Хлорофилл B как источник сигналов, регулирующих развитие и продуктивность растений

Автор: Тютерева Е.В., Дмитриева В.А., Войцеховская О.В.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Статья в выпуске: 5 т.52, 2017 года.

Бесплатный доступ

Успешная закладка генеративных структур и вызревание плодов, семян и других хозяйственно ценных органов культурных растений во многом зависят от своевременного перехода к цветению и сроков инициации программы старения. В регуляции этих процессов задействовано множество генных комплексов. Изменения в экспрессии регуляторных генов, вызванные неблагоприятными внешними факторами или мутациями, могут привести к задержке цветения или ускоренному старению, что, в свою очередь, негативно отражается на урожае. В последние несколько лет растет число публикаций, выявляющих роль хлорофилла b (Сhlb) в регуляции развития растений. Сhlb - облигатный компонент фотосинтетического аппарата высших растений и основной регулятор процессов биосинтеза и деградации светособирающих антенных комплексов. В настоящее время становится ясно, что размер и стабильность антенн фотосинтетического аппарата не только важны для фотосинтетической функции, но и служат источником регуляторных сигналов, распространяющихся за пределы хлоропластов. Отсутствие Сhlb у мутантов ch1 арабидопсиса ( Arabidopsis thaliana L.) и chlorina f2 3613 у ячменя ( Hordeum vulgare L.) вызывает снижение скорости роста и уменьшение размера листьев и биомассы растений. Ранее эти эффекты связывали исключительно с негативным воздействием недостатка Сhlb на фотосинтез у мутантов. Однако, как показывают современные исследования, кроме угнетения фотосинтетической функции, отсутствие Сhlb вызывает задержку цветения и преждевременный запуск программ онтогенетического и индуцированного старения. В представленном обзоре рассмотрено участие Сhlb в энергетическом обмене у растений, а также приведены новые данные, демонстрирующие роль Сhlb в регуляции фаз онтогенеза, не связанную с фотосинтетической функцией пигмента. Физиологические, биохимические и молекулярные исследования регуляции цветения и старения у сельскохозяйственных культур на моделях мутантных растений с нарушениями биосинтеза Сhlb представляются актуальными, поскольку полученные результаты могут быть применены в прикладных разработках. Рассматриваются недавно полученные данные о перспективности использования растений с усеченным размером антенн для повышения выхода вегетативной и семенной биомассы. Так, у мутантов chlorina скорость переноса электрона в пределах фотосистемы II, а также скорость ассимиляции СО2 на единицу хлорофилла на 15-20 % выше, чем у растений дикого типа. Использование сельскохозяйственных культур с таким типом организации фотосинтетического аппарата может дать высокий прирост урожая. На это, в частности, указывают результаты экспериментов с трансгенными растениями табака с усеченной антенной (H. Kirst с соавт., 2017). В то же время следует отметить, что потенциальную пользу от активизации процессов в фотосистеме II - комплексе, лимитирующем фотосинтез, нивелирует негативное влияние сниженного содержания Сhlb на онтогенетическую регуляцию и фотозащиту фотосинтетического аппарата. В обзоре рассмотрены возможные направления оптимизации функций, регулируемых Сhlb, что обеспечит усиление фотосинтеза и повышение продуктивности у сельскохозяйственных культур.

