Динамика роста микрорастений картофеля in vitro в зависимости от концентрации питательной среды

Автор: Черемисин А.И., Золотарева З.А.

Журнал: Вестник Омского государственного аграрного университета @vestnik-omgau

Рубрика: Агрономия

Статья в выпуске: 4 (52), 2023 года.

Бесплатный доступ

Для роста и развития меристемных растений необходима сбалансированная по составу питательная среда, содержащая востребованные для морфогенеза растений макро- и микроэлементы, витамины, углеводы и регуляторы роста. Для улучшения морфометрических показателей проведена модифицикация питательной среды путем введения в нее регулятора роста, сахарозы и агара в разных концентрациях и соотношении (2 : 16 : 7; 3 : 20 : 6; 4 : 30 : 5 соответственно). Морфометрические показатели (высоту, количество и длину междоузлий, количество и длину корней) оценивали на 7-е, 14-е и 21-е сутки культивирования у сортов: Алена, Невский, Кумир, Триумф, Беллароза, Жуковский ранний. Результаты исследований показали, что наиболее благоприятной концентрацией питательной среды для роста и развития растений было соотношение 2 : 16 : 7 (МС-1), а для корнеобразования - 4 : 30 : 5 (МС-3). Больше всего междоузлий, пригодных для черенкования, сформировано у сорта Жуковский ранний (6,80 шт.) на позднем сроке культивирования, а корней - у сорта Триумф (10,25 шт.). С целью выявления взаимосвязи морфологических признаков: высоты растения с количеством и длиной междоузлий и количеством и длиной корней рассчитан корреляционный анализ, свидетельствующий о стабильной корреляции высоты с количеством междоузлий и низкой по другим морфометрическим показателям.

Еще

Картофель, клональное микроразмножение, питательная среда, фитогормон, in vitro

Короткий адрес: https://sciup.org/142239647

IDR: 142239647

Текст научной статьи Динамика роста микрорастений картофеля in vitro в зависимости от концентрации питательной среды

В быстроразвивающейся области биотехнологии использование методов культивирования растений in vitro является общей интеграционной особенностью. Методы микроклонального размножения in vitro в контролируемых асептических лабораторных условиях позволяют извлекать из растений и культивировать их клетки, ткани, органы или даже целые растения [1; 2].

Применение различных методик микроклонального размножения включает в себя биотехнологию с регулярным проведением клоновых отборов в полевых условиях для постоянного контроля исходного материала [3; 4].

Методы апикальной меристемы определяются составом питательной среды, в состав которой входят макро- и микроэлементы, витамины, сахара и различные регуляторы роста. Для увеличения коэффициента размножения растений in vitro необходимо подобрать оптимальное соотношение ингредиентов, поскольку их несоответствие влечет значительные изменения в росте и дифференциации меристемной ткани [5]. При создании благоприятных условий для стеблевого морфогенеза и стабильного роста корней из меристемы развивается самостоятельное растение, образующее зачатки листьев, а из центральной части меристемы после деления образуются ткани стеблей и корней. В дальнейшем основным критерием эффективности микроразмножения является развитие растений из эксплантов, зависящих от состава питательной среды и сортовых характеристик [6]. На этапе получения регенерантов из меристематических эксплантов определяющее значение имеют показатели приживаемости объектов, интенсивности процессов их морфогенеза и времени регенерации. Сбалансированная по основным компонентам питательная среда способствует повышению эффективности получения ускоренной регенерации растений in vitro [7]. Кроме того, на эффективность роста меристем существенное влияние оказывает реакция среды. Для увеличения роста меристем и почек оптимальна среда с pH = 5,7 [8].

Размножение микрорастений in vitro находится в тесной взаимосязи с процессом ризогенеза, поскольку положительное влияние на онтогенез растений оказывает хорошо сформированная корневая система. Развитие корневой системы у микрорастений, культивируемых в пробирочной культуре по основным показателям, определяется составом и концентрацией питательной среды. Включение в состав питательной среды регуляторов роста и фитогормонов растительного происхождения ускоряет стеблевой морфогенез растений in vitro и способствует повышению коэффициента размножения [9; 10]. В процессе получения оздоровленных растений-регенерантов для увеличения объемов производства исходного материала необходимым условием является сохранение высокой потенциальной энергии роста и продуктивности [11]. Основные процессы, определяющие уровень продуктивности при культивировании меристемной культуры, в значительной степени регулируются минеральными компонентами питательной среды, их концентрацией и соотношением [12].

