.1006/meth.2001.1262).
  • Kim E.J., Huws S.A., Lee M.R.F., Scollan N.D. Dietary transformation of lipid in the rumen microbial ecosystem. Asian-Australasian Journal of Animal Sciences, 2009, 22(9): 1341-1350 (doi: 10.5713/ajas.2009.r.11).
  • Калашников А.П., Фисинин В.И., Щеглов В.В., Первое Н.Г., Клейменов Н.И., Стрекозов Н.И., Калышцкий Б.Д., Егоров И.А., Махаев Е.А., Двалишвили В.Г, Калашников В.В., Владимиров В.Л., Груздев Н.В., Мысик А. Т., Балакирев Н.А., Фицев А.И., Кирилов М.П., Крохина В. А., Наумепко П. А., Воробьева СВ., Трухачев В.И. Злыднев Н.Э., Свиридова Т.М., Левахин В.И., Галиев Б.Х., Арилов А.Н., Бугдаев И.Э. Нормы и рационы кормления сельскохозяйственных животных. М., 2003.
  • Макарцев Н.Г. Кормление сельскохозяйственных животных. Калуга, 2012.
  • Некрасов Р.В., Головин А.В., Махаев Е.А., Аникин А.С., Первов Н.Г., Стрекозов Н.И., Мысик А.Т., Дуборезов В.М., Чабаев М.Г., Фомичев Ю.П., Гусев И.В. Нормы потребностей молочного скота и свиней в питательных веществах. М., 2018.
  • Reese A.T., Dunn R.R. Drivers of microbiome biodiversity: a review of general rules, feces, and ignorance. mBio, 2018, 9(4): e01294-18 (doi: 10.1128/mBio.01294-18).
  • Bach A., López-García A., González-Recio O., Elcoso G., Fàbregas F., Chaucheyras-Durand F., Castex M. Changes in the rumen and colon microbiota and effects of live yeast dietary supplementation during the transition from the dry period to lactation of dairy cows. Journal of Dairy Science, 2019, 102(7): 6180-6198 (doi: 10.3168/jds.2018-16105).
  • Robinson C.J., Young V.B. Antibiotic administration alters the community structure of the gastrointestinal microbiota. Gut Microbes, 2010, 1(4): 279-284 (doi: 10.4161/gmic.1.4.12614).
  • Duvallet C., Gibbons S.M., Gurry T., Irizarry R.A., Alm E.J. Meta-analysis of gut microbiome studies identifies disease-specific and shared responses. Nature Communications, 2017, 8(1): 1784 (doi: 10.1038/s41467-017-01973-8).
  • Fernando S.C., Purvis H.T., Najar F.Z., Sukharnikov L.O., Krehbiel C.R., Nagaraja T.G., Roe B.A., DeSilva U. Rumen microbial population dynamics during adaptation to a high-grain diet. Applied and Environmental Microbiology, 2010, 76(22): 7482-7490 (doi: 10.1128/AEM.00388-10).
  • Qiu Q., Gao C., ur Rahman M.A., Cao B., Su H. Digestive ability, physiological characteristics, and rumen bacterial community of holstein finishing steers in response to three nutrient density diets as fattening phases advanced. Microorganisms, 2020, 8(3): 335 (doi: 10.3390/microorganisms8030335).
  • Lewin G.R., Carlos C., Chevrette M.G., Horn H.A., McDonald B.R., Stankey R.J., Fox B.G., Currie C.R. Evolution and ecology of Actinobacteria and their bioenergy applications. Annual Review of Microbiology, 2016, 70(1): 235-254 (doi: 10.1146/annurev-micro-102215-095748).
  • Berlemont R., Martiny A.C. Phylogenetic distribution of potential cellulases in bacteria. Applied and Environmental Microbiology, 2013, 79(5): 1545-1554 (doi: 10.1128/AEM.03305-12).