Еще

Урожайность, хлорофилл b, онтогенез, цветение, старение, фотосинтетическая антенна

Короткий адрес: https://sciup.org/142213846

IDR: 142213846 | DOI: 10.15389/agrobiology.2017.5.843rus

Список литературы Хлорофилл B как источник сигналов, регулирующих развитие и продуктивность растений

Simpson G.G., Dean C. Arabidopsis, the rosetta stone of flowering time? Science, 2002, 296: 285-289 ( ) DOI: 10.1126/science.296.5566.285
Mathieu J., Warthmann N., Kuttner F., Schmid M. Export of FT protein from phloem companion cells is sufficient for floral induction in Arabidopsis. Curr. Biol., 2007, 17: 1055-1060 ( ) DOI: 10.1016/j.cub.2007.05.009
Peng F.Y., Hu Z., Yang R.C. Genome-wide comparative analysis of flowering-related genes in Arabidopsis, wheat and barley. Int. J. Plant Genomics, 2015, 2015: 874361 ( ) DOI: 10.1155/2015/874361
Koornneef M., Alonso-Blanco C., Peeters A.J.M., Soppev W. Genetic control of flowering time in Arabidopsis. Physiol. Plant. Mol. Biol., 1998, 49: 345-370 ( ) DOI: 10.1146/annurev.arplant.49.1.345
Schulze W., Schulze E.-D., Stadler J., Heilmeier H., Stitt M., Mooney H.A. Growth and reproduction of Arabidopsis thaliana in relation to storage of starch and nitrate in the wild-type and in starch-deficient and nitrate-uptake-deficient mutants. Plant, Cell & Environment, 1994, 17(7): 795-809 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-3040.1994.tb00174.x
Kojima S., Takahashi Y., Kobayashi Y., Monna L., Sasaki T., Araki T., Yano M. Hd3a, a rice ortholog of the Arabidopsis FT gene, promotes transition to flowering downstream of Hd1 under short-day conditions. Plant Cell Physiol., 2002, 43(10): 1096-1105 ( ) DOI: 10.1093/pcp/pcf156
Putterill J., Robson F., Lee K., Simon R., Coupland G. The CONSTANS gene of Arabidopsis promotes flowering and encodes a protein showing similarities to zinc finger transcription factors. Cell, 1995, 80: 847-857 ( ) DOI: 10.1016/0092-8674(95)90288-0
Jaeger K.E., Wigge P.A. FT protein acts as a long-range signal in Arabidopsis. Current Biology, 2007, 17: 1050-1054 ( ) DOI: 10.1016/j.cub.2007.05.008
Kardailsky I., Shukla V.K., Ahn J.H., Dagenais N., Christensen S.K., Nguyen J.T., Chory J., Harrison M.J., Detlef W. Activation tagging of the floral inducer FT. Science, 1999, 286: 1962-1865 ( ) DOI: 10.1126/science.286.5446.1962
Becker A., Ehlers K. Arabidopsis flower development-of protein complexes, targets, and transport. Protoplasma, 2015, 253: 219-230 ( ) DOI: 10.1007/s00709-015-0812-7
Vaddepalli P., Scholz S., Schneitz K. Pattern formation during early floral development. Curr. Opin. Genet. Dev., 2015, 32: 16-23 ( ) DOI: 10.1016/j.gde.2015.01.001
Pineiro M., Coupland G. The control of flowering time and floral identity in Arabidopsis. Plant Physiol., 1998, 117: 1-8 ( ) DOI: 10.1104/pp.117.1.1
Corbesier L., Vincent C., Jang S., Fornara F., Fan Q., Searle I., Giakountis A., Farrona S., Gissot L., Turnbull C., Coupland G. FT protein movement contributes to long-distance signaling in floral induction of Arabidopsis. Science, 2007, 316: 1030-1033 ( ) DOI: 10.1126/science.1141752
Gregersen P.L., Culetic A., Boschian L., Krupinska K. Plant senescence and crop productivity. Plant Mol. Biol., 2013, 82: 603-622 ( ) DOI: 10.1007/s11103-013-0013-8
Nam H.G. The molecular genetic analysis of leaf senescence. Current Opinion in Biotechnology, 1997, 8(2): 200-207 ( ) DOI: 10.1016/S0958-1669(97)80103-6
Buchanan-Wollaston V., Earl S., Harrison E., Mathas E., Navabpour S., Page T., Pink D. The molecular analysis of leaf senescence -a genomics approach. Plant Biotechnology Journal, 2003, 1(1): 3-22 ( ) DOI: 10.1046/j.1467-7652.2003.00004.x
Lim P.O., Kim Y., Breeze E., Koo J.C., Woo H.R., Ryu J.S., Park D.H., Beynon J., Tabrett A., Buchanan-Wollaston V., Nam H.G. Overexpression of a chromatin architecture-controlling AT-hook protein extends leaf longevity and increases the post-harvest storage life of plants. The Plant Journal, 2007, 52(6): 1140-1153 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-313X.2007.03317.x
Hopkins M., Taylor C., Liu Z., Ma F., McNamara L., Wang T., Thompson J.E. Regulation and execution of molecular disassembly and catabolism during senescence. New Phytologist, 2007, 175(2): 201-214 ( ) DOI: 10.1111/j.1469-8137.2007.02118.x
