Эффективность использования комбинаций сахаридов в средах для криоконсервации спермы петухов

Автор: Силюкова Ю.Л., Станишевская О.И., Плешанов Н.В., Курочкин А.А.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Селекция и репродукция

Статья в выпуске: 6 т.55, 2020 года.

Бесплатный доступ

Различные комбинации сахаридов могут обеспечить эффективную защиту семени во время цикла замораживания/оттаивания. До настоящего времени дисахарид мальтоза не использовался в качестве компонента среды для криоконсервации семени петухов. Поскольку мальтоза не участвует в углеводном обмене сперматозоидов, есть предположение о ее роли в укреплении структуры гликокаликса. В представленной работе впервые доказана эффективность использования мальтозы в сочетании с фруктозой в составе разбавителя для повышения оплодотворяющей способности заморожено-оттаянного семени петухов. Целью работы было определение оптимальной концентрации мальтозы в составе разбавителя для замораживания семени петухов в возрасте 44-50 нед и установление сроков сохранения функциональной полноценности заморожено-оттаянного семени в половых путях курицы. Эксперимент проводился в ЦКП «Генетическая коллекция редких и исчезающих пород кур» (ВНИИГРЖ) на курах ( Gallus gallus L.) породы русская белая (♂ n = 10, ♀ n = 30) в возрасте 44-50 нед. Сперму получали методом абдоминального массажа. Оценивали три варианта сред для криоконсервации семени с различным соотношением сахаридов: Mal-10 (фруктоза 0,72 %, мальтоза 0,166 %), Mal-20 (фруктоза 0,64 %, мальтоза 0,326 %) и ЛКС-контроль (Ленинградская криозащитная среда) (фруктоза 0,8 %, мальтоза 0 %). Разбавленные образцы семени охлаждали с 18 до 5 °C в течение 40 мин. Затем к каждому образцу добавляли диметилацетамид до конечной концентрации 6 %. Образцы инкубировали при 5 °C в течение 1 мин. Гранулы замораживали, накапывая семя в жидкий азот. Замороженное семя хранили в жидком азоте в течение 30 сут. Гранулы размораживали по fast-протоколу при 60 °С. Двигательную активность заморожено-оттаянных сперматозоидов оценивали в каждом экстендере с помощью визуализирующей системы CASA (сomputer-assisted sperm analysis). Для искусственного осеменения отобрали виргинных кур в возрасте 46-50 нед ( n = 30, по n = 10 в каждой опытной группе). Кур осеменяли интравагинально разовыми суточными дозами 0,04-0,07 мл заморожено-оттаянного семени: в течение первых 2 сут по одному осеменению, затем одно осеменение каждые 2 сут. Яйца для инкубации собирали ежедневно в течение 9 сут, начиная со следующего дня после первого осеменения. Яйца ( n = 239) инкубировали 6 сут для оценки фертильности. Яйца, собранные в каждой экспериментальной группе на 5-е, 10-е и 15-е сут после последнего осеменения, разбивали и оценивали оплодотворенность по наличию бластодиска. Динамику функционального состояния заморожено-оттаянных сперматозоидов в половых путях кур определяли на 5-е, 10-е и 15-е сут от последнего осеменения. В вителлиновой мембране подсчитывали отверстия - точки взаимодействия со сперматозоидами. Было обнаружено повышение общей доли оплодотворенных яиц при использовании заморожено-оттаянного семени в группах Mal-10 (92,6 %) и Mal-20 (86,3 %) по сравнению с группой ЛКС-контроль (74,7 %), а также увеличение продолжительности функциональной полноценности сперматозоидов в половых путях кур в течение 5 сут. По прогрессивной подвижности сперматозоидов (целостности кинетического аппарата) группы не различались, при этом функциональная полноценность, оцененная по числу взаимодействий с вителлиновой мембраной, существенно разнилась. Она была значительно выше при использовании экспериментальных сред Mal-10 (67,0 шт/см2) и Mal-20 (110,7 шт/см2) по сравнению с контролем (40,1 шт/см2). Наилучшие показатели фертильности сперматозоидов отмечали в группе Mal-20: даже на 15-е сут после последнего осеменения оплодотворяющая способность заморожено-оттаянного семени составляла 20 %. Согласно составленному уравнению регрессии, для приемлемой оплодотворенности яиц (не менее 80 %) достаточна такая функциональная полноценность заморожено-оттаянных сперматозоидов, при которой число точек взаимодействия с вителлиновой мембраной желтка составляет не менее 60 шт/см2. Это было достигнуто при использовании экспериментального разбавителя с 0,326 г мальтозы на 100 мл. Полученные результаты открывают перспективы использования криоконсервированного семени птицы как для сохранения генофонда, так и в селекционных программах.