  • Wertz J.T., Kim E., Breznak J.A., Schmidt T.M., Rodrigues J.L. Genomic and physiological characterization of the Verrucomicrobia isolate Geminisphaera colitermitum gen. nov., sp. nov., reveals microaerophily and nitrogen fixation genes. Applied and Environmental Microbiology, 2012, 78(5): 1544-1555 (doi: 10.1128/AEM.06466-11).
  • Dunfield P.F., Yuryev A., Senin P., Smirnova A.V., Stott M.B., Hou S., Ly B., Saw J.H., Zhou Z., Ren Y., Wang J., Mountain B.W., Crowe M.A., Weatherby T.M., Bodelier P.L.E., Liesack W., Feng L., Wang L., Alam M. Methane oxidation by an extremely acidophilic bacterium of the phylum Verrucomicrobia. Nature, 2007, 450(7171): 879-882 (doi: 10.1038/nature06411).
  • Tian R., Ning D., He Z., Zhang P., Spencer S.J., Gao S., Shi W., Wu L., Zhang Y., Yang Y., Adams B.G., Rocha A.M., Detienne B.L., Lowe K.A., Joyner D.C., Klingeman D.M., Arkin A.P., Fields M.W., Hazen T.C., Stahl D.A., Alm E.J., Zhou J. Small and mighty: adaptation of superphylum Patescibacteria to groundwater environment drives their genome simplicity. Microbiome, 2020, 8(1): 51 (doi: 10.1186/s40168-020-00825-w).
  • Flint H.J., Duncan S.H., Scott K.P., Louis P. Links between diet, gut microbiota composition and gut metabolism. Proceedings of the Nutrition Society, 2015, 74(1): 13-22 (doi: 10.1017/S0029665114001463).
  • Franke T., Deppenmeier U. Physiology and central carbon metabolism of the gut bacterium Prevotella copri. Molecular Microbiology, 2018, 109(4): 528-540 (doi: 10.1111/mmi.14058).
  • Meissner S., Hagen F., Deiner C., Günzel D., Greco G., Shen Z., Aschenbach J.R. Key role of short-chain fatty acids in epithelial barrier failure during ruminal acidosis. Journal of Dairy Science, 2017, 100(8): 6662-6675 (doi: 10.3168/jds.2016-12262).
  • Pascual J., Hahnke S., Abendroth C., Langer T., Ramm P., Klocke M., Luschnig O., Porcar M. Draft genome sequence of a new Oscillospiraceae bacterium isolated from anaerobic digestion of biomass. Microbiology Resource Announcements, 2020, 9(27): e00507-20 (doi: 10.1128/MRA.00507-20).
  • Lagkouvardos I., Lesker T.R., Hitch T.C.A., Gálvez E.J.C., Smit N., Neuhaus K., Wang J., Baines J.F., Abt B., Stecher B., Overmann J., Strowig T., Clavel T. Sequence and cultivation study of Muribaculaceae reveals novel species, host preference, and functional potential of this yet undescribed family. Microbiome, 2019, 7(1): 28 (doi: 10.1186/s40168-019-0637-2).
  • Ormerod K.L., Wood D.L., Lachner N., Gellatly S.L., Daly J.N., Parsons J.D., Dal’Molin C.G.O., Palfreyman R.W., Nielsen L.K., Cooper M.A., Morrison M., Hansbro P.M., Hugenholtz P. Genomic characterization of the uncultured Bacteroidales family S24-7 inhabiting the guts of homeothermic animals. Microbiome, 2016, 4(1): 36 (doi: 10.1186/s40168-016-0181-2).
  • Petzel J.P., McElwain M.C., DeSantis D.J., Manolukas M.V., Williams M.V., Hartman P.A., Allison M.J., Pollack J.D. Enzymic activities of carbohydrate, purine, and pyrimidine metabolism in the Anaeroplasmataceae (class Mollicutes). Archives of Microbiology, 1989, 152(4): 309-316 (doi: 10.1007/BF00425166).