Jansson S., Thomas H. Senescence: developmental program or timetable? New Phytologist, 2008, 179(3): 575-579 ( ) DOI: 10.1111/j.1469-8137.2008.02471.x
Buchanan-Wollaston V., Ainsworth C. The molecular biology of leaf senescence. J. Exp. Bot., 1997, 48(307): 181-199 ( ) DOI: 10.1093/jxb/48.2.181
Hollmann J., Gregersen P.L., Krupinska K. Identification of predominant genes involved in regulation and execution of senescence-associated nitrogen remobilization in flag leaves of field grown barley. J. Exp. Bot., 2014, 65(14): 3963-3973 ( ) DOI: 10.1093/jxb/eru094
Noodén L.D., Penney J.P. Correlative controls of senescence and plant death in Arabidopsis thaliana (Brassicaceae). J. Exp. Bot., 2001, 52(364): 2151-2159 ( ) DOI: 10.1093/jexbot/52.364.2151
Zapata J.M., Guéra A., Esteban-Carrasco A., Martín M., Sabater B. Chloroplasts regulate leaf senescence: delayed senescence in transgenic ndhF-defective tobacco. Cell Death and Differentiation, 2005, 12: 1277-1284 ( ) DOI: 10.1038/sj.cdd.4401657
Parrott D.L., Martin J.M., Fischer A.M. Analysis of barley (Hordeum vulgare) leaf senescence and protease gene expression: a family C1A cysteine protease is specifically induced under conditions characterized by high carbohydrate, but low to moderate nitrogen levels. New Phytologist, 2010, 187(2): 313-331 ( ) DOI: 10.1111/j.1469-8137.2010.03278.x
Buchanan-Wollaston V. The molecular biology of leaf senescence. J. Exp. Bot., 1997, 48(307): 181-199 ( ) DOI: 10.1093/jxb/48.2.181
Jukanti A.K., Heidlebaugh N.M., Parrott D.L., Fischer I.A., McInnerney K., Fischer A.M. Comparative transcriptome profiling of near-isogenic barley (Hordeum vulgare) lines differing in the allelic state of a major grain protein content locus identifies genes with possible roles in leaf senescence and nitrogen reallocation. New Phytologist, 2008, 177(2): 333-349 ( ) DOI: 10.1111/j.1469-8137.2007.02270.x
Buchanan-Wollaston V., Page T., Harrison E., Breeze E., Lim P.O., Nam H.G., Ji-Feng L., Shu-Hsing W., Jodi S., Kimitsune I., Christopher J. Comparative transcriptome analysis reveals significant differences in gene expression and signalling pathways between developmental and dark/starvation-induced senescence in Arabidopsis. The Plant Journal, 2005, 42: 567-585 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-313X.2005.02399.x
Gepstein S., Sabehi G., Carp M.J., Hajouj T., Falah M., Nesher O., Yariv I., Dor C., Bassani M. Large-scale identification of leaf senescence-associated genes. The Plant Journal, 2003, 36(5): 629-642 ( ) DOI: 10.1046/j.1365-313X.2003.01908.x
Grbic V., Bleecker A.B. Ethylene regulates the timing of leaf senescence in Arabidopsis. The Plant Journal, 1995, 8(4): 595-602 ( ) DOI: 10.1046/j.1365-313X.1995.8040595.x
Guo Y., Gan S. Convergence and divergence in gene expression profiles induced by leaf senescence and 27 senescence-promoting hormonal, pathological and environmental stress treatments. Plant Cell Environ., 2012, 35: 644-655 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-3040.2011.02442.x
Noh Y., Amasino R.M. Identification of a promoter region responsible for the senescence-specific expression of SAG12. Plant Mol. Biol., 1999, 41: 181-194 ( ) DOI: 10.1023/A:1006342412688
He Y., Gan S. A gene encoding an acyl hydrolase is involved in leaf senescence in Arabidopsis. The Plant Cell, 2002, 14: 805-815 ( ) DOI: 10.1105/tpc.010422
Xiao W.S., Gao W., Chen Q.-F., Chan S.-W., Zheng S.-X., Ma J., Wang M., Welti R., Chye M.-L. Overexpression of Arabidopsis acyl-CoA binding protein ACBP3 promotes starvation-induced and age-dependent leaf senescence. The Plant Cell, 2010, 22: 1463-1482 ( ) DOI: 10.1105/tpc.110.075333
Hirashima M., Satoh S., Tanaka R., Tanaka A. Pigment shuffling in antenna systems achieved by expressing prokaryotic chlorophyllide a oxygenase in Arabidopsis. J. Biol. Chem., 2006, 281: 15385-15393 ( ) DOI: 10.1074/jbc.M602903200
Sakuraba Y., Balazadeh S., Tanaka R., Mueller-Roeber B., Tanaka A. Overproduction of chl b retards senescence through transcriptional reprogramming in Arabidopsis. Plant Cell Physiol., 2012, 53: 505-517 ( ) DOI: 10.1093/pcp/pcs006
Тютерева Е.В., Иванова А.Н., Войцеховская О.В. К вопросу о роли хлорофилла b в онтогенетических адаптациях растений. Успехи современной биологии, 2014, 134: 249-256.
