Индукция непрямого органогенеза побегов сои Glycine max (L.) Merr. из сегментов стебля для применения в качестве эксплантов при агробактериальной трансформации

Индукция непрямого органогенеза побегов сои Glycine max (L.) Merr. из сегментов стебля для применения в качестве эксплантов при агробактериальной трансформации

Автор: Варламова Н.В., Родионова М.А., Ефремова Л.Н., Харченко П.Н., Высоцкий Д.А., Халилуев М.Р.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Культуры in vitro

Статья в выпуске: 3 т.53, 2018 года.

Бесплатный доступ

Соя Glycine max (L.) Merr. - важнейшая продовольственная, техническая и кормовая культура. В настоящее время широкое распространение в мире получает выращивание генно-модифицированных растений сои с повышенной устойчивостью к гербицидам и вредителям, а также пониженным содержанием линоленовой кислоты по сравнению с сортами и гибридами традиционной селекции. Более 85 % трансгенных растений сои было получено методом агробактериальной трансформации. К настоящему времени разработаны протоколы агробактериальной трансформации сои посредством соматического эмбриогенеза, а также прямого или непрямого органогенеза. При этом в качестве эксплантов используют семядоли, семядольные узлы, сегменты гипокотиля и эпикотиля, незрелые и зрелые зародыши. Однако, несмотря на большое число известных протоколов, генетическая трансформация сои не стала еще рутинной процедурой, поскольку существенным образом зависит от особенностей конкретного генотипа. В доступной литературе данные об использовании сегментов стебля для генетической трансформации сои практически отсутствуют, хотя этот тип экспланта широко и эффективно применяют при получении большинства трансгенных растений из класса Dicotyledoneae...

Еще

Соя, культура in vitro, органогенез побегов, агробактериальная трансформация

Короткий адрес: https://sciup.org/142216554

IDR: 142216554   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2018.3.521rus

Список литературы Индукция непрямого органогенеза побегов сои Glycine max (L.) Merr. из сегментов стебля для применения в качестве эксплантов при агробактериальной трансформации