Актуальным направлением исследований является повышение эффективности процесса воспроизводства оздоровленного материала картофеля путем подбора оптимального сочетания компонентов питательной среды и создания новых питательных сред, в том числе применительно и для конкретных сортов картофеля.

Новизна исследований заключается в разработке элементов технологии микро-клонального размножения in vitro на основе использования стандартной питательной среды Мурасиге-Скуга, модифицированной путем введения в нее различной концентрации стимулятора регулятора роста «Проросток», агара и сахарозы.

Vestnik of Omsk SAU, 2023, no. 4(52)                                                                     AGRONOMY

Цель исследований – разработка оптимальной концентрации компонентов питательной среды на стадии микроклонального размножения исходного материала in vitro, укоренения и адаптации растений картофеля для сортов различной группы спелости: Алена, Невский, Кумир, Триумф, Беллароза, Жуковский ранний.

Материалы и методы исследований

Исследования были проведены на базе Омского аграрного научного центра (г. Омск). Материал исследований – оздоровленные микрорастения сортов Алена, Невский, Кумир, Триумф, Беллароза, Жуковский ранний. Лабораторные микроделяночные опыты проводились в соответствии с общепринятыми методиками ВНИИКХ (1995) и РАСХН (2002) [13; 14]. Математическая обрабатка полученных результатов проводилась дисперсионным методом по методическим рекомендациям Б.А. Доспехова [15].

Для опыта использовали стандартную питательную среду Мурасиге-Скуга, модифицированную путем введения в нее различной концентрации стимулятора регулятора роста «Проросток», агара и сахарозы. Стимулятор роста «Проросток» производится на базе арахидоновой кислоты, которая является биологически активным соединением естественного происхождения. На 1 мл фитогормона «Проросток» добавляли 0,5 л дистиллированной воды и вводили в питательную среду в разной концентрации: 2, 3, 4 мл/л. Также в среду добавляли агар (5, 6, 7 г/л) и сахарозу (16, 20, 30 г/л) в разных концентрациях (табл. 1). Параметры pH для всех вариантов питательной среды составляли 5,7.

Таблица 1

Состав питательных сред для стимулирования процесса роста и развития картофеля in vitro

Компонент

Варианты питательной среды Мурасиге-Скуга (МС)

МС-1

МС-2

МС-3

Макросоли, мл/л

50

50

50

Микросоли, мл/л

10

10

10

Хелат Fe, мл/л

50

50

50

Са безводный, мл/л

50

50

50

Гидролизат козеина, мг/л

40

40

40

Никотиновая кислота, мл/л

10

10

10

В1, мл/л

1,6

1,6

1,6

В6, мл/л

1

1

1

Агар, г/л

7

6

5

Сахароза, г/л

16

20

30

Проросток, мл/л

2

3

4

В опытах проводили учет биометрических параметров микрорастений посредством измерения основных показателей, характеризующих их развитие: высоту, количество и длину междоузлий, количество и длину корней на одно растение. Динамику прироста растений оценивали на 7-е, 14-е, 21-е сутки.

Результаты исследований

Важным фактором, регулирующим дифференцировку и морфогенез изолированных тканей, является присутствие регуляторов роста в питательной среде. В нашем опыте в питательную среду вводили стимулятор роста «Проросток» в трех концентрациях: 2, 3, 4 мл/л, а также агар и сахарозу в разных концентрациях и соотношении. Как известно, сахароза – основной источник углеводов в питательной среде. Ее роль в формировании корней и стимуляции микрофлоры очень важна. Однако сахароза является фактором роста не только корневой системы, но и влияет на другие биометрические параметры растений in vitro . Важный показатель, обеспечивающий высокую скорость размножения растений, – это хорошо сформированное междоузлие. В соответствии

Vestnik of Omsk SAU, 2023, no. 4(52) AGRONOMY со схемой опыта (табл. 1) ниже представлены результаты исследований по оценке морфогенеза микрорастений на 7-е, 14-е и 21-е сутки. Исследования показали, что на 7-е сутки число сформировавшихся междоузлий было больше в среде с концентрацией фитогормона 4 мл/л (III вариант), однако в I варианте растения были выше. По сравнению с контролем (1,41 шт.), в III варианте было сформировано больше междоузлий – 1,50 шт., в I варианте – от 1,41, во II варианте меньше – от 1,26 (табл. 2).