Tomitani A., Okada K., Miyashita H., Matthijs H.C.P., Ohno T., Tanaka A. Chlorophyll b and phycobilins in the common ancestor of cyanobacteria and chloroplasts. Nature, 1999, 400: 159-162 ( ) DOI: 10.1038/22101
Sakuraba Y., Yokono M., Akimoto S., Tanaka R., Tanaka A. Deregulated chlorophyll b synthesis reduces the energy transfer rate between photosynthetic pigments and induces photodamage in Arabidopsis thaliana. Plant Cell Physiol., 2010, 51: 1055-1065 ( ) DOI: 10.1093/pcp/pcq050
Espineda C.E., Alicia S.L., Domenica D., Brusslan J.A. The AtCAO gene, encoding chlorophyll a oxygenase, is required for chlorophyll b. PNAS USA, 1999, 96: 10507-10511 ( ) DOI: 10.1073/pnas.96.18.10507
Beale S.I. Enzymes of chlorophyll biosynthesis. Photosynthesis Research, 1999, 60: 43-73 ( ) DOI: 10.1023/A:1006297731456
Nakagawara E., Sakuraba Y., Yamasato A., Tanaka R., Tanaka A. Clp protease controls chlorophyll b synthesis by regulating the level of chlorophyllide a oxygenase. Plant J., 2007, 49: 800-809 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-313X.2006.02996.x
Yamasato A., Nagata N., Tanaka R., Tanaka A. The N-terminal domain of chlorophyllide a oxygenase confers protein instability in response to chlorophyll b accumulation in Arabidopsis. The Plant Cell, 2005, 17: 1585-1597 ( ) DOI: 10.1105/tpc.105.031518
Bailey S., Walters R.G., Jansson S., Horton P. Acclimation of Arabidopsis thaliana to the light environment: the existence of separate low light and high light responses. Planta, 2001, 213: 794-801 ( ) DOI: 10.1007/s004250100556
Voitsekhovskaja O.V., Tyutereva E.V. Chlorophyll b in angiosperms: functions in photosynthesis, signaling and ontogenetic regulation. J. Plant Physiol., 2015, 189: 51-64 ( ) DOI: 10.1016/j.jplph.2015.09.013
Tanaka R., Tanaka A. Chlorophyll cycle regulates the construction and destruction of the light-harvesting complexes. BBA, 2011, 1807: 968-976 ( ) DOI: 10.1016/j.bbabio.2011.01.002
Croce R., Muller M.G., Bassi R., Holzwarth A.R. Carotenoid-to-chlorophyll energy transfer in recombinant major light-harvesting complex (LHCII) of higher plants. I. Femtosecond transient absorption measurements. Biophys. J., 2001, 80: 901-915 ( ) DOI: 10.1016/S0006-3495(01)76069-9
Walla P.J., Yom J., Krueger B.P., Fleming G.R. Two-photon excitation spectrum of light-harvesting complex II and fluorescence upconversion after one-and twophoton excitation of the carotenoids. J. Phys. Chem. В, 2000, 104: 4799-4806 ( ) DOI: 10.1021/jp9943023
Novoderezhkin V.I., Palacios M.A., van Amerongen H., van Grondelle R. Excitation dynamics in the LHCII complex of higher plants: modeling based on the 2.72 Angstrom crystal structure. J. Phys. Chem. B, 2005, 109: 10493-10504 ( ) DOI: 10.1021/jp044082f
Schlau-Cohen G.S., Calhoun T.R., Ginsberg N.S., Read E.L., Ballottari M., Bassi R., van Grondelle R., Fleming G.R. Pathways of energy flow in LHCII from two dimensional electronic spectroscopy. J. Phys. Chem. B, 2009, 113: 15352-15363 ( ) DOI: 10.1021/jp9066586
Formaggio E., Cinque G., Bassi R. Functional architecture of the major light-harvesting complex from higher plants. J. Mol. Biol., 2001, 314: 1157-1166 ( ) DOI: 10.1006/jmbi.2000.5179
Croce R., Zucchelli G., Garlaschi F.M., Jennings R.C. A thermal broadening study of the antenna chlorophylls in PSI-200, LHCI, and PSI core. Biochemistry, 1998, 37: 17355-17360 ( ) DOI: 10.1021/bi9813227
Rivadossi A., Zucchelli G., Garlaschi F.M., Jennings R.C. The importance of PSI chlorophyll red forms in light-harvesting by leaves. Photosynth. Res., 1999, 60: 209-215.