  • Zhang X., Zhang S., Shi Y., Shen F., Wang H. A new high phenyl lactic acid-yielding Lactobacillus plantarum IMAU10124 and a comparative analysis of lactate dehydrogenase gene. FEMS Microbiology Letters, 2014, 356(1): 89-96 (doi: 10.1111/1574-6968.12483).
  • Yeswanth S., Kumar Y.N., Prasad U.V., Swarupa V., Koteswara rao V., Sarma P.V.G.K. Cloning and characterization of l-lactate dehydrogenase gene of Staphylococcus aureus. Anaerobe, 2013, 24: 43-48 (doi: 10.1016/j.anaerobe.2013.09.003).
  • Carlier J.P., K'ouas G., Han X.Y. Moryella indoligenes gen. nov., sp. nov., an anaerobic bacterium isolated from clinical specimens. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2007, 57(4): 725-729 (doi: 10.1099/ijs.0.64705-0).
  • Sizova M.V., Muller P.A., Stancyk D., Panikov N.S., Mandalakis M., Hazen A., Hohmann T., Doerfert S.N., Fowle W., Earl A.M., Nelson K.E., Epstein S.S. Oribacterium parvum sp. nov. and Oribacterium asaccharolyticum sp. nov., obligately anaerobic bacteria from the human oral cavity, and emended description of the genus Oribacterium. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2014, 64(8): 2642-2649 (doi: 10.1099/ijs.0.060988-0).
  • Downes J., Munson M.A., Radford D.R., Spratt D.A., Wade W.G. Shuttleworthia satelles gen. nov., sp. nov., isolated from the human oral cavity. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2002, 52(5): 1469-1475 (doi: 10.1099/00207713-52-5-1469).
  • Dewanckele L., Jeyanathan J., Vlaeminck B., Fievez V. Identifying and exploring biohydrogenating rumen bacteria with emphasis on pathways including trans-10 intermediates. BMC Microbiology, 2020, 20(1): 198 (doi: 10.1186/s12866-020-01876-7).
  • Ferlay A., Bernard L., Meynadier A., Malpuech-Brugère C., Ferlay A., Bernard L., Meynadier A., Malpuech-Brugère C. Production of trans and conjugated fatty acids in dairy ruminants and their putative effects on human health: a review. Biochimie, 2017, 141: 107-120 (doi: 10.1016/j.biochi.2017.08.006).
  • Bauman D.E., Griinari J.M. Nutritional regulation of milk fat synthesis. Annual Review of Nutrition, 2003, 23(1): 203-227 (doi: 10.1146/annurev.nutr.23.011702.073408).
  • Neubauer V., Petri R.M., Humer E., Kröger I., Reisinger N., Baumgartner W., Wagner M., Zebeli Q. Starch-rich diet induced rumen acidosis and hindgut dysbiosis in dairy cows of different lactations. Animals, 2020, 10(10): 1727 (doi: 10.3390/ani10101727).
  • Tadepalli S., Narayanan S.K., Stewart G.C., Chengappa M.M., Nagaraja T.G. Fusobacterium necrophorum: a ruminal bacterium that invades liver to cause abscesses in cattle. Anaerobe, 2009, 15(1-2): 36-43 (doi: 10.1016/j.anaerobe.2008.05.005).
  • Krebs H.A., Eggleston L.V. Metabolism of acetoacetate in animal tissues. Biochemical Journal, 1945, 39(5): 408-419.
  • Галочкина В.П. Взаимосвязь ферментов цикла Кребса и метаболизма пирувата с продуктивностью выращиваемых на мясо бычков и птицы. Канд. дис. Боровск, 2007.
  • Филиппович Ю.Б. Основы биохимии. М., 1999.
  • Begley T.P., Kinsland C., Strauss E. The biosynthesis of coenzyme A in bacteria. Vitamins and Hormones, 2001, 61: 157-171 (doi: 10.1016/S0083-6729(01)61005-7).
