Динамика роста микрорастений картофеля in vitro в зависимости от концентрации питательной среды
Автор: Черемисин А.И., Золотарева З.А.
Журнал: Вестник Омского государственного аграрного университета @vestnik-omgau
Рубрика: Агрономия
Статья в выпуске: 4 (52), 2023 года.
Бесплатный доступ
Для роста и развития меристемных растений необходима сбалансированная по составу питательная среда, содержащая востребованные для морфогенеза растений макро- и микроэлементы, витамины, углеводы и регуляторы роста. Для улучшения морфометрических показателей проведена модифицикация питательной среды путем введения в нее регулятора роста, сахарозы и агара в разных концентрациях и соотношении (2 : 16 : 7; 3 : 20 : 6; 4 : 30 : 5 соответственно). Морфометрические показатели (высоту, количество и длину междоузлий, количество и длину корней) оценивали на 7-е, 14-е и 21-е сутки культивирования у сортов: Алена, Невский, Кумир, Триумф, Беллароза, Жуковский ранний. Результаты исследований показали, что наиболее благоприятной концентрацией питательной среды для роста и развития растений было соотношение 2 : 16 : 7 (МС-1), а для корнеобразования - 4 : 30 : 5 (МС-3). Больше всего междоузлий, пригодных для черенкования, сформировано у сорта Жуковский ранний (6,80 шт.) на позднем сроке культивирования, а корней - у сорта Триумф (10,25 шт.). С целью выявления взаимосвязи морфологических признаков: высоты растения с количеством и длиной междоузлий и количеством и длиной корней рассчитан корреляционный анализ, свидетельствующий о стабильной корреляции высоты с количеством междоузлий и низкой по другим морфометрическим показателям.
Картофель, клональное микроразмножение, питательная среда, фитогормон, in vitro
Короткий адрес: https://sciup.org/142239647
IDR: 142239647
Текст научной статьи Динамика роста микрорастений картофеля in vitro в зависимости от концентрации питательной среды
В быстроразвивающейся области биотехнологии использование методов культивирования растений in vitro является общей интеграционной особенностью. Методы микроклонального размножения in vitro в контролируемых асептических лабораторных условиях позволяют извлекать из растений и культивировать их клетки, ткани, органы или даже целые растения [1; 2].
Применение различных методик микроклонального размножения включает в себя биотехнологию с регулярным проведением клоновых отборов в полевых условиях для постоянного контроля исходного материала [3; 4].
Методы апикальной меристемы определяются составом питательной среды, в состав которой входят макро- и микроэлементы, витамины, сахара и различные регуляторы роста. Для увеличения коэффициента размножения растений in vitro необходимо подобрать оптимальное соотношение ингредиентов, поскольку их несоответствие влечет значительные изменения в росте и дифференциации меристемной ткани [5]. При создании благоприятных условий для стеблевого морфогенеза и стабильного роста корней из меристемы развивается самостоятельное растение, образующее зачатки листьев, а из центральной части меристемы после деления образуются ткани стеблей и корней. В дальнейшем основным критерием эффективности микроразмножения является развитие растений из эксплантов, зависящих от состава питательной среды и сортовых характеристик [6]. На этапе получения регенерантов из меристематических эксплантов определяющее значение имеют показатели приживаемости объектов, интенсивности процессов их морфогенеза и времени регенерации. Сбалансированная по основным компонентам питательная среда способствует повышению эффективности получения ускоренной регенерации растений in vitro [7]. Кроме того, на эффективность роста меристем существенное влияние оказывает реакция среды. Для увеличения роста меристем и почек оптимальна среда с pH = 5,7 [8].
Размножение микрорастений in vitro находится в тесной взаимосязи с процессом ризогенеза, поскольку положительное влияние на онтогенез растений оказывает хорошо сформированная корневая система. Развитие корневой системы у микрорастений, культивируемых в пробирочной культуре по основным показателям, определяется составом и концентрацией питательной среды. Включение в состав питательной среды регуляторов роста и фитогормонов растительного происхождения ускоряет стеблевой морфогенез растений in vitro и способствует повышению коэффициента размножения [9; 10]. В процессе получения оздоровленных растений-регенерантов для увеличения объемов производства исходного материала необходимым условием является сохранение высокой потенциальной энергии роста и продуктивности [11]. Основные процессы, определяющие уровень продуктивности при культивировании меристемной культуры, в значительной степени регулируются минеральными компонентами питательной среды, их концентрацией и соотношением [12].
Актуальным направлением исследований является повышение эффективности процесса воспроизводства оздоровленного материала картофеля путем подбора оптимального сочетания компонентов питательной среды и создания новых питательных сред, в том числе применительно и для конкретных сортов картофеля.