Еще

Петухи, сперма, фертильность, криоконсервация, разбавитель, мальтоза, вителлиновая мембрана

Короткий адрес: https://sciup.org/142229446

IDR: 142229446   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2020.6.1148rus

Список литературы Эффективность использования комбинаций сахаридов в средах для криоконсервации спермы петухов

  • Thélie A., Bailliard A., Seigneurin F., Zerjal T., Tixier-Boichard M., Blesbois E. Chicken semen cryopreservation and use for the restoration of rare genetic resources. Poultry Science, 2018, 98(1): 447-455 (doi: 10.3382/ps/pey360).
  • Силюкова Ю., Станишевская О., Дементьева Н. Современное состояние проблемы сохранения генетических ресурсов сельскохозяйственных птиц in vitro. Вавиловский журнал генетики и селекции, 2020, 24(2): 176-184 (doi: 10.18699/VJ20.611).
  • Di lorio M., Rusco G., Iampietro R., Colonna M.A., Zaniboni L., Cerolini S., Iaffaldano N. Finding an effective freezing protocol for turkey semen: benefits of ficoll as non-permeant cryo-protectant and 1:4 as dilution rate. Animals, 2020, 10(3): 421 (doi: 10.3390/ani10030421).
  • Peláez J., Long J.A. Characterizing the glycocalyx of poultry spermatozoa: II. In vitro storage of Turkey semen and mobility phenotype affects the carbohydrate component of sperm membrane glycoconjugates. Journal of Andrology, 2008, 29(4): 431-439 (doi: 10.2164/jandrol.107.004259).
  • Salehi M., Mahdavi A.H., Sharafi M., Shahverdi A. Cryopreservation of rooster semen: evidence for the epigenetic modifications of thawed sperm. Theriogenology, 2020, 142: 15-25 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2019.09.030).
  • Silyukova Y., Pleshanov N., Stanishevskaya O. The influence membranes damage and activity of roosters' sperm on the fertilization of eggs when using cured cryopreserved sperm. Reproduction in Domestic Animals, 2019, 54(S3): 101 (doi: 10.1111/rda.13528).
  • Partyka A., Lukaszewicz E., Nizañski W. Flow cytometric assessment of fresh and frozen-thawed Canada goose (Branta canadensis) semen. Theriogenology, 2011, 76(5): 843-850 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2011.04.016).
  • Huebinger J., Han H.-M., Hofnagel O., Vetter I.R., Bastiaens P.I.H., Grabenbauer M. Direct measurement of water states in cryopreserved cells reveals tolerance toward ice crystallization. Biophysical Journal, 2016, 110(4): 840-849 (doi: 10.1016/j.bpj.2015.09.029).
  • Askarianzadeh Z., Sharafi M., Torshizi M.A.K. Sperm quality characteristics and fertilization capacity after cryopreservation of rooster semen in extender exposed to a magnetic field. Animal Reproduction Science, 2018, 198: 37-46 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2018.08.043).
  • Zaniboni L., Cassinelli C., Mangiagalli M.G., Gliozzi T.M., Cerolini S. Pellet cryopreservation for chicken semen: effects of sperm working concentration, cryoprotectant concentration, and equilibration time during in vitro processing. Theriogenology, 2014, 82(2): 251-258 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2014.04.007).
  • Fattah A., Sharafi M., Masoudi R., Shahverdi A., Esmaeili V., Najafi A. L-Carnitine in rooster semen cryopreservation: flow cytometric, biochemical and motion findings for frozen-thawed sperm. Cryobiology, 2017, 74: 148-153 (doi: 10.1016/j.cryobiol.2016.10.009).
  • Amini M.R., Kohram H., Zare-Shahaneh A., Zhandi M., Sharideh H., Nabi M.M. The effects of different levels of catalase and superoxide dismutase in modified Beltsville extender on rooster post-thawed sperm quality. Cryobiology, 2015, 70(3): 226-232 (doi: 10.1016/j.cryobiol.2015.03.001).