  • Leonardi R., Zhang Y.M., Rock C.O., Jackowski S. Coenzyme A: back in action. Progress in Lipid Research, 2005, 44(2-3): 125-153 (doi: 10.1016/j.plipres.2005.04.001).
  • Clark J.H., Davis C.L. Some aspects of feeding high producing dairy cows. Journal of Dairy Science, 1980, 63(6): 873-885 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(80)83021-9).
  • Abdo K.M., King K.W., Engel R.W. Protein quality of rumen microorganisms. Journal of Animal Science, 1964, 23(3): 734-736 (doi: 10.2527/jas1964.233734x).
  • Hilton W.M. Nutrient requirements of beef cattle (7th edn.). National Academy Press, Washington, DC, 1996 (doi: 10.17226/9791).
  • Swick R.W., Wood H.G. The role of transcarboxylation in propionic acid fermentation. Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 46(1): 28-41 (doi: 10.1073/pnas.46.1.28).
  • Wang X., Li X., Zhao C., Hu P., Chen H., Liu Z., Liu G., Wang Z. Correlation between composition of the bacterial community and concentration of volatile fatty acids in the rumen during the transition period and ketosis in dairy cows. Applied and Environmental Microbiology, 2012, 78(7): 2386‐2392 (doi: 10.1128/AEM.07545-11).
  • Smith S.E., Loosli J.K. Cobalt and vitamin 12 in ruminant nutrition: a review. Journal of Dairy Science, 1957, 40(10): 1215-1227 (doi: 10.3168/JDS.S0022-0302(57)94618-0).
  • Lawrence J.G., Roth J.R. Evolution of coenzyme B(12) synthesis among enteric bacteria: evidence for loss and reacquisition of a multigene complex. Genetics, 1996, 142(1): 11-24.
  • Gebreyesus G., Difford G.F., Buitenhuis B., Lassen J., Noel S.J., Højberg O., Plichta D.R., Zhu Z., Poulsen N.A., Sundekilde U.K., Løvendahl P., Sahana G. Predictive ability of host genetics and rumen microbiome for subclinical ketosis. Journal of Dairy Science, 2020, 103(5): 4557-4569 (doi: 10.3168/jds.2019-17824).
  • Lima J., Auffret M.D., Stewart R.D., Dewhurst R.J., Duthie C.A., Snelling T.J., Walker A.W., Freeman T.C., Watson M., Roehe R. Identification of rumen microbial genes involved in pathways linked to appetite, growth, and feed conversion efficiency in cattle. Frontiers in Genetics, 2019, 10: 701 (doi: 10.3389/fgene.2019.00701).
  • Ogunade I., Pech-Cervantes A., Schweickart H. Metatranscriptomic analysis of sub-acute ruminal acidosis in beef cattle. Animals, 2019, 9(5): 232 (doi: 10.3390/ani9050232).
  • Nocek J.E. Bovine acidosis: implications on laminitis. Journal of Dairy Science, 1997, 80(5): 1005-1028 (doi: 10.3168/jds.S0022-0302(97)76026-0).
  • Bustin S.A. Quantification of mRNA using real-time reverse transcription PCR (RT-PCR): trends and problems. Journal of Molecular Endocrinology, 2002, 29(1): 23-39 (doi: 10.1677/jme.0.0290023).
  • Huang Y., You C., Liu Z. Cloning of D-lactate dehydrogenase genes of Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus and their roles in D-lactic acid production. Biotechnology, 2017, 7(3): 194 (doi: 10.1007/s13205-017-0822-6).
  • Hernández J., Benedito J.L., Abuelo A., Castillo C. Ruminal acidosis in feedlot: from aetiology to prevention. The Scientific World Journal, 2014: 702572 (doi: 10.1155/2014/702572).
Еще
Статья научная