Новизна исследований заключается в разработке элементов технологии микро-клонального размножения in vitro на основе использования стандартной питательной среды Мурасиге-Скуга, модифицированной путем введения в нее различной концентрации стимулятора регулятора роста «Проросток», агара и сахарозы.
Vestnik of Omsk SAU, 2023, no. 4(52) AGRONOMY
Цель исследований – разработка оптимальной концентрации компонентов питательной среды на стадии микроклонального размножения исходного материала in vitro, укоренения и адаптации растений картофеля для сортов различной группы спелости: Алена, Невский, Кумир, Триумф, Беллароза, Жуковский ранний.
Материалы и методы исследований
Исследования были проведены на базе Омского аграрного научного центра (г. Омск). Материал исследований – оздоровленные микрорастения сортов Алена, Невский, Кумир, Триумф, Беллароза, Жуковский ранний. Лабораторные микроделяночные опыты проводились в соответствии с общепринятыми методиками ВНИИКХ (1995) и РАСХН (2002) [13; 14]. Математическая обрабатка полученных результатов проводилась дисперсионным методом по методическим рекомендациям Б.А. Доспехова [15].
Для опыта использовали стандартную питательную среду Мурасиге-Скуга, модифицированную путем введения в нее различной концентрации стимулятора регулятора роста «Проросток», агара и сахарозы. Стимулятор роста «Проросток» производится на базе арахидоновой кислоты, которая является биологически активным соединением естественного происхождения. На 1 мл фитогормона «Проросток» добавляли 0,5 л дистиллированной воды и вводили в питательную среду в разной концентрации: 2, 3, 4 мл/л. Также в среду добавляли агар (5, 6, 7 г/л) и сахарозу (16, 20, 30 г/л) в разных концентрациях (табл. 1). Параметры pH для всех вариантов питательной среды составляли 5,7.
Таблица 1
Состав питательных сред для стимулирования процесса роста и развития картофеля in vitro
Компонент |
Варианты питательной среды Мурасиге-Скуга (МС) |
||
МС-1 |
МС-2 |
МС-3 |
|
Макросоли, мл/л |
50 |
50 |
50 |
Микросоли, мл/л |
10 |
10 |
10 |
Хелат Fe, мл/л |
50 |
50 |
50 |
Са безводный, мл/л |
50 |
50 |
50 |
Гидролизат козеина, мг/л |
40 |
40 |
40 |
Никотиновая кислота, мл/л |
10 |
10 |
10 |
В1, мл/л |
1,6 |
1,6 |
1,6 |
В6, мл/л |
1 |
1 |
1 |
Агар, г/л |
7 |
6 |
5 |
Сахароза, г/л |
16 |
20 |
30 |
Проросток, мл/л |
2 |
3 |
4 |
В опытах проводили учет биометрических параметров микрорастений посредством измерения основных показателей, характеризующих их развитие: высоту, количество и длину междоузлий, количество и длину корней на одно растение. Динамику прироста растений оценивали на 7-е, 14-е, 21-е сутки.
Результаты исследований
Важным фактором, регулирующим дифференцировку и морфогенез изолированных тканей, является присутствие регуляторов роста в питательной среде. В нашем опыте в питательную среду вводили стимулятор роста «Проросток» в трех концентрациях: 2, 3, 4 мл/л, а также агар и сахарозу в разных концентрациях и соотношении. Как известно, сахароза – основной источник углеводов в питательной среде. Ее роль в формировании корней и стимуляции микрофлоры очень важна. Однако сахароза является фактором роста не только корневой системы, но и влияет на другие биометрические параметры растений in vitro . Важный показатель, обеспечивающий высокую скорость размножения растений, – это хорошо сформированное междоузлие. В соответствии
Vestnik of Omsk SAU, 2023, no. 4(52) AGRONOMY со схемой опыта (табл. 1) ниже представлены результаты исследований по оценке морфогенеза микрорастений на 7-е, 14-е и 21-е сутки. Исследования показали, что на 7-е сутки число сформировавшихся междоузлий было больше в среде с концентрацией фитогормона 4 мл/л (III вариант), однако в I варианте растения были выше. По сравнению с контролем (1,41 шт.), в III варианте было сформировано больше междоузлий – 1,50 шт., в I варианте – от 1,41, во II варианте меньше – от 1,26 (табл. 2).