Avenson T.J., Ahn T.K., Zigmantas D., Niyogi K.K., Li Z., Ballottari M., Bassi R., Fleming G.R. Zeaxanthin radical formation in minor light-harvesting complexes of higher plant antenna. J. Biol. Chem., 2008, 283: 3550-3558 ( ) DOI: 10.1074/jbc.M705645200
Ballottari M., Mozzo M., Girardon J., Hienerwadel R., Bassi R. Chlorophyll triplet quenching and photoprotection in the higher plant monomeric antenna protein Lhcb5. J. Phys. Chem. B, 2013, 117(38): 11337-11348 ( ) DOI: 10.1021/jp402977y
Dall'оsto L., Cazzaniga S., Havaux M., Bassi R. Enhanced photoprotection by protein-bound vs free xanthophyll pools: a comparative analysis of chlorophyll b and xanthophyll biosynthesis mutants. Molecular Plant, 2010, 3: 576-593 ( ) DOI: 10.1093/mp/ssp117
Ramel F., Ksas B., Akkari E., Mialoundama A.S., Monnet F., Krieger-Liszkay A., Ravanat J.-L., Mueller M.J., Bouvier F., Havaux M. Light-induced acclimation of the Arabidopsis chlorina1 mutant to singlet oxygen. The Plant Cell, 2013, 25: 1445-1462 ( ) DOI: 10.1105/tpc.113.109827
Tyutereva E.V., Evkaikina A.I., Ivanova A.N., Voitsekhovskaja O.V. The absence of chlorophyll b affects lateral mobility of photosynthetic complexes and lipids in grana membranes of Arabidopsis and barley chlorina mutants. Photosynthesis Research, 2017, 113: 357-370 ( ) DOI: 10.1007/s11120-017-0376-9
Tanaka A., Ito H., Tanaka R., Tanaka N.K., Yoshida K., Okada K. Chlorophyll a oxygenase (CAO) is involved in chlorophyll b formation from chlorophyll a. PNAS, 1998, 95(21): 12719-12723 ( ) DOI: 10.1073/pnas.95.21.12719
Hoober J.K., Eggink L.L., Chen M. Chlorophylls, ligands and assembly of light-harvesting complexes in chloroplasts. Photosynthesis Research, 2007, 94: 387-400 ( ) DOI: 10.1007/s11120-007-9181-1
Klimmek F., Sjodin A., Noutsos C., Leister D., Jansson S. Abundantly and rarely expressed Lhc protein genes exhibit distinct regulation patterns in plants. Plant Physiol., 2006, 140: 793-804 ( ) DOI: 10.1104/pp.105.073304
Mishra S.R., Eu Y., Nath K., Tovu A., Zulfugarov I.S., Lee C.-H. Mutants of chlorophyllide oxygenase. In: Photosynthesis: overviews on recent progress & future perspective/S. Itoh, P. Mohanty, K.N. Guruprasad (eds.). IK International Publishing House, 2012: 130-145.