  • Najafi A., Taheri R.A., Mehdipour M., Farnoosh G., Martínez-Pastor F. Lycopene-loaded nanoliposomes improve the performance of a modified Beltsville extender broiler breeder roosters. Animal Reproduction Science, 2018, 195: 168-175 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2018.05.021).
  • Thananurak P., Chuaychu-noo N., Thélie A., Phasuk Y., Vongpralub T., Blesbois E. Different concentrations of cysteamine, ergothioneine, and serine modulate quality and fertilizing ability of cryopreserved chicken sperm. Poultry Science, 2020, 99(2): 1185-1198 (doi: 10.1016/j.psj.2019.10.040).
  • Thananurak P., Chuaychu-Noo N., Thélie A., Phasuk Y., Vongpralub T., Blesbois E. Sucrose increases the quality and fertilizing ability of cryopreserved chicken sperms in contrast to raffi-nose. Poultry Science, 2019, 98(9): 4161-4171 (doi: 10.3382/ps/pez196).
  • Lotfi S., Mehri M., Sharafi M., Masoudi R. Hyaluronic acid improves frozen-thawed sperm quality and fertility potential in rooster. Animal Reproduction Science, 2017, 184: 204-210 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2017.07.018).
  • Donoghue A.M., Wishart G.J. Storage of poultry semen. Animal Reproduction Science, 2000, 62(1-3): 213-232 (doi: 10.1016/s0378-4320(00)00160-3).
  • Mavrodina T., Stanishevskaya O., Cherepanov S., Silyukova Y. Influence of osmolality of the media for dilution and cryopreservation of turkey toms' sperm on fertilization ability of thawed sperm. Reproduction in Domestic Animals, 2018, 53(Suppl. 2): 164.
  • Gloria A., Toscani T., Robbe D., Parrillo S., De Amicis I., Contri A. Cryopreservation of turkey spermatozoa without permeant cryoprotectants. Animal Reproduction Science, 2019, 211: 106-218 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2019.106218).
  • Shahverdi A., Sharafi M., Gourabi H., Yekta A.A., Esmaeili V., Sharbatoghli M., Janzamin E., Hajnasrollahi M., Mostafayi F. Fertility and flow cytometric evaluations of frozen-thawed rooster semen in cryopreservation medium containing low-density lipoprotein. Theriogenology, 2015, 83(1): 78-85 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2014.07.044).
  • Mosca F., Madeddu M., Sayed A.A., Zaniboni L., Iaffaldano N., Cerolini S. Data on the positive synergic action of dimethylacetamide and trehalose on quality of cryopreserved chicken sperm. Data in Brief, 2019, 9: 1118-1121 (doi: 10.1016/j.dib.2016.11.059).
  • Menezes G.F.O., Bittencourt R.F., Ribeiro Filho A.L., Cardoso F.L., Silva M.A.A., Santos E.S. Dimetilacetamida associada ou nao ao glicerol para criopreservaijao de semen ovino [Dimethylacetamide associated or not to glycerol for criopreservation of sheep semen]. Ciencia Animal Bra-sileir, 2018, 19: e-48026 (doi: 10.1590/1809-6891v19e-48026).
  • Xi M.D., Li P., Du H., Qiao X.M., Liu Z.G., Wei Q.W. Disaccharide combinations and the expression of enolase3 and plasma membrane Ca2+ ATPase isoform in sturgeon sperm cryopreservation. Reproduction in Domestic Animals, 2018, 53(2): 472-483 (doi: 10.1111/rda.13134).
  • Yildiz C., Kaya A., Aksoy M., Tekeli T. Influence of sugar supplementation of the extender on motility, viability and acrosomal integrity of dog spermatozoa during freezing. Theriogenology, 2000, 54(4): 579-585 (doi: 10.1016/S0093-691X(00)00373-3).
  • Golshahi K., Aramli M.S., Nazari R.M., Habibi H. Disaccharide supplementation of extenders is an effective means of improving the cryopreservation of semen in sturgeon. Aquaculture, 2018, 486: 261-265 (doi: 10.1016/j.aquaculture.2017.12.045).
