Идентификация и выделение вируса контагиозной эктимы от овец в Республике Тыва в 2015 году

Идентификация и выделение вируса контагиозной эктимы от овец в Республике Тыва в 2015 году

Автор: Янжиева Д.В., Сальников Н.И., Усадов Т.Р., Живодеров С.П., Сарыглар Л.К., Луницин А.В.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Ветеринарная вирусология, микробиология, паразитология

Статья в выпуске: 6 т.51, 2016 года.

Бесплатный доступ

Контагиозная эктима - инфекционная болезнь овец и коз, характеризующаяся поражением слизистых оболочек ротовой полости, кожи губ, головы, молочных желез и конечностей. Вирус контагиозной эктимы (Orf virus, ВКЭ) - представитель рода Parapoxvirus в подсемействе Chordopoxvirinae семейства Poxviridae. Геном представлен линейной двухцепочечной молекулой ДНК размером 138 т.п.н., содержащей 132 открытые рамки считывания. Антигенная структура вируса недостаточно изучена, не все штаммы серологически идентичны, в связи с чем актуально выделение и изучение его новых изолятов. Анализ отечественной литературы показал отсутствие подобных работ на фоне малого числа зарегистрированных вспышек контагиозной эктимы в России. Мы впервые выделили ВКЭ от овец в Республике Тыва после экспериментального заражения полученным от них биоматериалом, идентифицировали его и изучили биологические свойства изолята. В августе 2015 года в Республике Тыва было зарегистрировано заболевание овец, характеризующееся развитием эритемы, везикул, пустул и струпьев на коже ушей и конечностей. Струпья от этих животных были взяты для выделения и идентификации возбудителя. С этой целью экспериментально заразили трех ягнят суспензией струпьев с кожи инфицированных животных (губы на границе кожной и слизистой поверхностей скарифицировали, а затем наносили инокулюм ватными тампонами). На 4-5-е сут после заражения на губах ягнят появились везикулы, перешедшие в стадию пустул и струпьев. Заживление поражений наблюдали через 2 нед. Суспензию струпьев от инфицированных животных использовали для инокуляции первичной культуры клеток почки овцы. На 7-е сут после инокуляции клеточный монослой собрали и провели 2-й пассаж. В монослоях 1-го и 2-го пассажей специфического цитопатического действия вируса не наблюдали. Смывы с кожи губ от экспериментально инфицированных ягнят исследовали методом ПЦР в реальном времени согласно описанному протоколу (G. Venkatesan с соавт., 2014). При этом ДНК вируса контагиозной эктимы была выявлена в смывах, полученных на 7-28-е сут после заражения. ДНК вируса контагиозной эктимы также обнаружили в струпьях от инфицированных ягнят и в лизатах клеточного монослоя после 2-го пассажа. При исследовании референтных образцов ДНК ВКЭ (штамм IA82), нодулярного дерматита (штамм Вакцинный), оспы овец (штаммы Монгольский и Б5/96), оспы коз (штамм ОК/А-04) положительные результаты получили только с ДНК ВКЭ, чем подтверждается специфичность системы. Аналитическая чувствительность ПЦР-РВ для выявления генома вируса контагиозной эктимы составила 1,3±0,03 lg ТЦД50/см3. Таким образом, возбудитель, вызвавший в 2015 году болезнь у овец в Республике Тыва, выделен в культуре клеток почки овцы от экспериментально инфицированных ягнят и идентифицирован как вирус контагиозной эктимы.