Humbeck K., Quast S., Krupinska K. Functional and molecular changes in the photosynthetic apparatus during senescence of flag leaves from field-grown barley plants. Plant, Cell and Environment, 1996, 19: 337-344 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-3040.1996.tb00256.x
Hortensteiner S., Feller U. Nitrogen metabolism and remobilization during senescence. J. Exp. Bot., 2002, 53; 370: 927-937 ( ) DOI: 10.1093/jexbot/53.370.927
Hortensteiner S., Vicentini F., Matile P. Chlorophyll breakdown in senescent cotyledons of rape, Brassica napus L.: enzymatic cleavage of phaeophorbide a in vitro. New Phytologist, 1995, 129: 237-246 ( ) DOI: 10.1111/j.1469-8137.1995.tb04293.x
Kusaba M., Ito H., Morita R., Iida S., Sato Y., Fujimoto M. Rice NON-YELLOW COLORING1 is involved in light-harvesting complex 2 and grana degradation during leaf senescence. Plant Cell, 2007, 19: 1362-1375 ( ) DOI: 10.1105/tpc.106.042911
Jia T, Ito H, Hu X, Tanaka A. Accumulation of the NON-YELLOW COLORING 1 protein of the chlorophyll cycle requires chlorophyll b in Arabidopsis thaliana. Plant J., 2015, 81: 586-596 ( ) DOI: 10.1111/tpj.12753
Kim E.H., Li X.P., Razeghifard R., Anderson J.M., Niyogi K.K., Pogson B.J., Chow W.S. The multiple roles of light-harvesting chlorophyll a/b-protein complexes define structure and optimize function of Arabidopsis chloroplasts: a study using two chlorophyll b-less mutants. BBA, 2009, 1787: 973-984 ( ) DOI: 10.1016/j.bbabio.2009.04.009
Bianchi S., Dall'оsto L., Tognon G., Morosinotto T., Bassi R. Minor antenna proteins CP24 and CP26 affect the interactions between photosystem II subunits and the electron transport rate in grana membranes of Arabidopsis. Plant Cell, 2008, 20: 1012-1028 ( ) DOI: 10.1105/tpc.107.055749
Goral T.K., Johnson M.P., Duffy C.D.P., Brain A.P.R, Ruban A.V., Mullineaux C.W. Light-harvesting antenna composition controls the macrostructure and dynamics of thylakoid membranes in Arabidopsis. Plant J., 2012, 69: 289-301 ( ) DOI: 10.1111/j.1365-313X.2011.04790.x
Miller K.R., Miller G.J., McIntyre K.R. The light-harvesting chlorophyll-protein complex of photosystem II. Its location in the photosynthetic membrane. J. Cell Biol., 1976, 71: 624-638 ( ) DOI: 10.1083/jcb.71.2.624
Kirchhoff H. Diffusion of molecules and macromolecules in thylakoid membranes. BBA, 2014, 1837: 495-502 ( ) DOI: 10.1016/j.bbabio.2013.11.003
Pesaresi P., Schneider A., Kleine T., Leister D. Interorganellar communication. Curr. Opin. Plant Biol., 2007, 10(6): 600-606 ( ) DOI: 10.1016/j.pbi.2007.07.007
Baier M., Dietz K.-J. Chloroplasts as source and target of cellular redox regulation: a discussion on chloroplast redox signals in the context of plant physiology. J. Exp. Bot., 2005, 56(416): 1449-1462 ( ) DOI: 10.1093/jxb/eri161
Jung H.-S., Chory J. Signaling between chloroplasts and the nucleus: can a systems biology approach bring clarity to a complex and highly regulated pathway? Plant Physiol., 2010, 152: 453-459 ( ) DOI: 10.1104/pp.109.149070
Kleine T., Voigt C., Leister D. Plastid signalling to the nucleus: messengers still lost in the mists? Trends Genet., 2009, 25: 185-192 ( ) DOI: 10.1016/j.tig.2009.02.004
Kobayashi Y., Kanesaki Y., Tanaka A., Kuroiwa H., Kuroiwa T., Tanaka R. Tetrapyrrole signal as a cell-cycle coordinator from organelle to nuclear DNA replication in plant cells. PNAS USA, 2009, 106: 803-807 ( ) DOI: 10.1073/pnas.0804270105