  • Глухих М.А. Технологии производства продукции растениеводства в Зауралье и Западной Сибири. М., 2015.
  • Global status of commercialized biotech/GM crops: 2016. ISAAA Brief №. 52. ISAAA, Ithaca, NY, 2016.
  • Christou P., McCabe D.E., Swain W.F. Stable transformation of soybean callus by DNA-coated gold particles. Plant Physiol., 1988, 87(3): 671-674 ( ) DOI: 10.1104/pp.87.3.671
  • Hinchee M.A., Connor-Ward D.V., Newell C.A., McDonell R.E., Sato S.J., Gasser C.S., Fishhoff D.A., Re D.B., Fraley R.T., Horsch R.B. Production of transgenic soybean plants using Agrobacterium-mediated DNA transfer. Nature Biotechnol., 1988, 6(8): 915-922 ( ) DOI: 10.1038/nbt0888-915
  • Arun M., Chinnathambi A., Subramanyam K., Karthik S., Sivanandhan G., Theboral J., Alharbi S.А., Kim C.K., Ganapathi A. Involvement of exogenous polyamines enhances regeneration and Agrobacterium-mediated genetic transformation in half-seeds of soybean. 3 Biotech, 2016, 6(2): 148 ( ) DOI: 10.1007/s13205-016-0448-0
  • Wang G., Xu Y. Hypocotyl-based Agrobacterium-mediated transformation of soybean (Glycine max) and application for RNA interference. Plant Cell Rep., 2008, 27(7): 1177-1184 ( ) DOI: 10.1007/s00299-008-0535-8
  • Ефремова О.С., Дега Л.А., Нодельман Е.К., Шкрыль Ю.Н. Оценка трансгенных растений сои (Glycine max (L.) Merr.) на устойчивость к фитопатогенам. Масличные культуры. Научно-технический бюллетень Всероссийского научно-исследовательского института масличных культур, 2016, 4(168): 25-30.
  • Hong H.P., Zhang H., Olhoft P., Hill S., Wiley H., Toren E., Hillebrand H., Jones T., Cheng M. Organogenic callus as the target for plant regeneration and transformation via Agrobacterium in soybean (Glycine max (L.) Merr.). In Vitro Cell. Dev. Biol.-Plant, 2007, 43(6): 558-568 ( ) DOI: 10.1007/s11627-007-9066-1
  • Finer J.J. Generation of transgenic soybean (Glycine max) via particle bombardment of embryogenic cultures. Curr. Protoc. Plant Biol., 2016, 1: 592-603 ( ) DOI: 10.1002/cppb.20039
  • Dhir S.K., Dhir S., Sturtevant A.P., Widholm J.M. Regeneration of transformed shoots from electroporated soybean (Glycine max (L.) Merr.) protoplasts. Plant Cell Reports, 1991, 10(2): 97-101 ( ) DOI: 10.1007/BF00236466
  • Shou H., Palmer R.G., Wang K. Irreproducibility of the soybean pollen-tube pathway transformation procedure. Plant Mol. Biol. Rep., 2002, 20(4): 325-334 ( ) DOI: 10.1007/BF02772120
  • Кершанская О.И. Генетическая инженерия сои для улучшения устойчивости к абиотическим стрессам. Eurasian Journal of Applied Biotechnology, 2013, 1: 34-40.
  • Бутенко Р.Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе. М., 1999.
  • Franklin G., Carpenter L., Davis E., Reddy C.S., Al-Abed D., Abou Alaiwi W., Parani M., Smith B., Sairam R.V. Factors influencing regeneration of soybean from mature and immature cotyledons. Plant Growth Regul., 2004, 43(1): 73-79 ( ) DOI: 10.1023/B:GROW.0000038359.86756.18
  • Raza G., Singh M.B., Bhalla P.L. In vitro plant regeneration from commercial cultivars of soybean. BioMed Research International, 2017, 2017: Article ID 7379693 ( ) DOI: 10.1155/2017/7379693
  • Zhang C., Wu X., Zhang B., Chen Q., Liu M., Xin D., Qi Z., Li S., Ma Y., Wang L., Jin Y., Li W., Wu X., Su A.-Y. Functional analysis of the GmESR1 gene associated with soybean regeneration. PLoS ONE, 2017, 12(4): e0175656 ( ) DOI: 10.1371/journal.pone.0175656
  • Tomlin E.S., Branch S.R., Chamberlain D., Gabe H., Wright M.S., Stewart C.N. Screening of soybean, Glycine max (L.) Merrill, lines for somatic embryo induction and maturation capability from immature cotyledons. In Vitro Cell. Dev. Biol.-Plant, 2002, 38(6): 543-548 ( ) DOI: 10.1079/IVP2002326
  • Hiraga S., Minakawa H., Takahashi K., Takahashi R., Hajika M., Harada K., Ohtsubo N. Evaluation of somatic embryogenesis from immature cotyledons of Japanese soybean cultivars. Plant Biotechnology, 2007, 24(4): 435-440 ( ) DOI: 10.5511/plantbiotechnology.24.435
  • Ko T.-S., Korban S.S. Enhancing the frequency of somatic embryogenesis following Agrobacterium-mediated transformation of immature cotyledons of soybean In Vitro Cell. Dev. Biol.-Plant, 2004, 40(6): 552-558 ( ) DOI: 10.1079/IVP2004566
  • Olhoft P., Flagel L., Donovan C., Somers D. Efficient soybean transformation using hygromycin B selection in the cotyledonary-node method. Planta, 2003, 216(5): 723-735 ( ) DOI: 10.1007/s00425-002-0922-2
  • Wright M.S., Williams M.W., Pierson, P.E., Carnes M.G. Initiation and propagation of Glycine max L. Merr.: Plants from tissue-cultured epicotyls. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 1987, 8(1): 83-90 ( ) DOI: 10.1007/BF00040735
  • Murashige T., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiologia Plantarum, 1962, 15: 473-497 ( ) DOI: 10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x
  • Высоцкий Д.А., Стрельникова С.Р., Ефремова Л.Н., Ветчинкина Е.М., Бабаков А.В., Комахин Р.А. Структурно-функциональный анализ нового растительного промотора pro-SmAMP1 из Stellaria media. Физиология растений, 2016, 63(5): 705-715 ( ) DOI: 10.7868/S0015330316050183
  • Weigel D., Glazebrook J. Transformation of Agrobacterium using electroporation. Cold Spring Harb. Protoc., 2006, 7: pdb.prot4665 ( ) DOI: 10.1101/pdb.prot4665
  • Bertani G. Studies on lysogenesis. I. The mode of phage liberation by lysogenic Escherichia coli. J. Bacteriol., 1951, 62: 293-300.
  • Komakhin R.A., Komakhina V.V., Milyukova N.A., Goldenkova-Pavlova I.V., Fadina O.A., Zhuchenko A.A. Transgenic tomato plants expressing recA and NLS-recA-licBM3 genes as a model for studying meiotic recombination. Russ. J. Genet., 2010, 46(12): 1635-1644 ( ) DOI: 10.1134/S1022795410120069
  • Enikeev A.G., Kopytina T.V., Maximova L.A., Nurminskaya Yu.V., Shafikova T.N., Rusaleva T.M., Fedoseeva I.V., Shvetsov S.G. Physiological consequences of genetic transformation: result of target gene expression or stress reaction? Journal of Stress Physiology & Biochemistry, 2015, 11(2): 64-72.
  • Cassells A.C., Curry R.F. Oxidative stress and physiological, epigenetic and genetic variability in plant tissue culture: implications for micropropagators and genetic engineers. Plant Cell Tiss. Organ Cult., 2001, 64(2-3): 145-157 ( ) DOI: 10.1023/A:1010692104861
  • Халилуев М.Р., Харченко П.Н., Долгов С.В. Генетическая трансформация томата (Solanum lycopersicum L.) генами защитных хитин-связывающих белков и антимикробных пептидов. Известия ТСХА, 2010, 6: 75-83.
  • Ushchapovskii I.V., Lemesh V.V., Bogdanova M.V., Guzenko E.V. Particularity of breeding and perspectives on the use of molecular genetic methods in flax (Linum usitatissimum L.) genetics and breeding research (review). Sel’skokhozyaistvennaya biologiya , 2016, 51(5): 602-616 ( ) DOI: 10.15389/agrobiology.2016.5.602eng
Еще
Статья научная
QR-код для установки приложения SciUp Наведите камеру и скачайте бесплатное приложение SciUp