Экспрессия гена а-амилазы Stamy23 в фотосинтезирующих и нефотосинтезирующих тканях растений у сортов картофеля Solanum tuberosum L

Экспрессия гена а-амилазы Stamy23 в фотосинтезирующих и нефотосинтезирующих тканях растений у сортов картофеля Solanum tuberosum L

Автор: Кулакова А.В., Мелешин А.А., Щенникова А.В., Кочиева Е.З.

Журнал: Сельскохозяйственная биология @agrobiology

Рубрика: Генетика и геномика

Статья в выпуске: 5 т.56, 2021 года.

Бесплатный доступ

Картофель ( Solanum tuberosum L.) - четвертая по значимости сельскохозяйственная культура после зерновых. У растения картофеля почти в каждой ткани содержится крахмал, регуляция метаболизма и физиологическая роль которого зависят от типа ткани, стадии развития растения и внешних факторов. Гидролиз крахмала катализируется α- (AMY) и β- (BAM) амилазами. Посредством деградации цитозольного фитогликогена амилаза StAmy23 регулирует холодовое осахаривание и состояние физиологического покоя клубней картофеля. Немногочисленные имеющиеся исследования StAmy23 сосредоточены на активности гена в клубнях картофеля, в том числе в ответ на холодовой стресс. В настоящей работе впервые определен паттерн экспрессии гена StAmy23 в фотосинтезирующих и нефотосинтезирующих органах растений картофеля трех сортов, различающихся содержанием крахмала в клубнях, - Gala (среднеранний) и Saturna (среднепоздний) (сорта зарубежной селекции) и Барин (среднеспелый российский сорт). Структурно-филогенетический анализ выявил, что ближайшими гомологами StAmy23 являются α-амилазы разных сортов картофеля и томата. Определение количества углеводов в свежесобранных клубнях исследуемых сортов выявило сходное высокое содержание крахмала у сортов Gala и Saturna, в клубнях сорта Барин этот показатель был почти в 2 раза ниже (6,3 против 11,34 мг/г ткани). Наибольшее количество редуцирующих сахаров в клубнях мы обнаружили у сорта Saturna; клубни сорта Gala содержали соответственно в 4,5 и в 24,5 раза меньше глюкозы/фруктозы, чем клубни сортов Барин и Saturna (0,016/0,000 против 0,056/0,016 и 0,217/0,175 мг/г ткани). Нами впервые определен профиль экспрессии StAmy23 не только в клубнях, стеблях и листьях, но и в других органах и тканях растения картофеля. Показан высокий уровень экспрессии гена в стеблях и ягодах. Уровень транскрипции StAmy23 в нефотосинтезирующих корнях и столонах либо соответствовал таковому в клубнях (Saturna), либо значительно превышал его (Барин и Gala). В стеблях наибольшую и наименьшую активность транскрипции StAmy23 отмечали соответственно у сортов Gala и Saturna (0,58 и 0,13). Листья и кожура характеризовались сходным и сравнительно низким уровнем экспрессии StAmy23 . Самый высокий уровень экспрессии гена StAmy23 в ягодах выявили у сорта Барин (0,29), в корнях и клубнях у сорта Gala (0,55 и 0,17) и в столонах у сортов Барин и Gala (0,31 и 0,33). Между уровнем транскрипции StAmy23 и содержанием крахмала (но не содержанием редуцирующих сахаров) в клубнях наблюдалась явная положительная зависимость. Транскрипционная активность гена StAmy23 в фотосинтезирующих тканях растений картофеля предполагает участие кодируемой им α-амилазы в гидролизе крахмала не только в запасающих, но и в вегетативных органах для поддержания физиологических процессов роста и ответа растений на стресс.