Horie Y., Ito H., Kusaba M., Tanaka R., Tanaka A. Participation of chlorophyll b reductase in the initial step of the degradation of light-harvesting chlorophyll a/b-protein complexes in Arabidopsis. J. Biol. Chem., 2009, 284: 17449-17456 ( ) DOI: 10.1074/jbc.M109.008912
Sakuraba Y., Kim Y.S., Yoo S.C., Hörtensteiner S., Paek N.C. 7-Hydroxymethyl chlorophyll a reductase functions in metabolic channeling of chlorophyll breakdown intermediates during leaf senescence. Biochem. Bioph. Res. Co., 2013, 430: 32-37 ( ) DOI: 10.1016/j.bbrc.2012.11.050
Reumann S., Voitsekhovskaja O., Lillo C. From signal transduction to autophagy of plant cell organelles: lessons from yeast and mammals and plant-specific features. Protoplasma, 2010, 247: 233-256 ( ) DOI: 10.1007/s00709-010-0190-0
Sakuraba Y., Lee S.-H., Kim Y.S., Park O.K., Hörtensteiner S., Paek N.C. Delayed degradation of chlorophylls and photosyhthetic proteins in Arabidopsis autophagy mutants during stress-induced leaf yellowing. J. Exp. Bot., 2014, 65: 3915-3925 ( ) DOI: 10.1093/jxb/eru008
Дмитриева В.А. Роль стабилизации пигмент-белковых комплексов фотосинтетического аппарата в регуляции цветения Hordeum vulgare и Arabidopsis thaliana (выпускная квалификационная работа). СПб, 2016.
Kromdijk J., Glowacka K., Leonelli L., Gabilly S.T., Iwai M., Niyogi K.K., Long S. Improving photosynthesis and crop productivity by accelerating recovery from photoprotection. Science, 2016, 354: 857-861 ( ) DOI: 10.1126/science.aai8878
Kirst H., Gabilly S.T., Niyogi K.K., Lemaux P.G., Melis A. Photosynthetic antenna engineering to improve crop yields. Planta, 2017, 245: 1009-1020 ( ) DOI: 10.1007/s00425-017-2659-y
Brestic M., Zivcak M., Kunderlikova K., Sytar O., Shao H., Kalaji H.M., Allakhverdiev S.I. Low PSI content limits the photoprotection of PSI and PSII in early growth stages of chlorophyll b-deficient wheat mutant lines. Planta, 2015, 125: 151-166 ( ) DOI: 10.1007/s11120-015-0093-1
Brestic M., Zivcak M., Kunderlikova K., Allakhverdiev S.I. High temperature specifically affects the photoprotective responses of chlorophyll b-deficient wheat mutant lines. Planta, 2016, 130: 251-366 ( ) DOI: 10.1007/s11120-016-0249-7
Slattery R., VanLoocke A., Bernacchi K.J., Zhu X.-G., Ort D.R. Photosynthesis, light use efficiency and yield of reduced-chlorophyll soybean mutants in field conditions. Front. Plant Sci., 2017, 8: 549 ( ) DOI: 10.3389/fpls.2017.00549
Тютерева Е.В. Реакция фотосинтетического аппарата chlorina 3613 (Hordeum vulgare L.), лишенного хлорофилла b, на изменение уровня инсоляции. Автореф. канд. дис. СПб, 2011.
Dmitrieva V.A., Ivanova A.N., Tyutereva E.V., Evkaikina A.I., Klimo-va E.A., Voitsekhovskaja O.V. Chlorophyllide-a-Oxygenase (CAO) deficiency affects the levels of singlet oxygen and formation of plasmodesmata in leaves and shoot apical meristems of barley. Plant Signaling & Behavior, 2017, 12(4): e1300732 ( ) DOI: 10.1080/15592324.2017.1300732
Leverenz J.W., Öquist G., Winglse G. Photosynthesis and photoinhibition in leaves of chlorophyll b-less barley in relation to absorbed light. Physiologia Plantarum, 1992, 85: 495-502 ( ) DOI: 10.1111/j.1399-3054.1992.tb05817.x
Burch-Smith T.M., Zambryski P.C. Plasmodesmata paradigm shift: regulation from without versus within. Annu. Rev. Plant. Biol., 2012, 63: 239-260 ( ) DOI: 10.1146/annurev-arplant-042811-105453

Еще

Статья обзорная