  • Khiabani A.B., Moghaddam G., Kia H.D. Effects of adding different levels of glutamine to modified Beltsville extender on the survival of frozen rooster semen. Animal Reproduction Science, 2017, 184: 172-177 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2017.07.013).
  • Burrows W.A., Quinn J. P. A method of obtaining spermatozoa from the domestic fowl. Poultry Science, 1935, 14(4): 251-254.
  • Целютин К.В., Тур Б.К. Искусственное осеменение и криоконсервация спермы сельскохозяйственной птицы (петухи, индюки, гусаки, селезни). СПб—Пушкин, 2013.
  • Попов И.И. Вопросы искусственного осеменения домашних птиц. СПб—Пушкин, 2000.
  • Bakst M., Eastridge J., Malecki I. The inner perivitelline layer sperm hole assay: use of filter paper rings for the isolation of the perivitelline layer overlying the germinal disc and new observations on its morphology. Journal of Applied Poultry Research, 2014, 23(1): 121-128 (doi: 10.3382/japr.2013-00873). '
  • Pleshanov N., Stanishevskaya O. Evaluation of the cocks spermatozoa membranes' damaging during cryopreservation with use of Sperm VitalStain colorant. Reproduction in Domestic Animals, 2018, 53(S2): 183.
  • Tecle E., Gagneux P. Sugar-coated sperm: unraveling the functions of the mammalian sperm glycocalyx. Mol. Reprod. Dev., 2015, 82(9): 635-650 (doi: 10.1002/mrd.22500).
  • Long J.A. Avian semen cryopreservation: what are the biological challenges? Poultry Science, 2006, 85(2): 232-236 (doi: 10.1093/ps/85.2.232).
  • Ponglowhapan S., Essen-Gustavsson B., Forsberg C.L. Influence of glucose and fructose in the extender during long-term storage of chilled canine semen. Theriogenology, 2004, 62(8): 14981517 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2004.02.014).
  • Okano T., Murase T., Yayota C., Komatsu T., Miyazawa K., Asano M., Tsubota T. Characteristics of captive Japanese black bears (Ursus thibetanus japonicus) semen collected by electroejac-ulation with different voltages for stimulation and frozen-thawed under different conditions. Animal Reproduction Science, 2006, 95(1-2): 134-143 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2005.10.002).
  • Naing S.W., Wahid H., Mohd Azam K., Rosnina Y., Zuki A.B., Kazhal S., Bukar M.M., Thein M., Kyaw T., San M.M. Effect of sugars on characteristics of Boer goat semen after cryopreservation. Animal Reproduction Science, 2010, 122(1-2): 23-28 (doi: 10.1016/j.anireprosci.2010.06.006).
  • Rakha B.A., Ansari M.S., Akhter S., Akhter A., Blesbois E., Santiago-Moreno О. Effect of di-methylformamide on sperm quality and fertilizing ability of Indian red jungle fowl (Gallus gallus murghi). Theriogenology, 2020, 149: 55-61 (doi: 10.1016/j.theriogenology.2020.03.023).
  • Феофилова Е.П., Усов А.И., Мысякина И.С., Кочкина Г.А. Трегалоза: особенности химического строения, биологические функции и практическое значение. Микробиология, 2014, 83(3): 271-283 (doi: 10.7868/S0026365614020074).
  • Ganatsios V., Koutinas A.A., Bekatorou A., Kanellaki M., Nigam P. Promotion of maltose fermentation at extremely low temperatures using a cryotolerant Saccharomyces cerevisiae strain immobilized on porous cellulosic material. Enzyme and Microbial Technology, 2014, 66: 56-59 (doi: 10.1016/j.enzmictec.2014.08.007).
  • Golshahi K., Aramli M.S., Nazari R.M., Habibi E. Disaccharide supplementation of extenders is an effective means of improving the cryopreservation of semen in sturgeon. Aquaculture, 2018, 486: 261-265 (doi: 10.1016/j.aquaculture.2017.12.045).
  • Harris C.C., Wilcox F.H. The carbohydrate metabolism of chicken semen. Poultry Science, 1962, 41(2): 409-416 (doi: 10.3382/ps.0410409).
Еще
Статья научная