Таблица 2
Биометрические параметры микрорастений в динамике
Питательная среда : фитогормон : сахароза : агар |
Высота растений, см |
Число междоузлий, шт. |
Длина междоузлий, см |
На 7-е сутки |
|||
Контроль |
3,74 |
1,41 |
1,07 |
I (МС-1) |
3,69 |
1,41 |
1,17 |
II (МС2) |
3,62 |
1,26 |
1,01 |
III (МС-3) |
3,40 |
1,50 |
1,01 |
Среднее |
3,61 |
1,39 |
1,07 |
На 14-е сутки |
|||
Контроль |
7,88 |
3,47 |
1,58 |
I (МС-1) |
7,75 |
3,68 |
1,51 |
II (МС-2) |
6,78 |
2,47 |
1,62 |
III (МС-3) |
7,42 |
2,95 |
1,76 |
Среднее |
7,46 |
3,14 |
1,62 |
На 21-е сутки |
|||
Контроль |
10,22 |
4,65 |
1,68 |
I (МС-1) |
10,22 |
4,88 |
1,62 |
II (МС-2) |
8,14 |
3,66 |
1,58 |
III (МС-3) |
8,67 |
3,71 |
1,77 |
Среднее |
9,31 |
4,22 |
1,66 |
На 14-е сутки наблюдалась другая картина: в I варианте с концентрацией фитогормона 2 мл/л результаты были лучше. В данном случае число междоузлий в I варианте стало больше, чем в III. Возможно, данная модификация питательной среды наиболее оптимальна для растений.
На 21-е сутки культивирования выделен I вариант с концентрацией фитогормона 2 мл/л. В данном варианте практически у всех изученных сортов число междоузлий преобладало по сравнению с контрольным сортом и с другими вариантами опыта. По длине междоузлий, пригодных для черенкований, выделяется III вариант, однако и микрорастения из I варианта также будут пригодны для черенкования. Микрорастения из II варианта уступают другим по всем параметрам, вероятно, данное соотношение и концентрация компонентов неблагоприятно воздействовали на растения.
Корнеобразование играет важную роль в культуре in vitro, особенно в приживаемости микрорастений в условиях защищенного грунта. Для оценки ризогенеза используются показатели длины и числа корней. Каждый сорт в опыте высаживали на стандартную среду (контроль) и разные модификации. Так, сорт Невский (контроль) сформировал на 7-е сутки 0,50 шт. корней, на 14-е – 2,83 и на 21-е – 3,00 шт. Данный сорт в других модификациях питательной среды показал более лучшие результаты, особенно в концентрации и соотношении 4 : 30 : 5. Сорту Жуковский ранний (контроль) уступала концентрация 2 : 16 : 7 на 7-е сутки, остальные превышали показатели контроля в период всего культивирования. Больше корней сформировалось на 21-е сутки в соотношении компонентов 2 : 16 : 7 (8,60 шт.). По сорту Беллароза наилучшим соотноше-
Vestnik of Omsk SAU, 2023, no. 4(52) AGRONOMY нием было 3 : 20 : 6. По сорту Триумф превышало показатели контроля соотношение компонентов 4 : 30 : 5, а в концентрации фитогормона 3 мл/л сильно уступало контролю. По сортам Алена и Кумир лучшее корнеобразование было замечено в соотношении компонентов среды 4 : 30 : 5. Наибольшие значения отмечены на 21-й день исследований (табл. 2).
Длина корней у сортов (контроль) на 21-е сутки: Невский – 6,73 см, Жуковский ранний – 12,71 см, Беллароза – 6,63 см, Триумф – 15,22 см, Кумир – 6,62 см, Алена – 11,89 см. В модификациях среды длина корней практически всех сортов превышала показатели контроля, кроме сорта Жуковский ранний – 11,65 см (2 : 16 : 7), Триумф – 14,79 и 11,17 см (2 : 16 : 7 и 3 : 20 : 6 соответственно), Кумир – 4,79 см (2 : 16 : 7), Алена – 11,50 см (3 : 20 : 6).
По соотношению числа и длины корней выделены сорта: Невский – превышение стандарта + 4,75 шт и + 9,58 см на растение; Беллароза – + 2,13 шт. и + 5,44 см; Триумф – + 3,92 шт. и + 2,98 см; Алена – + 1,77 шт. корней и + 2,22 см (табл. 3).