Еще

Овцы, контагиозная эктима, вирус, пцр, культура клеток

Короткий адрес: https://sciup.org/142213990

IDR: 142213990   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2016.6.861rus

Список литературы Идентификация и выделение вируса контагиозной эктимы от овец в Республике Тыва в 2015 году

  • Коломыцев А.А., Закутский Н.И., Гузалова А.Г., Миколайчук С.В., Моргунов Ю.П. Контагиозный пустулезный дерматит овец и коз. Ветеринарная патология, 2008, 4: 31-37.
  • Delhon G., Tulman E.R., Afonso C.L., Lu Z., de la Concha-Bermejillo A., Lehmkuhl H.D., Piccone M.E., Kutish G.F., Rock D.L. Genomes of the parapoxviruses Orf virus and bovine papular stomatitis virus. J. Virol., 2004, 78(1): 168-177 ( ) DOI: 10.1128/JVI.78.1.168-177.2004
  • Bayindir Y., Bayraktar M., Karada N., Ozcan H., Kayabas U., Otlu B., Durmaz R., Doganay M. Investigation and analysis of a human orf outbreak among people living on the same farm. New microbiologica, 2011, 34: 37-43.
  • Hosamani A., Scagliarini A., Bhanuprakash V., McInnes C.J., Singh R.K. Orf: an update on current research and future perspectives. Expert Review on Anti-infective Therapy, 2009, 7(7): 879-893 ( ) DOI: 10.1586/eri.09.64
  • Bhanuprakash V., Venkatesan G., Balamurugan V., Hosamani M., Yogisharadhya R., Chauhan R.S., Pande A., Mondal B., Singh R.K. Pox outbreaks in sheep and goats at Makhdoom (Uttar Pradesh), India: evidence of sheep pox virus infection in goats. Transbound. Emerg. Dis., 2010, 57(5): 375-382 ( ) DOI: 10.1111/j.1865-1682.2010.01158.x
  • Abubankr M.I., Abu-Elzein E.M., Housawi F.M., Abdelrahman A.O., Fadlallah M.E., Nayel M.N., Adam A.S., Moss S., Forrester N.L., Coloyan E., Gameet A., Al-Afaleq A.I., Gould E.A. Pseudo cow poxvirus: the etiological agent of contagious ecthyma (Auzdyk) in camels (Camelus dromedarius) in the Arabian peninsula. Vector Borne Zoonotic Diseases, 2007, 7(2): 257-260 ( ) DOI: 10.1089/vbz.2006.0627
  • Abdelrabman K., Soliman H. Molecular and virological studies on contagious pustular dermatitis isolates from Egyption sheep and goats. Research in Veterinary Science, 2010, 89(2): 290-294 ( ) DOI: 10.1016/j.rvsc.2010.02.019
  • Wise L.M., Savory L.J., Dryden N.H., Whelan E.M., Fleming S.B., Mercer A.A. The development of oral lesions in lambs naturally infected with orf virus. Veterinary Journal, 2007, 174(3): 663-664 ( ) DOI: 10.1016/j.tvjl.2006.10.024
  • Venkatesan G., Balamurugan V., Bhanuprakash V. TaqMan based real-time duplex PCR for simultaneous detection and quantitation of Capri pox and Orf virus genomes in clinical samples. J. Virol. Methods, 2014, 201: 44-50 ( ) DOI: 10.1016/j.jviromet.2014.02.007
  • Oem J.-K., Chung J.-Y., Kim Y.-J., Lee K.-K., Kim S.-H., Jung B.-Y., Hyun B.-H. Isolation and characterization of orf viruses from Korean black goats. J. Vet. Sci., 2013, 14(2): 227-230 ( ) DOI: 10.4142/jvs.2013.14.2.227
  • Bora D.P., Barman N.N., Das S.K., Bhanuprakash V., Yogisharadhya R., Venkatesan G., Kumar A., Rajbongshi G., Khatoon E., Chakraborty A., Bujarbaruah K.M. Identification and phylogenetic analysis of orf viruses isolated from outbreaks in goats of Assam, a northeastern state of India. Virus Genes, 2012, 45: 98-104 ( ) DOI: 10.1007/s11262-012-0740-y