Таблица 2

Биометрические параметры микрорастений в динамике

Питательная среда : фитогормон : сахароза : агар

Высота растений, см

Число междоузлий, шт.

Длина междоузлий, см

На 7-е сутки

Контроль

3,74

1,41

1,07

I (МС-1)

3,69

1,41

1,17

II (МС2)

3,62

1,26

1,01

III (МС-3)

3,40

1,50

1,01

Среднее

3,61

1,39

1,07

На 14-е сутки

Контроль

7,88

3,47

1,58

I (МС-1)

7,75

3,68

1,51

II (МС-2)

6,78

2,47

1,62

III (МС-3)

7,42

2,95

1,76

Среднее

7,46

3,14

1,62

На 21-е сутки

Контроль

10,22

4,65

1,68

I (МС-1)

10,22

4,88

1,62

II (МС-2)

8,14

3,66

1,58

III (МС-3)

8,67

3,71

1,77

Среднее

9,31

4,22

1,66

На 14-е сутки наблюдалась другая картина: в I варианте с концентрацией фитогормона 2 мл/л результаты были лучше. В данном случае число междоузлий в I варианте стало больше, чем в III. Возможно, данная модификация питательной среды наиболее оптимальна для растений.

На 21-е сутки культивирования выделен I вариант с концентрацией фитогормона 2 мл/л. В данном варианте практически у всех изученных сортов число междоузлий преобладало по сравнению с контрольным сортом и с другими вариантами опыта. По длине междоузлий, пригодных для черенкований, выделяется III вариант, однако и микрорастения из I варианта также будут пригодны для черенкования. Микрорастения из II варианта уступают другим по всем параметрам, вероятно, данное соотношение и концентрация компонентов неблагоприятно воздействовали на растения.

Корнеобразование играет важную роль в культуре in vitro, особенно в приживаемости микрорастений в условиях защищенного грунта. Для оценки ризогенеза используются показатели длины и числа корней. Каждый сорт в опыте высаживали на стандартную среду (контроль) и разные модификации. Так, сорт Невский (контроль) сформировал на 7-е сутки 0,50 шт. корней, на 14-е – 2,83 и на 21-е – 3,00 шт. Данный сорт в других модификациях питательной среды показал более лучшие результаты, особенно в концентрации и соотношении 4 : 30 : 5. Сорту Жуковский ранний (контроль) уступала концентрация 2 : 16 : 7 на 7-е сутки, остальные превышали показатели контроля в период всего культивирования. Больше корней сформировалось на 21-е сутки в соотношении компонентов 2 : 16 : 7 (8,60 шт.). По сорту Беллароза наилучшим соотноше-

Vestnik of Omsk SAU, 2023, no. 4(52) AGRONOMY нием было 3 : 20 : 6. По сорту Триумф превышало показатели контроля соотношение компонентов 4 : 30 : 5, а в концентрации фитогормона 3 мл/л сильно уступало контролю. По сортам Алена и Кумир лучшее корнеобразование было замечено в соотношении компонентов среды 4 : 30 : 5. Наибольшие значения отмечены на 21-й день исследований (табл. 2).

Длина корней у сортов (контроль) на 21-е сутки: Невский – 6,73 см, Жуковский ранний – 12,71 см, Беллароза – 6,63 см, Триумф – 15,22 см, Кумир – 6,62 см, Алена – 11,89 см. В модификациях среды длина корней практически всех сортов превышала показатели контроля, кроме сорта Жуковский ранний – 11,65 см (2 : 16 : 7), Триумф – 14,79 и 11,17 см (2 : 16 : 7 и 3 : 20 : 6 соответственно), Кумир – 4,79 см (2 : 16 : 7), Алена – 11,50 см (3 : 20 : 6).

По соотношению числа и длины корней выделены сорта: Невский – превышение стандарта + 4,75 шт и + 9,58 см на растение; Беллароза – + 2,13 шт. и + 5,44 см; Триумф – + 3,92 шт. и + 2,98 см; Алена – + 1,77 шт. корней и + 2,22 см (табл. 3).