Таблица 3
Рост корневой системы микрорастений в динамике (среднее)
Сорт |
Опыт (фитогормон : сахароза : агар) |
Период культивирования |
Длина корней на 21-е сутки, см |
± Число корней на 21-е сутки к St, шт. |
± Длина корней на 21-е сутки к St, см |
||
7-е сутки |
14-е сутки |
21-е сутки |
|||||
ж s о m о к |
контроль |
0,50 |
2,83 |
3,00 |
6,73 |
– |
– |
2 : 16 : 7 |
0,60 |
7,50 |
7,50 |
10,57 |
+ 4,50 |
+ 3,84 |
|
3 : 20 : 6 |
4,20 |
4,60 |
5,60 |
11,34 |
+ 2,60 |
+ 4,61 |
|
4 : 30 : 5 |
5,75 |
7,75 |
7,75 |
16,31 |
+ 4,75 |
+ 9,58 |
|
“ О Д Й s м о |
контроль |
4,80 |
6,75 |
7,00 |
12,71 |
– |
– |
2 : 16 : 7 |
4,40 |
7,60 |
8,60 |
11,65 |
+ 1,60 |
– 1,06 |
|
3 : 20 : 6 |
5,25 |
7,20 |
7,40 |
17,92 |
+ 0,40 |
+ 5,21 |
|
4 : 30 : 5 |
5,80 |
7,40 |
7,40 |
17,21 |
+ 0,40 |
+ 4,50 |
|
й о И |
контроль |
1,00 |
4,67 |
4,67 |
6,63 |
– |
– |
2 : 16 : 7 |
3,00 |
6,00 |
6,60 |
10,30 |
+ 1,93 |
+ 3,67 |
|
3 : 20 : 6 |
3,40 |
6,40 |
6,80 |
12,07 |
+ 2,13 |
+ 5,44 |
|
4 : 30 : 5 |
2,00 |
5,60 |
6,80 |
11,16 |
+ 2,13 |
+ 4,53 |
|
И" н |
контроль |
3,83 |
5,83 |
6,33 |
15,22 |
– |
– |
2 : 16 : 7 |
6,00 |
10,00 |
10,00 |
14,79 |
+ 3,67 |
– 0,43 |
|
3 : 20 : 6 |
1,75 |
4,50 |
5,00 |
11,17 |
– 1,33 |
– 4,05 |
|
4 : 30 : 5 |
6,20 |
10,00 |
10,25 |
18,20 |
+ 3,92 |
+ 2,98 |
|
Рч |
контроль |
0,50 |
3,33 |
3,83 |
6,62 |
– |
– |
2 : 16 : 7 |
1,25 |
3,50 |
4,25 |
4,79 |
+ 0,42 |
– 1,83 |
|
3 : 20 : 6 |
2,20 |
4,20 |
4,60 |
7,06 |
+ 0,77 |
+ 0,44 |
|
4 : 30 : 5 |
4,00 |
5,40 |
5,75 |
7,47 |
+ 1,92 |
+ 0,85 |
|
контроль |
3,00 |
4,83 |
5,83 |
11,89 |
– |
- |
|
2 : 16 : 7 |
4,00 |
7,00 |
7,00 |
13,08 |
+ 1,17 |
+ 1,19 |
|
3 : 20 : 6 |
4,00 |
6,60 |
7,60 |
11,50 |
+ 1,77 |
– 0,39 |
|
4 : 30 : 5 |
5,80 |
7,40 |
7,60 |
14,11 |
+ 1,77 |
+ 2,22 |
|
НСР05 |
0,73 |
0,87 |
0,91 |
2,95 |
– |
– |
Таким образом, для морфогенеза растений лучшей концентрацией регулятора роста было 2 мл/л, сахарозы – 16 г/л, агара – 7 г/л. А для ризогенеза благоприятной питательной средой была среда с соотношением компонентов 4 : 30 : 5.
Для оценки морфогенеза на 7-е, 14-е и 21-е сутки и были замерены показатели: высота растений, число и длина междоузлий, количество и длина корней. На основе полученных данных для проверки взаимосвязи высоты растений с образованием меж-
Vestnik of Omsk SAU, 2023, no. 4(52)
AGRONOMY
доузлий и корней был проведен расчет коэффициента корреляции. Достоверность при 5%-ном уровне значимости r = 0,811.
На 7-е сутки среднюю коррелятивную связь проявили показатели: количество и длина междоузлий. Слабая положительная корреляция наблюдалась у длины корней (r = 0,27 +–) и отрицательная – у количества корней (r = –0,23 +–). Возможно, это связано с тем, что некоторые микрорастения сформировали малое число корней, или вообще они еще не образовались.
На 14-е сутки сильная коррелятивная связь наблюдалась у показателя число междоузлий (r = 0,85 +–), средняя – у числа корней, слабая – у длины междоузлий и корней. На 21-е сутки сильная корреляция была у числа междоузлий (r = 0,93 +–), а у остальных показателей она была незначащей.