  • Chan K.W., Lin J.W., Lee S.H., Liao C.J., Tsai M.C., Hsu W.L., Wong M.L., Shih H.C. Identification and phylogenetic analysis of orf virus from goats in Taiwan. Virus Genes, 2007, 35: 705-712 ( ) DOI: 10.1007/s11262-007-0144-6
  • Mondal B., Bera A.K., Hosamani M., Tembhurne P.A., Bandyopadhyay S.K. Detection of orf virus from an outbreak in goats and its genetic relation with other parapoxviruses. Veterinary Research Community, 2006, 30: 531-539 ( ) DOI: 10.1007/s11259-006-3270-z
  • Hosamani M., Yadav S., Kallesh D.J., Mondal B., Bhanuprakash V., Singh R.K. Isolation and characterization of an Indian orf virus from goats. Zoonoses Public Health, 2007, 54: 204-208 ( ) DOI: 10.1111/j.1863-378.2007.01046.x
  • Musser J.M.B., Taylor C.A., Guo J., Tizard I.R., Walker J.W. Development of a contagious ecthyma vaccine for goats. Am. J. Vet. Res., 2008, 69: 1366-1370 ( ) DOI: 10.2460/ajvr.69.10.1366
  • Hosamani M., Bhanuprakash V., Scagliarini A., Singh R.K. Comparative sequence analysis of major envelope protein gene (B2L) of Indian orf viruses isolated from sheep and goats. Vet. Microbiol., 2006, 116: 317-324 ( ) DOI: 10.1016/j.vetmic.2006.04.028
  • Venkatesan G., Balamurugan V., Bora D.P., Yogisharadhya R., Prabhu M., Bhanuprakash V. Sequence and phylogenetic analyses of an Indian isolate of orf virus from sheep. Veterinaria Italiana, 2011, 47(3): 323-332.
  • Abrahão J.S., Campos R.K., Trindade G.S., Guedes M.I., Lobato Z.I., Mazur C., Ferreira P.C., Bonjardim C.A., Kroon E.G. Detection and phylogenetic analysis of orf virus from sheep in Brazil: a case report. Virol. J., 2009, 6: 47 ( ) DOI: 10.1186/1743-422X-6-47
  • Chan K.W., Hsu W.L., Wang C.Y., Yang C.H., Lin F.Y., Chulakasian S., Wong M.L. Differential diagnosis of orf viruses by a single-step PCR. J. Virol. Methods, 2009, 160(1-2): 85-89 ( ) DOI: 10.1016/j.jviromet.2009.04.025
  • Gallina L., Dal Pozzo F., Mc Innes C.J., Cardeti G., Guercio A., Battilani M., Ciulli S., Scagliarini A. A real-time PCR assay for the detection and quantification of orf virus. J. Virol. Methods, 2005, 134: 140-145 ( ) DOI: 10.1016/j.jviromet.2005.12.014
  • Nitsche A., Buttner M., Wilhelm S., Pauli G. Meyer H. Real-Time PCR detection of parapoxvirus DNA. Clin. Chem., 2006, 52(2): 316-319 ( ) DOI: 10.1373/clinchem.2005.060335
  • Kottaridi C., Nomikou K., Lelli R., Markoulatos P., Mangana O. Laboratory diagnosis of contagious ecthyma: comparison of different PCR protocols with virus isolation in cell culture. J. Virol. Methods, 2006, 134: 119-124 ( ) DOI: 10.1016/j.jviromet.2005.12.005
  • Venkatesan G., Balamurugan V., Bhanuprakash V. TaqMan based real-time duplex PCR for simultaneous detection and quantitation of Capri pox and Orf virus genomes in clinical samples. J. Virol. Methods, 2014, 201: 44-50 ( ) DOI: 10.1016/j.jviromet.2014.02.007
  • Лакин Г.Ф. Биометрия. М., 1990.
Еще
Статья научная
QR-код для установки приложения SciUp Наведите камеру и скачайте бесплатное приложение SciUp