Таблица 3

Рост корневой системы микрорастений в динамике (среднее)

Сорт

Опыт (фитогормон : сахароза : агар)

Период культивирования

Длина корней на 21-е сутки, см

± Число корней на 21-е сутки к St, шт.

± Длина корней на 21-е сутки к St, см

7-е сутки

14-е сутки

21-е сутки

ж s

о m о к

контроль

0,50

2,83

3,00

6,73

2 : 16 : 7

0,60

7,50

7,50

10,57

+ 4,50

+ 3,84

3 : 20 : 6

4,20

4,60

5,60

11,34

+ 2,60

+ 4,61

4 : 30 : 5

5,75

7,75

7,75

16,31

+ 4,75

+ 9,58

О Д Й

s м о

контроль

4,80

6,75

7,00

12,71

2 : 16 : 7

4,40

7,60

8,60

11,65

+ 1,60

– 1,06

3 : 20 : 6

5,25

7,20

7,40

17,92

+ 0,40

+ 5,21

4 : 30 : 5

5,80

7,40

7,40

17,21

+ 0,40

+ 4,50

й

о

И

контроль

1,00

4,67

4,67

6,63

2 : 16 : 7

3,00

6,00

6,60

10,30

+ 1,93

+ 3,67

3 : 20 : 6

3,40

6,40

6,80

12,07

+ 2,13

+ 5,44

4 : 30 : 5

2,00

5,60

6,80

11,16

+ 2,13

+ 4,53

И"

н

контроль

3,83

5,83

6,33

15,22

2 : 16 : 7

6,00

10,00

10,00

14,79

+ 3,67

– 0,43

3 : 20 : 6

1,75

4,50

5,00

11,17

– 1,33

– 4,05

4 : 30 : 5

6,20

10,00

10,25

18,20

+ 3,92

+ 2,98

Рч

контроль

0,50

3,33

3,83

6,62

2 : 16 : 7

1,25

3,50

4,25

4,79

+ 0,42

– 1,83

3 : 20 : 6

2,20

4,20

4,60

7,06

+ 0,77

+ 0,44

4 : 30 : 5

4,00

5,40

5,75

7,47

+ 1,92

+ 0,85

контроль

3,00

4,83

5,83

11,89

-

2 : 16 : 7

4,00

7,00

7,00

13,08

+ 1,17

+ 1,19

3 : 20 : 6

4,00

6,60

7,60

11,50

+ 1,77

– 0,39

4 : 30 : 5

5,80

7,40

7,60

14,11

+ 1,77

+ 2,22

НСР05

0,73

0,87

0,91

2,95

Таким образом, для морфогенеза растений лучшей концентрацией регулятора роста было 2 мл/л, сахарозы – 16 г/л, агара – 7 г/л. А для ризогенеза благоприятной питательной средой была среда с соотношением компонентов 4 : 30 : 5.

Для оценки морфогенеза на 7-е, 14-е и 21-е сутки и были замерены показатели: высота растений, число и длина междоузлий, количество и длина корней. На основе полученных данных для проверки взаимосвязи высоты растений с образованием меж-

Vestnik of Omsk SAU, 2023, no. 4(52)

AGRONOMY

доузлий и корней был проведен расчет коэффициента корреляции. Достоверность при 5%-ном уровне значимости r = 0,811.

На 7-е сутки среднюю коррелятивную связь проявили показатели: количество и длина междоузлий. Слабая положительная корреляция наблюдалась у длины корней (r = 0,27 +–) и отрицательная – у количества корней (r = –0,23 +–). Возможно, это связано с тем, что некоторые микрорастения сформировали малое число корней, или вообще они еще не образовались.

На 14-е сутки сильная коррелятивная связь наблюдалась у показателя число междоузлий (r = 0,85 +–), средняя – у числа корней, слабая – у длины междоузлий и корней. На 21-е сутки сильная корреляция была у числа междоузлий (r = 0,93 +–), а у остальных показателей она была незначащей.

В результате проведенных исследований установлено, что образование большого числа междоузлий тесно взаимосвязано с высотой растения, а на показатель длины междоузлия высота растения не влияет. Также показатель высоты растения не коррелирует с корнеобразованием (числа и длины).