Еще

Solanum tuberosum, картофель, α-амилаза, stamy23, содержание крахмала, содержание редуцирующих сахаров, экспрессия гена

Короткий адрес: https://sciup.org/142231388

IDR: 142231388   |   DOI: 10.15389/agrobiology.2021.5.899rus

Список литературы Экспрессия гена а-амилазы Stamy23 в фотосинтезирующих и нефотосинтезирующих тканях растений у сортов картофеля Solanum tuberosum L

  • Sonnewald S., Sonnewald U. Regulation of potato tuber sprouting. Planta, 2014, 239(1): 27-38 (doi: 10.1007/s00425-013-1968-z).
  • Hou J., Liu T., Reid S., Zhang H., Peng X., Sun K., Du J., Sonnewald U., Song B. Silencing of α-amylase StAmy23 in potato tuber leads to delayed sprouting. Plant Physiology and Biochemistry, 2019, 139: 411-418 (doi: 10.1016/j.plaphy.2019.03.044).
  • Shepherd L.V.T., Bradshaw J.E., Dale M.F.B., McNicol J.W., Pont S.D.A., Mottram D.S., Davies H.V. Variation in acrylamide producing potential in potato: segregation of the trait in a breeding population. Food Chemistry, 2010, 123(3): 568-573 (doi: 10.1016/j.foodchem.2010.04.070).
  • Hou J., Zhang H., Liu J., Reid S., Liu T., Xu S., Tian Z., Sonnewald U., Song B., Xie C. Amylases StAmy23, StBAM1 and StBAM9 regulate cold-induced sweetening of potato tubers in distinct ways. Journal of Experimental Botany, 2017, 68(9): 2317-2331 (doi: 10.1093/jxb/erx076).
  • Hedhly A., Vogler H., Schmid M.W., Pazmino D., Gagliardini V., Santelia D., Grossniklaus U. Starch turnover and metabolism during flower and early embryo development. Plant Physiology, 2016, 172(4): 2388-2402 (doi: 10.1104/pp.16.00916).
  • Tang L.Y., Nagata N., Matsushima R., Chen Y.L., Yoshioka Y., Sakamoto W. Visualization of Plastids in pollen grains: involvement of FtsZ1in pollen plastid division. Plant Cell Physiology, 2009, 50(4): 904-908 (doi: 10.1093/pcp/pcp042).
  • Dong S., Beckles D.M. Dynamic changes in the starch-sugar interconversion within plant source and sink tissues promote a better abiotic stress response. Journal of Plant Physiology, 2019, 234-235: 80-93 (doi: 10.1016/j.jplph.2019.01.007).
  • Zeeman S.C., Tiessen A., Pilling E., Kato K.L., Donald A.M., Smith A.M. Starch synthesis in arabidopsis. Granule synthesis, composition, and structure. Plant Physiology, 2002, 129(2): 516-529 (doi: 10.1104/pp.003756).
  • Zeeman S.C., Smith M.C., Smith A.M. The diurnal metabolism of leaf starch. The Biochemical Journal, 2007, 401(1): 13-28 (doi: 10.1042/BJ20061393).
  • Benkeblia N., Alexopoulos A.A., Passam H.C. Physiology and biochemistry regulation of dormancy and sprouting in potato tuber (Solanum tuberosum L.). Fruit, Vegetable and Cereal Science and Biotechnology, 2008, 2: 54-68.
  • Thalmann M., Santelia D. Starch as a determinant of plant fitness under abiotic stress. The New Phytologist, 2017, 214(3): 943-951 (doi: 10.1111/nph.14491).
  • MacNeill G.J., Mehrpouyan S., Minow M.A., Patterson J.A., Tetlow I.J., Emes M.J. Starch as a source, starch as a sink: the bifunctional role of starch in carbon allocation. Journal of Experimental Botany, 2017, 68(16): 4433-4453 (doi: 10.1093/jxb/erx291).
  • Preiss J. Regulation of the biosynthesis and degradation of starch. Annual Reviews of Plant Physiology, 1982, 33: 431-454.