В результате проведенных исследований установлено, что образование большого числа междоузлий тесно взаимосвязано с высотой растения, а на показатель длины междоузлия высота растения не влияет. Также показатель высоты растения не коррелирует с корнеобразованием (числа и длины).
Выводы
Проведенные исследования свидетельствуют о существенном влиянии состава питательной среды на морфогенез микрорастений in vitro. Установлено положительное влияние фиторегуляторов для стимуляции отрастания корневой системы микрорастений, роста, развития и оптимизации питания растений. Образование большого числа междоузлий тесно взаимосвязано с высотой растения, а на показатель длины междоузлия высота растения не влияет. Наибольший эффект получен в варианте с концентрацией питательной среды 2 : 16 : 7 (МС-1): фитогормон «Проросток» – 2 мл/л; сахароза – 16 г/л; агар – 7 г/л (МС-1), а для роста корневой системы эффективна питательная среда с соотношением компонентов 4 : 30 : 5 (МС-3). Высота растений тесно коррелирует с количеством междоузлий, а с другими показателями не взаимосвязана.
Список литературы Динамика роста микрорастений картофеля in vitro в зависимости от концентрации питательной среды
- Петров А.Ф., Шульга М.С., Галеев Р.Р., Гаврилец Н.В., Колбина О.Н. Совершенствование технологии производства картофеля в условиях лесостепной зоны Западной Сибири путем оптимизации применения органоминеральных стимуляторов роста // Инновации и продовольственная безопасность, 2022. № 2(36). С. 58–65.
- Лебедева Н.В. Ускоренное размножение ранних сортов картофеля в условиях in vitro и его использование в семеноводстве Северо-Запада РФ: дис. …канд. наук / Н.В. Лебедева. Верхние Луки, 2015. 188 с.
- Лапшинов Н.А., Куликова В.И., Аношкина Л.С. Оригинальное семеноводство картофеля в условиях Кемеровской области / В кн.: Картофелеводство: сборник научных статей. С.А. Турко (ред.). Минск: РУП «Научно-практический центр Национальной академии наук Беларуси по выращиванию картофеля и овощей», 2013. С. 91–90.
- Черемисин А.И., Якимова И.А., Ели-на А.М., Клинг А.П. Отзывчивость сортов картофеля на обработку микроудобрениями при выращивании растений в теплице // Вестник Омского государственного аграрного университета. 2021. № 4(44). С. 74–80.
- Мякишева Е.П., Дурникин Д.А., Таварт-киладзе О.К. Влияние витаминного морфогенеза на регенерированные растения картофеля in vitro для интенсификации производства элитного посадочного материала // Биологический вестник Мелитопольского государственного педагогического университета имени Богдана Хмельницкого. 2016. № 6(2). С. 166–173.
- Рябцева Т.В., Куликова В.И., Ходаева В.П. Оценка питательных сред для размножения сортов картофеля in vitro // Международный исследовательский журнал. 2017. № 12-3(66). С. 134–137.
- Dragan V., Ivana D., Branka V. Potato in vitro culture techniques and biotechnology. Global Science Books. 2017. P. 16–45.
- Деменко В.И., Шестибратов К.А., Лебедев В.Г. Укоренение – ключевой этап выращивания сортов растений in vitro // Известия ТСХА. 2010. № 1. С. 73– 85.
- Янческая Т. Перспективная технология оптимизации первичного семеноводства картофеля // Наука и инновации. 2006. № 8(42). С. 37–40.
- Jacobsen E., Hutten R. Stacking of resis-tance genes in potato by cisgenesis instead of intro-gression breeding. Potato developments in a changing Europ: Proc. Int. Symp. On potato (Germany, Hanno-ver, September 8–10, 2006). Wagen, Acad. Publ., Netherlands, 2006. Р. 41-68.
- Черемисин А.И., Кумпан В.Н. Применение биопрепаратов комплексного действия и биоудобрений в оригинальном семеноводстве картофеля // Вестник Омского государственного аг-рарного университета. 2017. № 1(25). С. 28–34.
- Petrasek J., Friml J. Auxin transport routes in plant development. Development. 2009;136:2675-2688.
- Ewing E.E., Park (Eds.). W.D. C.A.B. In-duction of tuberization in potato. In: The molecular and cellular biology of the potato. International, Red-wood Press Ltd., Melksham. 2010; 25-41.
- Методика исследований по культуре картофеля. М.: ВНИИКХ, 1995. 105 с.
- Методика работы с культурой ткани // РАСХН. 2002. № 6. 17 с.
- Доспехов Б.А. Методика полевого опыта. М.: Агропромиздат, 2011. 351с.