Выводы

Проведенные исследования свидетельствуют о существенном влиянии состава питательной среды на морфогенез микрорастений in vitro. Установлено положительное влияние фиторегуляторов для стимуляции отрастания корневой системы микрорастений, роста, развития и оптимизации питания растений. Образование большого числа междоузлий тесно взаимосвязано с высотой растения, а на показатель длины междоузлия высота растения не влияет. Наибольший эффект получен в варианте с концентрацией питательной среды 2 : 16 : 7 (МС-1): фитогормон «Проросток» – 2 мл/л; сахароза – 16 г/л; агар – 7 г/л (МС-1), а для роста корневой системы эффективна питательная среда с соотношением компонентов 4 : 30 : 5 (МС-3). Высота растений тесно коррелирует с количеством междоузлий, а с другими показателями не взаимосвязана.

Список литературы Динамика роста микрорастений картофеля in vitro в зависимости от концентрации питательной среды

  • Петров А.Ф., Шульга М.С., Галеев Р.Р., Гаврилец Н.В., Колбина О.Н. Совершенствование технологии производства картофеля в условиях лесостепной зоны Западной Сибири путем оптимизации применения органоминеральных стимуляторов роста // Инновации и продовольственная безопасность, 2022. № 2(36). С. 58–65.
  • Лебедева Н.В. Ускоренное размножение ранних сортов картофеля в условиях in vitro и его использование в семеноводстве Северо-Запада РФ: дис. …канд. наук / Н.В. Лебедева. Верхние Луки, 2015. 188 с.
  • Лапшинов Н.А., Куликова В.И., Аношкина Л.С. Оригинальное семеноводство картофеля в условиях Кемеровской области / В кн.: Картофелеводство: сборник научных статей. С.А. Турко (ред.). Минск: РУП «Научно-практический центр Национальной академии наук Беларуси по выращиванию картофеля и овощей», 2013. С. 91–90.
  • Черемисин А.И., Якимова И.А., Ели-на А.М., Клинг А.П. Отзывчивость сортов картофеля на обработку микроудобрениями при выращивании растений в теплице // Вестник Омского государственного аграрного университета. 2021. № 4(44). С. 74–80.
  • Мякишева Е.П., Дурникин Д.А., Таварт-киладзе О.К. Влияние витаминного морфогенеза на регенерированные растения картофеля in vitro для интенсификации производства элитного посадочного материала // Биологический вестник Мелитопольского государственного педагогического университета имени Богдана Хмельницкого. 2016. № 6(2). С. 166–173.
  • Рябцева Т.В., Куликова В.И., Ходаева В.П. Оценка питательных сред для размножения сортов картофеля in vitro // Международный исследовательский журнал. 2017. № 12-3(66). С. 134–137.
  • Dragan V., Ivana D., Branka V. Potato in vitro culture techniques and biotechnology. Global Science Books. 2017. P. 16–45.
  • Деменко В.И., Шестибратов К.А., Лебедев В.Г. Укоренение – ключевой этап выращивания сортов растений in vitro // Известия ТСХА. 2010. № 1. С. 73– 85.
  • Янческая Т. Перспективная технология оптимизации первичного семеноводства картофеля // Наука и инновации. 2006. № 8(42). С. 37–40.
  • Jacobsen E., Hutten R. Stacking of resis-tance genes in potato by cisgenesis instead of intro-gression breeding. Potato developments in a changing Europ: Proc. Int. Symp. On potato (Germany, Hanno-ver, September 8–10, 2006). Wagen, Acad. Publ., Netherlands, 2006. Р. 41-68.
  • Черемисин А.И., Кумпан В.Н. Применение биопрепаратов комплексного действия и биоудобрений в оригинальном семеноводстве картофеля // Вестник Омского государственного аг-рарного университета. 2017. № 1(25). С. 28–34.
  • Petrasek J., Friml J. Auxin transport routes in plant development. Development. 2009;136:2675-2688.
  • Ewing E.E., Park (Eds.). W.D. C.A.B. In-duction of tuberization in potato. In: The molecular and cellular biology of the potato. International, Red-wood Press Ltd., Melksham. 2010; 25-41.
  • Методика исследований по культуре картофеля. М.: ВНИИКХ, 1995. 105 с.
  • Методика работы с культурой ткани // РАСХН. 2002. № 6. 17 с.
  • Доспехов Б.А. Методика полевого опыта. М.: Агропромиздат, 2011. 351с.
Еще
Статья научная