  • Solomos T., Mattoo A.K. Starch-sugar metabolism in potato (Solanum tuberosum) tubers in response to temperature variations. In: Genetic improvement of Solanaceous crops.Vol. I /M.K. Razdan, A.K. Mattoo (eds.). Science Publishers, Enfield, NH, United States, 2005: 209-234.
  • Asatsuma S., Sawada C., Itoh K., Okito M., Kitajima A., Mitsui T. Involvement of α-amylase I-1 in starch degradation in rice chloroplasts. Plant & Cell Physiology, 2005, 46(6): 858-869 (doi: 10.1093/pcp/pci091).
  • Kitajima A., Asatsuma S., Okada H., Hamada Y., Kaneko K., Nanjo Y., Kawagoe Y., Toyooka K., Matsuoka K., Takeuchi M., Nakano A., Mitsui T. The rice α-amylase glycoprotein is targeted from the Golgi apparatus through the secretory pathway to the plastids. The Plant Cell, 2009, 21(9): 2844-2858 (doi: 10.1105/tpc.109.068288).
  • Yu T.S., Zeeman S.C., Thorneycroft D., Fulton D.C., Dunstan H., Lue W-L., Hegemann B., Tung S-Y., Umemoto T., Chapple A., Tsai D-L., Wang S-M., Smith A.M., Chen J., Smith S.M. α-Amylase is not required for breakdown of transitory starch in Arabidopsis leaves. The Journal of Biological Chemistry,2005, 280(11): 9773-9779 (doi: 10.1074/jbc.m413638200).
  • Glaring M.A., Baumann M.J., Abou H.M, Nakai N., Nakai H., Santelia D., Sigurskjold B.W., Zeeman S.C., Blennow A., Svensson B. Starchbinding domains in the CBM45 family — low-affinity domains from glucan, water dikinase and α-amylase involved in plastidial starch metabolism. The FEBS Journal, 2011, 278(7): 1175-1185 (doi: 10.1111/j.1742-4658.2011.08043.x).
  • Van Harsselaar J.K., Lorenz J., Senning M., Sonnewald U., Sonnewald S. Genome-wide analysis of starch metabolism genes in potato (Solanum tuberosum L.). BMC Genomics, 2017, 18(1): 37 (doi: 10.1186/s12864-016-3381-z).
  • Zhang H., Hou J., Liu J., Xie C., Song B. Amylase analysis in potato starch degradation during cold storage and sprouting. Potato Research, 2014, 57: 47-58 (doi: 10.1007/s11540-014-9252-6).
  • Wegrzyn T., Reilly K., Cipriani G., Murphy P., Newcomb R., Gardner R., MacRae E. A novel α-amylase gene is transiently upregulated during low temperature exposure in apple fruit. European Journal of Biochemistry, 2000, 267(5): 1313-1322 (doi: 10.1046/j.1432-1327.2000.01087.x).
  • Lopez-Pardo R., de Galarreta J.I.R., Ritter E. Selection of housekeeping genes for qRT-PCR analysis in potato tubers under cold stress. Molecular Breeding, 2013, 31(1): 39-45 (doi: 10.1007/s11032-012-9766-z).
  • Tang X., Zhang N., Si H., Calderón-Urrea A. Selection and validation of reference genes for RT-qPCR analysis in potato under abiotic stress. Plant Methods, 2017, 13: 85 (doi: 10.1186/s13007-017-0238-7).
  • Slugina M.A., Shchennikova A.V., Kochieva E.Z. The expression pattern of the Pho1a genes encoding plastidic starch phosphorylase correlates with the degradation of starch during fruit ripening in green-fruited and red-fruited tomato species. Functional Plant Biology, 2019, 46(12): 1146-1157 (doi: 10.1071/FP18317).
  • Слугина М.А., Филюшин М.А., Мелешин А.А., Щенникова А.В., Кочиева Е.З. Различия в экспрессии гена ингибитора амилаз SbAI при длительном низкотемпературном хранении клубней и кратковременном холодовом стрессе у картофеля. Генетика, 2020, 56(3): 361-365 (doi: 10.31857/S0016675820030169).
  • Liu X., Cheng S., Liu J., Oua Y., Song B., Zhang C., Lin Y., Li X.-Q., Xie C. The potato protease inhibitor gene, St-Inh, plays roles in the cold-induced sweetening of potato tubers by modulating invertase activity. Postharvest Biology and Technology, 2013, 86: 265-271 (doi: 10.1016/j.postharvbio.2013.07.001).
  • Mckenzie M.J., Chen R.K., Harris J.C., Ashworth M.J., Brummell D.A. Post-translational regulation of acid invertase activity by vacuolar invertase inhibitor affects resistance to cold-induced sweetening of potato tubers. Plant, Cell & Environment, 2013, 36(1): 176-185 (doi: 10.1111/j.1365-3040.2012.02565.x).
  • Zhang H., Liu J., Hou J., Yao Y., Lin Y., Ou Y., Song B., Xie C. The potato amylase inhibitor gene SbAI regulates cold-induced sweetening in potato tubers by modulating amylase activity. Plant Biotechnology Journal, 2014, 12(7): 984-993 (doi: 10.1111/pbi.12221).
  • Slugina M.A., Shchennikova A.V., Kochieva E.Z. TAI vacuolar invertase orthologs: the interspecific variability in tomato plants (Solanum section Lycopersicon). Molecular Genetics and Genomics, 2017, 292(5): 1123-1138 (doi: 10.1007/s00438-017-1336-y).
  • Peyrot des Gachons C., Breslin P.A. Salivary amylase: digestion and metabolic syndrome. Current Diabetes Reports, 2016, 16(10): 102 (doi: 10.1007/s11892-016-0794-7).
  • Braun D.M., Wang L., Ruan Y.L. Understanding and manipulating sucrose phloem loading, unloading, metabolism, and signalling to enhance crop yield and food security. Journal of Experimental Botany, 2014, 65(7): 1713-1735 (doi: 10.1093/jxb/ert416).
  • Slugina M.A., Shchennikova A.V., Meleshin A.A., Kochieva E.Z. Homologs of vacuolar invertase inhibitor INH2 in tuber-bearing wild potato species and Solanum tuberosum: gene polymorphism and co-expression with saccharolytic enzyme genes in response to cold stress. Scientia Horticulturae, 2020, 269: 109425 (doi: 10.1016/j.scienta.2020.109425).
  • Slugina M.A., Shchennikova A.V., Kochieva, E.Z. Differences in the sucrose synthase gene SUS1 expression pattern between Solanum lycopersicum and wild tomato species. Theoretical and Experimental Plant Physiology, 2019, 31: 455-462 (doi: 10.1007/s40626-019-00158-6).
  • Cook F.R., Fahy B., Trafford K. A rice mutant lacking a large subunit of ADP-glucose pyrophosphorylase has drastically reduced starch content in the culm but normal plant morphology and yield. Functional Plant Biology, 2012, 39(12): 1068-1078 (doi: 10.1071/FP12186).
  • Okamura M., Hirose T., Hashida Y., Ohsugi R., Aoki N. Suppression of starch synthesis in rice stems splays tiller angle due to gravitropic insensitivity but does not affect yield. Functional Plant Biology, 2015, 42(1): 31-41 (doi: 10.1071/FP14159).
  • Graf A., Smith A.M. Starch and the clock: the dark side of plant productivity. Trends in Plant Science, 2011, 16(3): 169-175 (doi: 10.1016/j.tplants.2010.12.003).
  • Sulpice R., Pyl E.T., Ishihara H., Trenkamp S., Steinfath M., Witucka-Wall H., Gibon Y., Usadel B., Poree F., Piques M.C., Von Korff M., Steinhauser M.C., Keurentjes J.J.B., Guenther M., Hoehne M., Selbig J., Fernie A.R., Altmann T., Stitt M. Starch as a major integrator in the regulation of plant growth. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2009, 106(25): 10348-10353 (doi: 10.1073/pnas.0903478106).
Еще
Статья научная
QR-код для установки приложения SciUp Наведите камеру и скачайте бесплатное приложение SciUp